Все эксперименты на животных проводились в соответствии с рекомендациями ARRIVE. Исследование было одобрено Комитетом по этике компании Sichuan Scientist Biotechnology Co., Ltd. (IACUC ISSUE SYST-2024-011). Подробный график проведения экспериментов, обобщающий дизайн исследования, представлен в Дополнительный рисунок 1.
Подготовка и обработка животных
Мышей глубоко наркотизировали путем ингаляции 2% изофлурана. В состоянии глубокого наркоза проводили забор крови путем ретроорбитальной энуклеации. Сразу после забора крови выполняли энуклеацию глазных яблок для получения тканей сетчатки. Затем, для обеспечения эвтаназии, проводили вывих шейного позвонка в состоянии глубокого наркоза. После этого незамедлительно извлекали ткани толстой кишки. Животные с неблагоприятными явлениями были оперативно исключены из исследования и получили соответствующую ветеринарную помощь.
Рандомизация и ослепление
Самцов мышей линии C57BL/6 в возрасте 5 недель и массой от 20 до 30 граммов содержали в строго регулируемых условиях, включая температуру и влажность. После одной недели акклиматизации мышей C57BL/6 случайным образом распределили по трем группам (контрольная группа, группа модели и группа вмешательства), используя последовательность случайных чисел, сгенерированную компьютером. Последовательность рандомизации была создана исследователем, который не принимал участия в работе с животными или оценке результатов.
Для обеспечения ослепления весь уход за животными, введение препаратов и сбор данных осуществлялись исследователями, не знавшими о распределении по группам. Коды распределения по группам были раскрыты только после завершения всех экспериментов и статистического анализа. Ослепление применялось к: технику, выполнявшему пероральное зондирование; патологоанатому, оценивавшему гистологию сетчатки; и аналитику, количественно определявшему интенсивность полос вестерн-блоттинга (WB).
Расчет размера выборки
Размер выборки был определен на основании предварительного эксперимента по подсчету ганглионарных клеток сетчатки (RGC) при тех же экспериментальных условиях. При допущении двустороннего уровня значимости (α) 0,05 и статистической мощности (1-β) 0,80 для обнаружения клинически значимого различия в количестве RGC между модельной и интервенционной группами требовалось минимум 5 мышей в каждой группе. С учетом потенциального процента выбывания примерно 20%, размер каждой группы был установлен в количестве 6 мышей.
Создание моделей диабета у животных
Группа контроля получала стандартный рацион, в то время как группам вмешательства и модели в течение четырех недель давали диету с высоким содержанием жиров и сахаров (HFHSD). По окончании этого периода группам вмешательства и модели вводили внутрибрюшинно 1% раствор стрептозотоцина (STZ) в дозе 35 mg/kg17,18,19,20. Через семьдесят два часа после инъекции мыши с уровнем глюкозы в крови натощак выше 16.7 mmol/L считались имеющими успешно индуцированную модель сахарного диабета (СД) и были отобраны для дальнейших экспериментов. Животным с СД продолжали давать диету с высоким содержанием жиров и сахаров в течение следующих четырех месяцев, в то время как группа контроля оставалась на стандартном рационе.
Таксономическая валидация и оценка качества
Восемь ингредиентов в составе QMG были таксономически валидированы с помощью системы Modernized Plant Names Search (MPNS, http://mpns.kew.org/mpns-portal/). Качество отчетности о составе QMG оценивали с помощью инструмента ConPhYMP.
Методы введения
Животным в группе вмешательства перорально вводили QMG. Препарат QMG был приобретен у компании Zhejiang Sansheng Mandi Pharmaceutical Co., Ltd. (номер одобрения препарата в КНР Z20090036). Суспензию QMG готовили путем равномерного смешивания QMG с дистиллированной водой. Мышам в группе вмешательства вводили суспензию с помощью перорального зондирования в объеме, эквивалентном объему для модельной и контрольной групп. Дозировка была рассчитана на основе клинической разовой терапевтической дозы 4,5 g на 60 kg взрослого человека (стандартная единичная доза коммерческого препарата) с использованием метода нормализации по площади поверхности тела (BSA), рекомендованного FDA и Reagan-Shaw21. Коэффициент пересчета между взрослыми людьми (Km = 37) и мышами (Km = 3) составил 12,33, что соответствует дозе для мышей 0,9 g/kg массы тела. Животные в модельной и контрольной группах получали эквивалентный объем физиологического раствора путем перорального зондирования. Введение препарата проводили ежедневно с 9:00 до 11:00 в течение 3 месяцев подряд.
Показатели наблюдения и тестирования
Общий мониторинг показателей жизненно важных функций
Общие показатели жизненно важных функций и физиологические индикаторы, включая массу тела, уровень глюкозы в крови, потребление воды и корма, диурез, уровень активности и поведение, температуру тела, а также состояние шерсти и кожи, систематически наблюдались и фиксировались для комплексной оценки терапевтического воздействия и выявления возможных осложнений.
Наблюдение морфологических изменений в сетчатке с помощью анализа окрашивания гематоксилином и эозином
Все образцы после фиксации обрабатывали в автоматическом дегидраторе, используя серию растворов этанола и ксилола, с последующей заливкой в парафин. Затем нарезали парафиновые срезы толщиной 4 µm, окрашивали их гематоксилином и эозином (HE) и заключали в нейтральный канадский бальзам. Изображения сетчатки сканировали с помощью сканера 3DHISTECH Pannoramic SCAN. Анализ изображений и измерение данных выполняли с помощью программы Image-Pro Plus.
Определение уровней IL-6, TNF-α и IL-1β в сыворотке крови методом ИФА
Образцы крови собирали путем ретроорбитальной энуклеации. Сыворотку отделяли центрифугированием при 1,000 × g в течение 15 мин при 4 °C и хранили при -80 °C до проведения анализа. Уровни IL‑1β, IL‑6 и TNF‑α в сыворотке определяли по стандартным процедурам, включающим уравновешивание реагентов, внесение образцов, инкубацию, промывку, добавление конъюгата и субстрата, остановку реакции, измерение оптической плотности и расчет концентрации по стандартной кривой. Оптическую плотность измеряли при 450 nm с помощью микропланшетного ридера, а концентрации цитокинов рассчитывали по стандартным кривым.
Определение ключевых регуляторных белков в сетчатке и толстой кишке с помощью вестерн-блоттинга
Три независимых биологических повтора были выполнены на одной мембране, которую последовательно инкубировали с антителами к целевым белкам. Все повторы были получены из одной когорты животных, забитых одновременно. В случаях, когда молекулярная масса целевого белка была слишком близка к массе GAPDH (<(разница в 5 кДа), их анализировали на разных мембранах, чтобы избежать перекрытия сигналов. Каждая мембрана зондировалась исключительно либо на целевой белок, либо на GAPDH для обеспечения точного количественного определения. Использовались следующие первичные антитела: GAPDH поликлональный антитело (1:5000), поликлональное антитело к CMKLR1 (1:1000), поликлональное антитело к Wnt5a (1:1000), поликлональное антитело к TP53 (1:1000), моноклональное антитело к AP-1 (1:5000) и антитело к PPAR гамма (PPAR-γ) поликлональные антитела (1:1000). Общие белки получали путем лизиса клеток с последующим центрифугированием. Концентрации белков определяли с помощью анализа BCA. Экстрагированные белки разделяли методом SDS-PAGE с использованием разделяющего геля с концентрацией 12%, после чего переносили на мембраны. Мембраны блокировали в буфере TBST с добавлением 5% обезжиренного молока и инкубировали с соответствующими первичными антителами в течение ночи при 4 °CПосле промывки мембраны инкубировали с конъюгированными с HRP вторичными антителами к кролику или мыши в разведении 1:10 000. В завершение визуализацию и анализ белковых полос проводили с помощью хемилюминесцентной визуализации. При визуализации и обработке данных блоты обрезали по горизонтали для удаления областей с нерелевантным молекулярным весом; при этом все дорожки образцов были сохранены без удаления участков между ними. При обрезке нерелевантных областей геля могли возникнуть незначительные искажения краев.
Определение состава микробиоты кишечника с помощью анализа секвенирования 16S рДНК
Перед проведением терминальных процедур у каждой мыши собирали свежие образцы фекалий. Мышей individually помещали в стерильные клетки на 10–15 min для спонтанной дефекации. Фекальные гранулы немедленно собирали стерильным пинцетом, переносили в стерильные пробирки объемом 1.5 mL, подвергали мгновенной заморозке в жидком азоте и хранили при -80 °C до экстракции ДНК. Все процедуры проводились в стерильных условиях для минимизации перекрестного загрязнения. Интервал между дефекацией и замораживанием составлял не более 10 min для обеспечения сохранности микробного состава. Образцы геномной ДНК (гДНК) фекалий очищали с использованием набора для экстракции Fecal gDNA, после чего проводили амплификацию полноразмерного гена 16S рДНК методом полимеразной цепной реакции (ПЦР) с универсальными праймерами 8F (5’-AGAGTTTGATCATGGCTCAG-3’) и 1492R (5’-CGGTTACCTTGTTACGACTT-3’). Продукты ПЦР затем анализировали с помощью электрофореза в агарозном геле, очищали и количественно определяли для последующего использования. Высокопроизводительное секвенирование проводили на секвенаторе Nanopore GridION. Процесс анализа данных включал бейсколлинг, контроль качества данных, аннотацию видов, построение филогенетического дерева, анализ сообщества, анализ альфа- и бета-разнообразия, анализ дифференциально представленных видов и прогнозирование функций сообщества. В ходе анализа использовались различные инструменты и базы данных, такие как NanoFilt, Usearch, язык программирования R, Python и база данных SILVA.
Корреляционный анализ оси «кишечник — сетчатка» с системным воспалением и многоуровневым составом микробиоты кишечника
Для изучения потенциальных взаимосвязей между многоуровневым составом микробиоты кишечника, воспалительными цитокинами сыворотки и ключевыми регуляторными белками был проведен корреляционный анализ с использованием платформы Luoning Bio-Cloud. Сначала из результатов секвенирования были извлечены данные об обилии видов на уровнях царства, типа, класса, порядка, семейства, рода и вида. Физико-химические факторы, включая уровни воспалительных цитокинов сыворотки и экспрессию белков, были собраны в файл факторов окружающей среды. Для обеспечения достоверности и визуализации корреляций данные прошли процедуру нормализации, чтобы устранить различия в масштабах между обилием микроорганизмов и единицами клинических измерений. Были рассчитаны коэффициенты корреляции (R-значения) и соответствующие уровни значимости (P-значения). Результаты были визуализированы с помощью тепловой карты корреляций, где цветовые градиенты указывают на силу и направление корреляции (красный цвет — положительная корреляция, синий цвет — отрицательная корреляция), а звездочки (**) обозначают статистическую значимость (P < 0,01).
Статистические методы
Весь статистический анализ и визуализация данных выполнялись с помощью GraphPad Prism. Для данных с нормальным распределением для сравнения средних значений использовался t-критерий. В случаях отклонения данных от нормального распределения применялся критерий Краскела — Уоллиса. Для анализа взаимосвязей между переменными использовалась корреляция Спирмена или Пирсона. Все статистические тесты были двусторонними, уровень статистической значимости был установлен на уровне 0,05.