Name: Всего Фиксация перфузии животных для грызунов (Видео) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-07-30T12:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 53 s
Description: Узнайте метод перфузионной фиксации мозга крыс с использованием 4% параформальдегида при физиологическом давлении. Этот подход обеспечивает оптимальное сохранение тканей для иммуногистохимического анализа.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Эта работа финансировалась Центром нейронных коммуникационных технологий (CNCT), P41 Ресурсный Центр финансируется Национальным институтом биомедицинской визуализации и биоинженерии (NIBIB, P41 EB002030) и при поддержке Национального института здоровья (NIH).

<ol><li>Cinar, O., Semiz, O., Can, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+microscopic+survey+on+the+efficiency+of+well-known+routine+chemical+fixatives+on+cryosections%5BTitle%5D)+AND+%22Acta.+Histochem%22%5BJournal%5D)">A microscopic survey on the efficiency of well-known routine chemical fixatives on cryosections.</a> Acta. Histochem. 108, 487-496 (2006).</li>
<li>Fritz, M., Rinaldi, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blood+pressure+measurement+with+the+tail-cuff+method+in+Wistar+and+spontaneously+hypertensive+rats%3A+Influence+of+adrenergic-+and+nitric+oxide-mediated+vasomotion%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Pharmacol.+Toxicol.+Methods%22%5BJournal%5D)">Blood pressure measurement with the tail-cuff method in Wistar and spontaneously hypertensive rats: Influence of adrenergic- and nitric oxide-mediated vasomotion.</a> J. Pharmacol. Toxicol. Methods. 58, 215-221 (2008).</li>
<li>Ikeda, K., Nara, Y., Yamorii, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Indirect+systolic+and+mean+blood+pressure+determination+by+anew+tail+cuff+method+in+spontaneously+hypertensive+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Animals%22%5BJournal%5D)">Indirect systolic and mean blood pressure determination by anew tail cuff method in spontaneously hypertensive rats.</a> Laboratory Animals. 25, 26-29 (1991).</li>
<li>Jacobowitz, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Removal+of+discrete+fresh+regions+of+rat+brain%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Res%22%5BJournal%5D)">Removal of discrete fresh regions of rat brain.</a> Brain Res. 80, 111-115 (1974).</li>
<li>Jonkers, B. W., Sterk, J. C., Wouterlood, F. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transcardial+perfusion+fixation+of+the+CNS+by+means+of+a+compressed-air-driven+device%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurosci.+Meth%22%5BJournal%5D)">Transcardial perfusion fixation of the CNS by means of a compressed-air-driven device.</a> Journal of Neurosci. Meth. 12, 141-149 (1984).</li>
<li>Jung-Hwa, T. ao-C. heng, Gallant, J., Brightman, P. E., Dosemeci, M. W., A,, Reese, T. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Structural+changes+at+the+synapse+after+delayed+perfusion+fixation+in+different+regions+of+the+mouse+brain%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Comp.+Neurol%22%5BJournal%5D)">Structural changes at the synapse after delayed perfusion fixation in different regions of the mouse brain.</a> J. Comp. Neurol. 501, 731-740 (2007).</li>
<li>Kasukurthi, R., Brenner, M. J., Morre, A. M., Moradzadeh, A., Wilson, Z. R., Santosa, K. B., Mackinnon, S. E., Hunter, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transcardial+perfusion+versus+immersion+fixation+for+assessment+of+peripheral+nerve+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Meth%22%5BJournal%5D)">Transcardial perfusion versus immersion fixation for assessment of peripheral nerve regeneration.</a> J. Neurosci. Meth. 184, 303-309 (2009).</li>
<li>Lamberts, R., Goldsmith, P. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fixation%2C+fine+structure%2C+and+immunostaining+for+neuropeptides%3A+perfusion+versus+immersion+of+the+neuroendocrine+hypothalamus%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Histochem.+Cytochem%22%5BJournal%5D)">Fixation, fine structure, and immunostaining for neuropeptides: perfusion versus immersion of the neuroendocrine hypothalamus.</a> J. Histochem. Cytochem. 34, 389-398 (1986).</li>
<li>Ramos-Vara, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Technical+Aspects+of+Immunohistochemistry%5BTitle%5D)+AND+%22Vet.+Pathol%22%5BJournal%5D)">Technical Aspects of Immunohistochemistry.</a> Vet. Pathol. 42, 405-426 (2005).</li>
<li>Shi, Z. R., Itzkowitz, S. H., Kim, Y. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+comparison+of+three+immunoperoxidase+techniques+for+antigen+detection+in+colorectal+carcinoma+tissues%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Histochem.+Cytochem%22%5BJournal%5D)">A comparison of three immunoperoxidase techniques for antigen detection in colorectal carcinoma tissues.</a> J. Histochem. Cytochem. 36, 317-322 (1988).</li>
<li>Walker, W. F. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aWalker%2C+WF+%22Vertebrate+dissection%22">Vertebrate dissection</a>. , Sixth Ed, W.B. Saunders Comp. Philadelphia. (1980).</li>
<li>Zwienenberg, M., Gong, Q., Lee, L. L., Berman, R. F., Lyeth, B. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((J.+Neurotrauma%5BTitle%5D)+AND+%22Monitoring+in+the+Rat%3A+Comparison+of+Monitoring+in+the+Ventricle%2C+Brain+Parenchyma%2C+and+Cisterna+Magna%22%5BJournal%5D)">J. Neurotrauma.</a> Monitoring in the Rat: Comparison of Monitoring in the Ventricle, Brain Parenchyma, and Cisterna Magna. 16, 1095-1102 (1999).</li>
</ol>

Авторы не имеют ничего раскрывать.

Дополнительные примечания для успешной операции: <ol><li> После того, мембрана нарушается, перед быстро, как гипоксия и гиперкапния начнет необратимые физиологические изменения, которые могут запутать последующего анализа. </li><li> Когда игла вводится и зажимается в месте, остаточное давление будет толкать кровь к основанию иглы (воспоминание). На самом деле, крупные животные могут активно высылать крови. Очень важно, чтобы кровь по крайней мере достигают основания иглы, чтобы избежать введения пузырьки воздуха, которые будут представлять препятствие для завершения перфузии. Если кровь не наблюдается у основания иглы, удалить иглу и заполнить буфер путем присоединения его к розетке порта перфузии установки. Как только буфер был проходить через наконечник, игла может быть вставлен в сердце. </li><li> Правильное размещение иглы в аорте является критической, она не должна достигать до дуги аорты. </li><li> Если несколько перфузии происходят не стоит то установки с самого начала каждый раз. Пользователь должен иметь соответствующие объемы для буфера и фиксирующий в каждой бутылке (200mls животных / решения). Бутылки можно пополнить в случае необходимости. Самый важный аспект, чтобы рассмотреть вымывания перфузии линия, которая идет от установки на животных (выход клапана). После завершения перфузии, эта линия будет иметь 4% параформальдегида в нем. Снимите трубку из буфера бутылки и использовать 50 мл шприц, заполненный водой, чтобы избавиться от фиксатора. Убедитесь, что выпускной клапан помещается в стакане по сбору отходов для правильной утилизации параформальдегида. Повторите это три раза. Залейте буфера, используя тот же метод, показанный в п. 2.3. </li><li> Этот метод для фиксации хорошо адаптируется с возможностью менять как буфер и фиксирующие другие фиксаторы (такие, как те, которые используются для EM) в соответствии с требованиями эксперимента. </li><li> Система также часто используется для извлечения живых тканей. Для этогоПроцесс человек просто использует поставки буфер только (буфер бутылку в то же время придает всей системе находится в ведерке со льдом и фиксирующих бутылку настроен как пустой, но запечатанный). Это обеспечивает холодный перфузии буфера при оптимальном давлении. Отсюда система может быть адаптирована для вливания поправимо красителей путем добавления красителя непосредственно в буфере (если количество не является проблемой) или использовать шприц с минимальным количеством буфера / раствор красителя между буфера - фиксатором шага. </li><li> В случае сосудистых литье, буфер контроля давления шаг является решающим однако из-за вязкости и укреплении характер литья решение или 50 мл шприц должны быть использованы для прямой доставки или одноразовые вторичных креплений для установки (трубы, клапаны и проведение контейнер) сделал для взаимодействия с существующей системе будут использоваться. Сосудистой литье Наши лаборатории &quot;предшествовала разработка и производство перфузии аппарата. Поэтому мы не можем гоели, что измерения давления будут точные измерения на поставку сайта. Цифры могут быть скорректированы для достижения успешной реализации вязких жидкостей. </li></ol>

<table border="1"><tbody><tr><td> Оборудование </td><td> Компания </td><td> Номер по каталогу </td><td> Комментарии </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> Анестетики: </td></tr><tr><td> Кетамин / ксилазина смеси (Анестетики могут варьироваться в зависимости от лаборатории / учреждения) </td><td> Ketaset </td><td> НДЦ 0856-2013-01 </td><td> 10 мл флакон </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> Хирургия: </td></tr><tr><td> Иглы, 27 GA х 1.25 &quot; </td><td> Материально-услуги </td><td> 25251 </td><td></td></tr><tr><td> Большой тупой / тупой изогнутые ножницы (~ 14,5 см) </td><td> Изобразительных средств наук </td><td> 14519-14 </td><td></td></tr><tr><td> Прямо диафрагмы ножницы </td><td> Изобразительных средств наук </td><td> 14058-11 </td><td></td></tr><tr><td&gt; Стандартные пинцет </td><td> Изобразительных средств наук </td><td> 11027-12 </td><td></td></tr><tr><td> Пара тонких (Грефе) пинцет </td><td> Изобразительных средств наук </td><td> 11050-10 </td><td></td></tr><tr><td> 1 большой пинцет кровоостанавливающий зажим - изогнутые или прямые (~ 19 см) </td><td> surgicaltools.com </td><td> 17.21.51 </td><td></td></tr><tr><td> 2 стандартные щипцы кровоостанавливающего - прямые зубчатые (14 см) </td><td> Изобразительных средств наук </td><td> 13013-14 </td><td></td></tr><tr><td> 1 изменена кровоостанавливающего (с 15-диаметр скважины подается через наконечник) </td><td> Изобразительных средств наук </td><td> 13013-14 </td><td></td></tr><tr><td> 15-калибровочного тупой или оливкового наконечником иглой (игла перфузии) </td><td> Fisnar </td><td> 5601137 </td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> Перфузии: </td></tr><tr><td> Система HyPerfusion или эквивалент &lt;/ TD&gt; <td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Фосфатного буфера, рН 7,4 </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> 4% параформальдегид в 0,1 М фосфатный буфер, рН 7,4 </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Мелкие стеклянные или пластиковые лоток примерно 10 &quot;х 10&quot; </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Дробленый лед </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Водяная баня (37 ° C) </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Таймер </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> 50 мл шприц </td><td> Medline Industries </td><td> NPMJD50LZ </td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> Вскрытие: </td></tr><tr><td> Пал стандартных острый / тупой прямой ножницы (~ 12 см) </td><td> Изобразительных средств наук </td><td> 14054-13 </td><td></td></tr><tr><td> Средний изогнутые или прямые rongeurs (14-16 см) или череп кости удаления клещей </td><td> Изобразительных средств наук </td><td> 16020-14 </td><td></td></tr><tr><td> Прямые ножницы диафрагмы (~ 9 см) </td><td> Изобразительных средств наук </td><td> 14058-11 </td><td></td></tr><tr><td> Micro-шпатель (двойной 2 &quot;плоскими концами, один круглый, один конический до 1/8&quot;) </td><td> Изобразительных средств наук </td><td> 10091-12 </td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> После фиксации и хранения: </td></tr><tr><td> 50 мл стеклянный флакон </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> 40 мл HEPES-Buffered Хэнкс Решение (HBHS) с азид натрия (90 мг / л) </td><td></td><td></td><td></td></tr></tbodу&gt; </table>

Всего Фиксация перфузии животных для грызунов

Whole Animal Perfusion Fixation for Rodents

Цель фиксации быстро и равномерно сохранить ткани в жизни, как государство. При размещении ткани непосредственно в фиксатор хорошо работает для небольших кусочков ткани, крупные экземпляры, как неповрежденный мозг создаст проблему для погружения фиксации, так как фиксатор не доходит до всех регионов ткани с той же скоростью 5,7. Часто изменения в ответ на гипоксию начаться до ткань может быть сохранено 12. Преимущество непосредственно перфузии фиксатором через кровеносную систему, что химическое вещество может быстро добраться до любого уголка организма с использованием природных сосудистой сети. Для того, чтобы использовать системы кровообращения наиболее эффективно, необходимо позаботиться, чтобы соответствовать физиологическим давление 3. Важно отметить, что физиологическое давление в зависимости от используемых видов. Методы фиксации перфузии варьируются в зависимости от ткани должна быть установлена ​​и как ткань будет обработан после записи. В этом видеоМы описываем недорогой, быстрый, контролируемый и равномерный фиксации процедуры с использованием 4% параформальдегид перфузии с помощью сосудистой системы: в сердце крысы для получения наилучшего возможного сохранения мозга для иммуногистохимии. Основным преимуществом этого метода (по сравнению с самотечных систем) является то, что кровеносная система используется наиболее эффективно.

Здесь мы опишем недорогой, быстрый, контролируемый и равномерный фиксации процедуры с использованием 4% параформальдегид перфузии с помощью сосудистой системы: в сердце крысы для получения наилучшего возможного сохранения мозга.

Целью фиксации является быстрое и равномерное сохранение ткани в состоянии, максимально приближенном к живому. Хотя помещение ткани непосредственно в фиксатор эффективно для небольших...

Общая цель данной процедуры — продемонстрировать нашу методику перфузионной фиксации, в которой особое внимание уделяется использованию физиологического давления для надлежащего сохранения тканей мозга крысы для последующего проведения иммуногистохимических исследований. Сначала демонстрируется использование и настройка аппарата для перфузии. Затем подготавливаются инструменты, необходимые для проведения как самой операции по перфузии, так и извлечения мозга, после чего глубоко анестезированное животное помещают в неглубокий лоток с дробленым льдом.Сразу под реберной дугой делают латеральный разрез кожных покровов и брюшной стенки длиной от пяти до шести сантиметров. После обнажения сердца проводят перфузию животного. Заключительным этапом является извлечение мозга и его помещение в флакон с фиксирующей жидкостью, объем которой должен быть как минимум в 10 раз превышать объем самого мозга.Общая цель данной процедуры — продемонстрировать нашу методику перфузионной фиксации, основанную на использовании физиологического давления для надлежащего сохранения тканей головного мозга крысы для иммуногистохимического анализа. Мы начнем с подготовки установки для перфузии. Это займет около 10 минут. С помощью шприца объемом 50 мл многократно промойте линию подачи фиксатора буфером до полного удаления всех пузырьков воздуха.Для успешного проведения перфузии крайне важно отсутствие пузырьков воздуха в любой из линий. Это достигается путем помещения выпускного клапана в стакан с буфером. Теперь закройте выпускной клапан.Затем извлеките трубку из шприца, сжимая его так, чтобы на конце трубки осталась капля буфера. Поместите заполненную трубку (входной конец фиксатора) в флакон с 200 миллилитрами паральдегидного фиксатора на одно животное, стараясь не допустить попадания пузырьков воздуха.Плотно закройте крышку, убедившись, что уплотнение установлено правильно. Если уплотнение установлено неверно, давление внутри закрытой системы не сохранится. Поместите флакон в установку для перфузии.Установите поток только из линии с буфером, закрыв выпускной порт и повернув клапан буфера в то же положение, что и клапан фиксатора. Откройте выпускной порт и продуйте линию с буфером, как это было сделано ранее для линии с фиксатором. После продувки линии поместите трубку в бутыль с буфером.Затем проверьте способность системы поддерживать давление. При сжатии резиновой груши манометра должно возникнуть сопротивление. В качестве заключительного этапа подготовки.Заполните перфузионную иглу буфером, чтобы предотвратить попадание воздуха. Теперь система готова к перфузии. После введения смеси кетамина и ксилазина с проверкой глубины хирургического наркоза методом щипка за пальцы лапы, поместите полностью анестезированную крысу на плоский лоток с дробленым льдом.Не приступайте к процедуре, пока животное не будет полностью анестезировано. Начните операцию с латерального разреза длиной пять-шесть сантиметров через кожный покров и брюшную стенку непосредственно под грудной клеткой. Осторожно отделите печень от диафрагмы.Сделайте небольшой разрез диафрагмы с помощью изогнутых тупоконечных ножниц. Положение и нажим пальца могут помочь в разрезании диафрагмы. Продолжайте рассекать диафрагму по всей длине грудной клетки, чтобы обнажить плевральную полость.Поместите изогнутые тупоконечные ножницы вдоль одного края ребер, осторожно отодвинув легкие, и сделайте разрез через грудную клетку до ключицы. Затем сделайте аналогичный разрез на противоположной стороне. Теперь приподнимите грудину и осторожно удалите все ткани, соединяющие ее с сердцем.Зажмите конец грудины гемостатом и отведите гемостат в сторону головы. Грудина должна приподняться, обеспечивая четкий обзор основных сосудов. С помощью ирисовых ножниц сделайте небольшой надрез на заднем конце левого желудочка.Проведите перфузионную иглу с тупым или оливковым наконечником калибра 15 через разрез желудочка в восходящую аорту. Кончик иглы должен быть виден через стенку аорты и не должен достигать дуги аорты в месте отхождения плечевых и сонных артерий. Чтобы зафиксировать иглу и предотвратить утечку, зажмите сердце гемостатом.Наконец, с помощью ирисных ножниц сделайте большое отверстие в правом предсердии. Будьте осторожны, чтобы не повредить нисходящую аорту. Теперь животное готово к перфузии.Присоедините перфузионную иглу в правом предсердии к выходному порту, не допуская попадания пузырьков воздуха, и откройте выходной порт. Затем быстро и равномерно сожмите грушу манометра до достижения давления 80 мм рту. Поддерживайте это давление на протяжении всего периода введения буфера.Теперь запустите таймер. Отрегулируйте угол наклона иглы так, чтобы поток был максимально сильным, и, когда буфер почти закончится, переключите клапан подачи буфера. Жидкость станет прозрачной, когда печень будет перфузирована.Это указывает на хорошую перфузию; время очищения печени должно быть зафиксировано максимально точно. После этого события будут наблюдаться треморы фиксации. Отметьте этот момент как время истинной фиксации. Для поддержания стабильной скорости потока давление можно постепенно увеличить до максимума в 130 мм рт ст.Когда фиксатор будет почти израсходован, закройте выпускной клапан и зафиксируйте время. Тело крысы теперь должно быть ригидным. Теперь можно приступить к извлечению органов крысы. Для извлечения головного мозга начните диссекцию фиксированной крысы с отделения головы с помощью гильотины.Затем сделайте срединный разрез кожных покровов от шеи до носа и с помощью ножниц обнажите череп. Срежьте оставшиеся мышцы шеи так, чтобы стало видно основание черепа. Введите острый конец ирисных ножниц в foramen magnum с одной стороны, осторожно ведя ножницами вдоль внутренней поверхности черепа.Затем сделайте разрез, extending до дистального края задней поверхности черепа. Сделайте аналогичный разрез на противоположной стороне. Затем с помощью щипцов-ронжеров удалите кости черепа вокруг мозжечка.Осторожно проведите кончиком ножниц вдоль внутренней поверхности черепа от дорсального дистального заднего угла к дистальному фронтальному выступу. Избегайте повреждения мозга, не приподнимая кончик лезвия. После этого повторите разрез с противоположной стороны.Затем с помощью пинцета отделите дорсальную поверхность черепа от мозга. Также с помощью пинцета удалите боковые части черепа. Теперь с помощью шпателя перережьте обонятельные луковицы и нервные связи вдоль вентральной поверхности мозга и осторожно извлеките мозг из головы.С помощью ирисных ножниц перережьте любую твердую мозговую оболочку, соединяющую мозг с черепом. После извлечения мозга поместите его в флакон с фиксатором, объем которого минимум в 10 раз превышает объем самого мозга. Храните флакон при температуре четырех градусов Цельсия в течение 24 часов.Через 24 часа промойте мозг в PBS 3 раза, осторожно вращая контейнер. После этого мозг можно хранить в PBS или растворе Хенкса. При добавлении азида натрия мозг можно хранить при температуре четырех градусов Цельсия в течение трех месяцев.Без секционирования. После освоения методики вся процедура перфузии может быть выполнена в течение от пяти до восьми минут.

whole-animal-perfusion-fixation-for-rodents

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Нейронауки

Это видео описывает процедуру перфузии печени мыши через воротную вену с использованием раствора коллагеназы перед выделением клеток печени.

Перфузия печени мышей in vivo: метод введения раствора в печень грызуна через воротную вену

Здесь мы представляем гистологических методов для сбора, маркировки, оптически очистки и изображения нетронутый интерфейс мозговой ткани вокруг хронически имплантированными микроустройств в ткани головного мозга грызунов. Результаты от методов, включающий в себя этот метод полезны для понимания влияния различных проникающих мозг имплантанты на их окружающие ткани.

Гистологическая характеристика интактного мозга имплантированных Microdevices и окружающих тканей

Здесь мы представляем пробирного сосудистой проницаемости мозга мыши, используя внутрибрюшинного введения флуоресцентных Трейсеры следуют перфузии, которая применима к Животные модели blood - brain барьер дисфункции. Один hemi мозг используется для количественной оценки проницаемость и другой для трассировочного визуализации/иммуноокрашивания. Процедура занимает 5-6 ч для 10 мышей.

В естественных условиях Blood - brain барьер проницаемость Assay мышей с использованием дневно помечены Трейсеры

Здесь мы представляем два новых методологий, psPACT и ударным, для достижения максимальной оптической прозрачности и последующего анализа микроскопических сосудистую ткани в нетронутыми грызун весь ЦНС.

Роман пассивной очистки методы для быстрого производства оптической прозрачности в целом тканях ЦНС

Эта статья описывает простой метод для подготовки мелких животных мозги микро-КТ, в котором поражения могут быть количественно и электродов, расположенных с высокой точностью в контексте всего мозга.

Метод, основанный на микро CT, характеризующие поражений и расположения электродов в небольших животных мозги

Протокол описан для in situ перфузии нижней части тела мыши, в том числе мочевого пузыря, простаты, половых органов, кости, мышцы и стопы кожи.

Создание In Situ закрытого цепи перфузии нижних органов брюшной полости и задних конечностей у мышей

Этот протокол описывает новый анализ переходного энхансера-репортера на основе rAAV. Этот анализ может быть использован для индуцирования экспрессии in vivo, управляемой энхансерами, в мозге мыши.

AAV Развертывание конструктов экспрессии на основе энхансеров In Vivo в мозге мыши

Этот протокол описывает эффективный и воспроизводимый подход к гистологическим исследованиям мозга мышей, включая перфузию, сечение мозга, свободно плавающее иммуноокрашивание, монтаж тканей и визуализацию.

Свободно плавающее иммуноокрашание мозга мыши

Представлен удобный гравитационный перфузионный метод гистологического анализа центральной нервной системы мыши. Иммунофлуоресцентное обнаружение фосфорилированного α-синуклеина продемонстрировано на мышиной модели болезни Паркинсона. Эта работа также всесторонне описывает этапы транскардиальной перфузии, рассечения, замораживания / встраивания тканей и замороженного сечения.

Гравитационный метод транскардиальной перфузии для гистологического анализа центральной нервной системы мыши

Дендритные шипики являются постсинаптическими компартментами большинства возбуждающих синапсов. Изменения морфологии дендритного отростка происходят во время неврологического развития, старения, обучения и многих неврологических и психиатрических расстройств, что подчеркивает важность надежного анализа дендритного отростка. Этот протокол описывает точную и воспроизводимую количественную оценку морфологии дендритных шипиков с помощью программного обеспечения для автоматической трехмерной...

Количественная оценка дендритных отростков с помощью программного обеспечения для автоматической трехмерной реконструкции нейронов

Узнайте метод перфузионной фиксации мозга крыс с использованием 4% параформальдегида при физиологическом давлении. Этот подход обеспечивает оптимальное сохранение тканей для иммуногистохимического анализа.

Всего Фиксация перфузии животных для грызунов

Больше видео