Одобренние этического комитета и информированное согласие на участие
Экспериментальные протоколы, включающие животных, были одобрены Этическим комитетом компании Scientist Biotechnology Co., Ltd. (Номер этического одобрения: SYST-2024-014) в соответствии с требованиями ARRIVE 2.0 и Руководством NIH по уходу за лабораторными животными и их использованию. Этический комитет провинциальной больницы Сычуаня выдал разрешение на этическое использование клинических образцов человека в in vitro экспериментах (Номер этического одобрения: 2024103). От всех доноров тканей было получено информированное согласие. Все коммерческие сведения о реагентах и оборудовании, использованных в данном исследовании, приведены в Таблице материалов.
Построение модели АА у мышей C3H/HeJ и введение AMG
На основании предыдущих литературных данных модель АА у мышей C3H/HeJ была индуцирована и подвергнута лечению AMG38,39. Вкратце, тридцать самок мышей C3H/HeJ (возрастом 6–8 недель) прошли однинедельный период акклиматизации, после чего были случайным образом распределены на пять различных групп: контрольную, АА, AMG-L, AMG-M и AMG-H. За исключением контрольной группы, модель АА в остальных четырёх группах была создана путём нанесения 0,05 г крема имиквимода на кожу спины мышей. Нанесение проводили три раза в неделю, в общей сложности девять доз. Область нанесения составляла 1,5 см × 1,5 см. Мыши в контрольной и АА-группах ежедневно получали 0,02 мл/г физиологического раствора перорально. В то время как мышам в группах AMG ежедневно вводили 60, 90 и 120 мг/кг соответственно внутрь. Продолжительность введения составила 21 день. Для общего наблюдения и оценки модели АА требуется хорошо выраженный круглый очаг алопеции диаметром ≥ 1 см, без рубцевания или выраженного воспаления и с повреждёнными волосяными стержнями. Исключение составляют мыши с диффузным выпадением волос по всему телу, тяжёлой язвой кожи или спонтанным быстрым восстановлением роста волос.
HEM
Следуя предыдущему методу40, здоровые образцы кожи от пациентов, перенесших обрезание в больнице, были отобраны и погружены в 75 % спирт на 5 мин. Затем кожные образцы многократно промывали PBS, содержащим ампициллин (100 Ед/мл) и сульфат стрептомицина (100 мг/мл), и инкубировали в растворе диспазы II при 4 °С в течение ночи для переваривания. Отделённые и выделенные эпидермальные слои мелко нарезали и фильтровали через стерильную мембрану для получения суспензии клеток. После центрифугирования осадок клеток из нижнего слоя собирали, ресуспендировали в среде для меланоцитов 254 без сыворотки и высевали с плотностью около 5 × 105 в культуральные колбы, которые помещали в инкубатор с СО2. После трёх пассажей чистые меланоциты использовали для последующих экспериментов.
Создание H2О2индуцированная модель повреждения человеческих меланоцитов при окислительном стрессе и вмешательство АМГ
Человеческие меланоциты со степенью слияния 60–80% были разделены на контрольную группу и группы с различными концентрациями H2О2 (200, 400, 600, 800 и 1000 µM). После 24-часовой инкубации жизнеспособность клеток была оцененный методом CCK-8. Впоследствии оптимальная концентрация H2О2 использовали для создания модели окислительного стресса меланоцитов, после чего добавляли различные концентрации AMG (0,1, 0,25, 0,5, 1, 2,5, 5 и 10 мг/мл) и культивировали в течение 24 часов. Затем жизнеспособность клеток использовали для оценки и отбора концентрации AMG.
Гистологическое исследование
Ткани печени и почек мыши фиксировали в 4% параформальдегиде в течение 24 ч и заливали в парафин после обезвоживания по следующей схеме: 70% этанол — 4 ч, 80% этанол — 2 ч, 90% этанол — 2 ч, 95% этанол — 2 ч, абсолютный этанол — дважды, по 1 ч каждый раз; ксилол — дважды, по 30 мин каждый раз38,39,41. Затем 4-µm парафиновые срезы подвергали окрашиванию гематоксилином и эозином&окрашенные по методу #38;E, были обезвожены, прозрачнированы и заключены в канадский бальзам. Для оцифровки гистологических срезов использовали сканер 3D HISTECH, получая изображения с увеличением 20× и 40× были получены увеличения.
Иммуноферментный анализ (ИФА) и биохимическое определение
Образцы кожи гомогенизировали в буферном растворе в соотношении 1:9 (масса/объем), затем центрифугировали при 1006–1789 × g в течение 10 мин. После количественного определения белка в сыворотке, экстрактах тканей кожи и надосадочных жидкостях клеток с помощью анализа по методу Бицинхониновой кислоты (BCA) уровни МДА, ИЛ-6, ИЛ-15 и ИФН-γ определяли с использованием соответствующих наборов для ИФА. Активность ферментов СОД, КАТ и GPX-4 определяли в соответствии с инструкциями к соответствующим биохимическим наборам.
Проточная цитометрия для определения реактивных форм кислорода (ROS)
Для разбавления использовали питательную среду без сыворотки 10µM DCFH-DA в соотношении 1:1000. Затем ткани кожи мыши или человеческие меланоциты были приготовлены в виде клеточных суспензий 1–20×106 клеток/мл с использованием 10µM DCFH-DA. Клетки инкубировали при 37°C в течение 20 мин. В этот период клетки перемешивали каждые 3–5 мин. После трехкратной промывки средой, не содержащей сыворотку, уровень внутриклеточных АФК определяли с помощью проточной цитометрии, устанавливая длины волн возбуждения и эмиссии на 488 нм и 525 нм соответственно42,43.
Измерение иммунофлюоресценции
Первичным антителом FOXO3a (1:1000) инкубировали с 4-µm срезы кожной ткани или фиксированные HPEM в течение ночи при 4°CЗатем образцы обрабатывали вторичными антителами, меченными флуорофорами Alexa Fluor, и окрашивали контрпрепаратом с помощью раствора ДАПИ. В заключение срезы исследовали и фотографировали с использованием флуоресцентной микроскопии. Для флуоресцентной визуализации с ROS, 4-µm замороженный срез кожной ткани или слайды с HPEM размораживали при комнатной температуре и высушивали. Вокруг ткани проводили круг гистохимическим маркером. Слайды обрабатывали средством для подавления аутофлуоресценции в течение 5 мин, затем промывали под проточной водой в течение 10 мин. На срез наносили раствор для окрашивания АФК и инкубировали в темноте при 37°C в течение 30 мин. Срезы трижды промывали в PBS по 5 мин на деколоризационном шейкере. Затем добавляли раствор окрашивающего реагента ДАПИ и инкубировали в течение 10 мин в темноте при комнатной температуре. Срезы были залиты средой, подавляющей флуоресценцию. Затем образцы наблюдали и получали изображения с помощью флуоресцентного микроскопа. Профили возбуждения/излучения составляют 330–380/420 нм для DAPI и 510–560/590 нм для Cy3.
Вестерн-блоттирование
Для ткани кожи мыши или человеческих меланоцитов 50 мг ткани кожи или 2 × 105 клетки и 1 мл лизирующего буфера РИПА, обогащенного ингибиторами протеаз, помещали в микропробирку объемом 1,5 мл. После инкубации на льду в течение 30 мин проводили центрифугирование в течение 5 мин при 12 000 g для сбора надосадочной фракции. После определения концентрации белка методом БЦА к раствору белка и 5× Буфер для загрузки в SDS смешивали в объемном соотношении 4:1, а затем кипятили в металлической бане при 95 °C в течение 5 мин. После того как образец подвергали электрофорезу в 10% ПААГ с 10% SDS при 80 В или 120 В, белки электрофоретически переносили на мембрану 0,22-µm PVDF-мембрана при постоянном токе 200 мА в течение 1 ч44,45Затем мембраны блокировали при комнатной температуре на шейкере центрифуги в течение 1 ч с использованием 5% обезжиренного молока (приготовленного на буфере TBST). После этого мембраны инкубировали с первичными антителами, специфичными к главный комплекс гистосовместимости класса I (MHC I) (1:1000), ИФН-γ (1:1000), ИЛ-6 (1:1000), ИЛ-15 (1:1000), β-актин (1:1000), СОД (1:1000), КАТ (1:1000), глутатионпероксидаза 4 (GPX-4) (1:1000) и FOXO3a (1:1000) при 4 °C инкубировали в течение ночи. Затем мембраны инкубировали с вторичными антителами (1:10000) в течение 1 ч при комнатной температуре. Для развития и получения изображений использовали хемилюминесцентный реагент ECL с применением устройства ChemiScope 6100.
Количественная обратная транскрипция — полимеразная цепная реакция (qRT-PCR)
Во-первых, образцы РНК из ткани кожи мыши или человеческих меланоцитов были получены в соответствии с инструкциями производителя набора для выделения суммарной РНК. Согласно инструкциям по использованию набора для обратной транскрипции, параметры ПЦР-аппарата были установлены как 25°C в течение 10 мин, 42°C в течение 15 мин и 85°C в течение 5 мин для получения образцов кДНК. Аналогично, параметры настройки ПЦР-прибора были следующими для получения достаточного количества копий ДНК: предварительная денатурация: 95°C в течение 5 мин, 1 цикл; Денатурация: 95°C в течение 10 с, 40 циклов; Отжиг и удлинение: 60°C в течение 30 с, 40 циклов. Нормализованное выражение интересующего гена рассчитывается по следующей формуле: 2‑ΔΔCq (ΔΔCq = Cqмишень‑Cqβ‑Актин)46,47Информация о последовательностях праймеров для генов в qRT-PCR приведена в Таблица 1.
Анализ ЧИП-ПЦР
Анализ ChIP-PCR был проведен в соответствии с предыдущим протоколом48Сначала клетки сшивали 1 % формальдегидом в течение 10 мин, после чего добавляли раствор глицина для остановки реакции сшивки. После промывки предварительно охлажденным PBS, содержащим PMSF, клетки лизировали в буфере для лизиса с SDS, содержащем PMSF. Затем хроматиновую ДНК фрагментировали с помощью ультразвукового дисруптора клеток на фрагменты в основном размером от 200 до 1000 пар оснований, а размер фрагментов подтверждали с помощью электрофореза в агарозном геле. Образцы фрагментированного хроматина ресуспендировали в разбавляющем буфере для ChIP, содержащем PMSF, и 20µL в качестве входного контрольного образца. Остальные образцы были предварительно обработаны белком A+G агарозой/ДНК спермы лосося. Затем, 0.5µg первичного антитела, за которым следовало инкубирование в течение ночи при 4°C при медленном перемешивании. Группу отрицательного контроля обрабатывали равным объемом кроличьего IgG. На следующий день добавляли агарозные шарики Protein A+G для захвата антиген-антитело комплексов, после чего комплексы последовательно промывали буфером для промывки иммунных комплексов с низкой солевой концентрацией, буфером для промывки иммунных комплексов с высокой солевой концентрацией, буфером для промывки иммунных комплексов с LiCl и буфером TE. Иммунопреципитированные комплексы элюировали с помощью буфера для элюции, после чего образцы из групп элюата и входного контроля подвергали тепловой обработке 65°C в течение 4 ч для разрушения кросс-связей. После протеолиза белков с помощью протеиназы K ДНК выделяли методом фенол-хлороформной экстракции с последующей осадкой этанолом. Очищенную ДНК растворяли в буфере TE и использовали для последующего анализа методом количественной ОТ-ПЦР. Информация о последовательности генов для ЧИП-ПЦР приведена в Таблица 2.
Геномные участки-кандидаты для ПЦР после иммунопреципитации хроматина были выбраны с помощью in silico-прогнозирования с использованием базы данных JASPAR (https://jaspar.elixir.no/). В частности, исследователи получили последовательности промоторов, охватывающие 2000 пар оснований вверх по течению от сайта инициации транскрипции (TSS) гена CAT, СОДи GPX4 генов. Эти последовательности были проанализированы на наличие мотивов связывания FOXO3a с использованием соответствующей матрицы весов позиций. Чтобы обеспечить баланс между чувствительностью и специфичностью, авторы установили пороговое значение относительного профильного балла >80%. Среди всех предсказанных мотивов, удовлетворяющих этому критерию, авторы выбрали два сайта с наивысшими баллами для каждого гена в качестве кандидатных регионов для подтверждения с помощью ChIP-PCR. Например, в CAT ген выбранные сайты находились на -733 п.н. и -1259 п.н. относительно сайта инициации транскрипции (TSS). Антитело против FOXO3a, использованное в данном исследовании, представляет собой коммерчески доступное антитело, пригодное для иммунопреципитации хроматина (ChIP). Для обеспечения специфичности авторы использовали два независимых отрицательных контроля в каждом анализе ChIP-ПЦР: изотипический контроль с IgG и отрицательный геномный локус. Контроль с изотипическим IgG проводили параллельно с иммунопреципитацией, используя неспецифические IgG того же вида животных. В качестве отрицательного геномного локуса авторы разработали специфическую пару праймеров, нацеленную на участок, не связывающийся с белком, в котором отсутствуют предсказанные консенсусные мотивы для FOXO3a. Данный контрольный участок позволил исключить обогащение, обусловленное случайным фрагментированием хроматина или неспецифической амплификацией в ПЦР. Уровень обогащения рассчитывали с использованием стратегии нормализации в три этапа.
Шаг 1: Введите нормализованный ΔCt, ΔCt [нормализованный IP] = Ct[IP]-(Ct[Input]-log₂(DF)) (1)
ΔCt [нормализованный IgG] = Ct[IgG] - (Ct[Input] - log₂(DF)). (2)
DF = коэффициент разведения входного образца; в эксперименте DF = 10, поскольку использовали 10 % входного материала.
Шаг 2: ΔΔCt между ИП и IgG:
ΔΔCt [IP/IgG] =ΔCt [нормированный IP]-ΔCt [нормированный IgG] (3)
Шаг 3: Коэффициент обогащения = 2(-ΔΔCt [IP/IgG]). (4)
Статистический анализ
Данные представлены как среднее значение ± стандартное отклонение на основе не менее чем трех независимых экспериментов. Статистический анализ проводили с использованием программного обеспечения GraphPad Prism (версия 6.0). Сравнение данных между несколькими группами с нормальным распределением и однородностью дисперсии оценивали с помощью однофакторного дисперсионного анализа (ANOVA) с последующим тестом Тьюки. Статистическую значимость устанавливали при p < 0,05.