Name: Эффективный метод обвалки Руководство Подготовиться Интактные Мышь носовой ткани с сохранением анатомической организации (Видео) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-08-10T14:00:00.000+00:00
Duration: 15 min 40 s
Description: Узнайте метод подготовки интактной носовой ткани мыши с сохранением анатомической организации. Эта техника позволяет извлечь образец дыхательной и обонятельной ткани за 20–30 минут без агрессивной декальцинации.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Эта работа была поддержана грантами исследований (NIH / NIDCD 009269, 012831 и ARRA административных дополнения NIH гранты) Weihong Лин. Мы особенно благодарны г-н Тим Форд на UMBC за техническую помощь в видеозаписи и обработки. Мы также хотели бы поблагодарить доктора Дафна Блумберг, г-жа Шер Петти в UMBC и г-н Николас McCollum с Олимпа Америка Инк для их оборудования помощь в видеозаписи.

1. Подготовка Мышь Нос Мы использовали взрослые фоне C57BL / 6 мышей в этом исследовании. Все по уходу за животными и процедуры утверждаются уходу и использованию животных комитета (IACUC) из Университета штата Мэриленд, округ Балтимор. 1.1 Приобретение нос от параформальдегида фиксированной мышей <img src="/files/ftp_upload/50538/50538fig1.jpg" alt="Рисунок 1" fo:content-width="6in" fo:src="/files/ftp_upload/50538/50538fig1highres.jpg"/> Рисунок 1. Кости черепа мыши:. Спинной части черепа B:. Вентральной части черепа с нижней челюсти удалены. Череп был изготовлен из 40-дневных мышей. Отдельных костей окрашены для лучшей визуализации. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50538/50538fig1large.jpg" target="_blank">Нажмите здесь, чтобы увеличить рисунок</a> . <ol><li> Заливать транскардиально исправить отдельных мышей после йэлектронной протокол Лин и др.., (2008) 16. Вкратце, мышей глубокой анестезии с трибромэтанола (Авертен 250 мкг / г массы тела), транскардиальной перфузии с помощью 0,1 М фосфатном буфере (PB, 30-50 мл), а затем фосфатным буфером фиксатора, содержащего 3% параформальдегида, 19 мМ L-лизина моногидрохлорида и 0,23%-ного т-периодат (примерно 35-50 мл). Можно также следуйте Юпитера статью для животных перфузии 35. </li><li> Используйте ножницы, чтобы отрезать нижнюю челюсть (или нижней челюсти) и снимите кожу на голове. </li><li> Отдельные всей головы от остальной части тела. </li><li> Снимите неба. Кроме того, очистки и удаления оставшегося соединительной ткани и мышцы на поверхности черепа, чтобы получить образец показано на фиг.1А и 1В. </li><li> Под микроскопом рассечение, удалить кости черепа охватывающих мозга и обонятельных луковиц. Обрежьте лишнюю ткань и кости. НетТе, для расширенной подготовки ткани, в которой мозга и нос остаются соединенными, только кости черепа удаляются. Для иммуногистохимического экспериментов, ткань была после фиксированной в течение 1,5 часа и передаются в 0,1 М фосфатно-солевом буфере (PBS) с 25%-ной сахарозы в течение ночи. Носовые ткани должна быть увлажненной в течение вскрытия путем погружения его в буферный раствор сахарозы несколько раз. </li></ol> 1.2 Приобретение носа из свежего эвтаназии мышей <ol><li> Индивидуальные мышей переносили в чистую клетку и подвергается газообразного СО 2, за которым последовало цервикальной дислокации через 5 мин после последнего дыхания. Чтобы уменьшить крови в ткани носа, используйте ножницы, чтобы открыть сундук и вырезать сердце, чтобы позволить крови стечь. </li><li> Повторите шаги 1.1.2 1.1.5, за исключением после фиксации и криозащиты с 25% сахарозы. Образец должен быть увлажненным и поддерживается с физиологическим раствором, содержащим Тирода (в мМ): 140 NaCl, 5 KCl, 1 MgCl 2, 1 CaCl 2, 10 пирувата Na, 10 D-глюкозы и 10 N-2-гидроксиэтилпиперазин-N&#39;-2-этансульфоновой кислоты буфера (HEPES, регулируется при рН 7,4). Кроме того, сложите кусок Kimwipes, смочите его с решением Тирода, и место под образцом в то время рассечения и иногда погружаюсь образца в растворе Тирода или отказаться от ряда раствор на ткань, чтобы сохранить его увлажненным для поддержания жизнеспособности клеток и тканей . </li></ol> 2. Резец, Передней Vomer и удаление верхней челюсти кость <ol><li> Начните с вентральной точки зрения. Местонахождение сошник кости и разорвать сошник кости вдоль ее длины использованием костные кусачки или щипцы с зубами разорвать вентральной большую часть кости. </li><li> Использование зубчатые щипцы, удалить поврежденную сегментов уотег кости, осторожно курсирующих костных фрагментов от вомероназальный орган (ВНО). Обратите внимание, что для мышей меньше, чем месяц назад, или если только заинтересованные в МЧС, эти два StePS может быть пропущен. </li><li> Держите голову твердо щипцами. Использование костные кусачки нарушить передней части обоих резцов и соединенные области передней верхней челюсти двух резцов и сошника кости. </li><li> Перерыв брюшной части правой верхней челюсти в области расположенной кпереди от скуловой дуги до уровня скуловой спинной пластины. </li><li> Переверните нос спинной точки зрения. Используйте костными кусачками сломать правую переднем отделе верхней челюсти дорсальной скуловой пластины. Вся правая переднем отделе верхней челюсти скуловой пластина должна быть свободной. Используйте тонкий пинцет, чтобы аккуратно отделить любой носовой ткани, лежащие на верхней челюсти, а затем слегка приподнимите от костного фрагмента. </li><li> Повторите этапы 2.4 и 2.5, чтобы ослабить левый резца и левой передней верхней и удалить их после носовой кости был удален. </li></ol> 3. Носовая кость и спинного скуловой съемника <ol><li> Используйте зубчатыми щипцами или костными кусачками повторнопереместить остаток лобной кости только каудально к носовой кости. После удаления этой части кости, каудальной части носовой кости может быть захвачен с помощью щипцов. </li><li> Использование костные кусачки разорвать передней части скуловой кости, который подключен к скуловой пластины. </li><li> Возьмем тонких щипцов на боковой кромке спинной части скуловой пластины и осторожно перевернуть кости и удалить его. Если кость не теряет, используйте костными кусачками зажать ее аккуратно протирая его удалить. </li><li> Использование тонких щипцов или лезвие, чтобы ослабить медиального шва между правой и левой носовых костей. </li><li> Используйте зубчатые щипцы для захвата хвостового конца правой носовой кости. Аккуратно переместите кость из стороны в сторону, чтобы отделить его от основной ткани. Это полезно для перемещения щипцы вдоль хвостовой треть носовой кости для перемещения костей стороны в сторону. В носовой кости отделяет, медленно поднимите кости от хвостового конца. </li><li> В то время как Tон носовой кости слегка поднял, наклоните кости сбоку, чтобы показать боковое обнажение кости, которая выстлана тонкой эпителиальной ткани дыхательных. Используйте тонкий пинцет, чтобы стравить этой ткани из носовой кости. Продолжайте поднимать носовую кость. Когда кость полностью отделена от основной ткани, используйте ножницы, чтобы отрезать носовой кости на ростральные конца. </li><li> Повторите шаги 3.1, 3.5 и 3.6 для удаления левой носовой кости. </li><li> Повторите этапы 3.2 и 3.3 на левой стороне носа. </li></ol> 4. Боковые скуловой съемника <ol><li> Снимите пластину скуловой одну сторону за один раз. Либо скуловой пластины могут быть удалены в первую очередь. </li><li> С вентральной точки зрения, разорвать челюсти уступают скуловой дуге, пока снова не достигает скуловой дуги. </li><li> От спинного точке зрения, мягко захватите скуловой дуги и поднимите вперед и боковые. Если скуловой пластина еще привязаны к любой ткани, взять штрафщипцов и аккуратно разъединить эти связи между тканью и костью. </li><li> Повторите для скуловой пластины на другую сторону носа. </li></ol> 5. Удаление Orbit костей <ol><li> С вентральной точки зрения, разорвать Palantine кости между коренными зубами носа. </li><li> Использование костные кусачки разорвать 3 коренные зубы и челюсти с каждой стороны носа. </li><li> Перерыв и удаления любого оставшегося толстой части кости вентральной и задней с раковин на каждой стороне носа. </li></ol> 6. Решетчатая удаления костей <ol><li> Перерыв любую часть решетчатой ​​кости выступающие каудальнее раковин. Это необходимо, чтобы избежать потери ткани носовых раковин при удалении тонких кусочков решетчатой ​​кости охватывающих раковин. </li><li> Для правой стороне носа, поместите тонкий пинцет на переднем краю решетчатой ​​кости и аккуратно снимите ее. Если часть кости остается не повторить эту процедуру, пока всетонких костей покрытие раковин был удален. Носовой кости не должны быть удалены в большинстве препаратов. В старых мышей, решетчатой ​​пластины становится хрупким. Если cryosectioning из тканей носа необходимо, удалить небольшие кусочки пластины с тонким пинцетом, чтобы уменьшить потенциальный ущерб от кости. </li><li> Повторите шаг 6.2) для левой стороны носа. </li><li> Удалите все оставшиеся фрагменты костей до секционирования. Примечание: у животных больше, чем летний, постеродорсальной области перегородки кости несколько толстые и твердые. Можно удалить эту часть с использованием тонких щипцов. Вставьте кончик пинцетом в обе стороны кость отделить спинной части кости перегородки и подкладка эпителиальной ткани. Используйте одну пару щипцов, чтобы захватить и удерживать кости образца. Используйте другой парой щипцов пробить верхнюю часть костных от нижней хрящевой части перегородки и аккуратно извлеките ее. </li></ol><ol><li> Установка насоса вакуум при помощи отсасывания. </li><li> Поместите в нос вложение формы. Погрузите носом в ОСТ СМИ. </li><li> С помощью пылесоса, чтобы удалить пузырьки воздуха в ловушке внутри носа ткани. Этот процесс занимает до 5 мин. </li><li> После удаления пузырьков воздуха, установите ткани в требуемом направлении. </li><li> Заморозить ОСТ и ткани в форме с использованием сухого льда. Встроенный ткани может быть затем cryosectioned непосредственно или хранили при -80 ° С для последующего использования. </li></ol>

<ol><li>Naclerio, R. M., Pinto, J., Assanasen, P., Baroody, F. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Observations+on+the+ability+of+the+nose+to+warm+and+humidify+inspired+air%5BTitle%5D)+AND+%22Rhinology%22%5BJournal%5D)">Observations on the ability of the nose to warm and humidify inspired air.</a> Rhinology. 45, 102-111 (2007).</li>
<li>Bjermer, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+nose+as+an+air+conditioner+for+the+lower+airways%5BTitle%5D)+AND+%22Allergy%22%5BJournal%5D)">The nose as an air conditioner for the lower airways.</a> Allergy. 54, Suppl 57. 26-30 (1999).</li>
<li>Firestein, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((How+the+olfactory+system+makes+sense+of+scents%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">How the olfactory system makes sense of scents.</a> Nature. 413, 211-218 (2001).</li>
<li>Bryant, B., Silver, W. L. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBryant%2C+B+%22Chemisthesis%3A+The+common+chemical+sense%22">Chemisthesis: The common chemical sense</a>. , 2nd, Wiley-Liss. (2000).</li>
<li>Gross, E. A., Swenberg, J. A., Fields, S., Popp, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparative+morphometry+of+the+nasal+cavity+in+rats+and+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Anat%22%5BJournal%5D)">Comparative morphometry of the nasal cavity in rats and mice.</a> J. Anat. 135, 83-88 (1982).</li>
<li>Halpern, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+organization+and+function+of+the+vomeronasal+system%5BTitle%5D)+AND+%22Annu.+Rev.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">The organization and function of the vomeronasal system.</a> Annu. Rev. Neurosci. 10, 325-362 (1987).</li>
<li>Rodolfo-Masera, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Su+l%27esquoestizenza+di+un+particulare+organo+olfacttivo+nel+setto+nasale+della+cavia+e+di+altri+roditori%5BTitle%5D)+AND+%22Arch.+Ital.+Anat.+Embryol%22%5BJournal%5D)">Su l'esquoestizenza di un particulare organo olfacttivo nel setto nasale della cavia e di altri roditori.</a> Arch. Ital. Anat. Embryol. 48, 157-212 (1943).</li>
<li>Levai, O., Strotmann, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Projection+pattern+of+nerve+fibers+from+the+septal+organ%3A+DiI-tracing+studies+with+transgenic+OMP+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Histochemistry+and+Cell+biology%22%5BJournal%5D)">Projection pattern of nerve fibers from the septal organ: DiI-tracing studies with transgenic OMP mice.</a> Histochemistry and Cell biology. 120, 483-492 (2003).</li>
<li>Storan, M. J., Key, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Septal+organ+of+Gruneberg+is+part+of+the+olfactory+system%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Comp.+Neurol%22%5BJournal%5D)">Septal organ of Gruneberg is part of the olfactory system.</a> J. Comp. Neurol. 494, 834-844 (2006).</li>
<li>Restrepo, D., Arellano, J., Oliva, A. M., Schaefer, M. L., Lin, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Emerging+views+on+the+distinct+but+related+roles+of+the+main+and+accessory+olfactory+systems+in+responsiveness+to+chemosensory+signals+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Horm.+Behav%22%5BJournal%5D)">Emerging views on the distinct but related roles of the main and accessory olfactory systems in responsiveness to chemosensory signals in mice.</a> Horm. Behav. 46, 247-256 (2004).</li>
<li>Breer, H., Fleischer, J., Strotmann, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+sense+of+smell%3A+multiple+olfactory+subsystems%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Mol.+Life+Sci%22%5BJournal%5D)">The sense of smell: multiple olfactory subsystems.</a> Cell Mol. Life Sci. 63, 1465-1475 (2006).</li>
<li>Munger, S. D., Leinders-Zufall, T., Zufall, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Subsystem+organization+of+the+mammalian+sense+of+smell%5BTitle%5D)+AND+%22Annu.+Rev.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Subsystem organization of the mammalian sense of smell.</a> Annu. Rev. Physiol. 71, 115-140 (2009).</li>
<li>Finger, T. E., St Jeor, V. L., Kinnamon, J. C., Silver, W. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ultrastructure+of+substance+P-+and+CGRP-immunoreactive+nerve+fibers+in+the+nasal+epithelium+of+rodents%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Comp.+Neurol%22%5BJournal%5D)">Ultrastructure of substance P- and CGRP-immunoreactive nerve fibers in the nasal epithelium of rodents.</a> J. Comp. Neurol. 294, 293-305 (1990).</li>
<li>Papka, R. E., Matulionis, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Association+of+substance-P-immunoreactive+nerves+with+the+murine+olfactory+mucosa%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Tissue+Res%22%5BJournal%5D)">Association of substance-P-immunoreactive nerves with the murine olfactory mucosa.</a> Cell Tissue Res. 230, 517-525 (1983).</li>
<li>Baraniuk, J. N., Kim, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nasonasal+reflexes%2C+the+nasal+cycle%2C+and+sneeze%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Allergy+Asthma+Rep%22%5BJournal%5D)">Nasonasal reflexes, the nasal cycle, and sneeze.</a> Curr. Allergy Asthma Rep. 7, 105-111 (2007).</li>
<li>Lin, W., Ogura, T., Margolskee, R. F., Finger, T. E., Restrepo, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((TRPM5-expressing+solitary+chemosensory+cells+respond+to+odorous+irritants%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">TRPM5-expressing solitary chemosensory cells respond to odorous irritants.</a> J. Neurophysiol. 99, 1451-1460 (2008).</li>
<li>Ogura, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cholinergic+microvillous+cells+in+the+mouse+main+olfactory+epithelium+and+effect+of+acetylcholine+on+olfactory+sensory+neurons+and+supporting+cells%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Cholinergic microvillous cells in the mouse main olfactory epithelium and effect of acetylcholine on olfactory sensory neurons and supporting cells.</a> J. Neurophysiol. 106, 1274-1287 (2011).</li>
<li>Finger, T. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Solitary+chemoreceptor+cells+in+the+nasal+cavity+serve+as+sentinels+of+respiration%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Solitary chemoreceptor cells in the nasal cavity serve as sentinels of respiration.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 100, 8981-8986 (2003).</li>
<li>Gulbransen, B. D., Clapp, T. R., Finger, T. E., Kinnamon, S. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nasal+solitary+chemoreceptor+cell+responses+to+bitter+and+trigeminal+stimulants+in+vitro%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Nasal solitary chemoreceptor cell responses to bitter and trigeminal stimulants in vitro.</a> J. Neurophysiol. 99, 2929-2937 (2008).</li>
<li>Zhao, K., Dalton, P., Yang, G. C., Scherer, P. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Numerical+modeling+of+turbulent+and+laminar+airflow+and+odorant+transport+during+sniffing+in+the+human+and+rat+nose%5BTitle%5D)+AND+%22Chemical+Senses%22%5BJournal%5D)">Numerical modeling of turbulent and laminar airflow and odorant transport during sniffing in the human and rat nose.</a> Chemical Senses. 31, 107-118 (2006).</li>
<li>Ressler, K. J., Sullivan, S. L., Buck, L. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+zonal+organization+of+odorant+receptor+gene+expression+in+the+olfactory+epithelium%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">A zonal organization of odorant receptor gene expression in the olfactory epithelium.</a> Cell. 73, 597-609 (1993).</li>
<li>Vassar, R., Ngai, J., Axel, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spatial+segregation+of+odorant+receptor+expression+in+the+mammalian+olfactory+epithelium%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Spatial segregation of odorant receptor expression in the mammalian olfactory epithelium.</a> Cell. 74, 309-318 (1993).</li>
<li>Fulle, H. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+receptor+guanylyl+cyclase+expressed+specifically+in+olfactory+sensory+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">A receptor guanylyl cyclase expressed specifically in olfactory sensory neurons.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 92, 3571-3575 (1995).</li>
<li>Juilfs, D. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+subset+of+olfactory+neurons+that+selectively+express+cGMP-stimulated+phosphodiesterase+%28PDE2%29+and+guanylyl+cyclase-D+define+a+unique+olfactory+signal+transduction+pathway%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">A subset of olfactory neurons that selectively express cGMP-stimulated phosphodiesterase (PDE2) and guanylyl cyclase-D define a unique olfactory signal transduction pathway.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 94, 3388-3395 (1997).</li>
<li>Lin, W., Arellano, J., Slotnick, B., Restrepo, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Odors+detected+by+mice+deficient+in+cyclic+nucleotide-gated+channel+subunit+A2+stimulate+the+main+olfactory+system%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Neuroscience%3A+The+Official+journal+of+the+Society+for+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Odors detected by mice deficient in cyclic nucleotide-gated channel subunit A2 stimulate the main olfactory system.</a> The Journal of Neuroscience: The Official journal of the Society for Neuroscience. 24, 3703-3710 (2004).</li>
<li>Ishii, T., Omura, M., Mombaerts, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Protocols+for+two-+and+three-color+fluorescent+RNA+in+situ+hybridization+of+the+main+and+accessory+olfactory+epithelia+in+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurocyt%22%5BJournal%5D)">Protocols for two- and three-color fluorescent RNA in situ hybridization of the main and accessory olfactory epithelia in mouse.</a> J. Neurocyt. 33, 657-669 (2004).</li>
<li>Lee, A. C., Tian, H., Grosmaitre, X., Ma, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Expression+patterns+of+odorant+receptors+and+response+properties+of+olfactory+sensory+neurons+in+aged+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Chemical+Senses%22%5BJournal%5D)">Expression patterns of odorant receptors and response properties of olfactory sensory neurons in aged mice.</a> Chemical Senses. 34, 695-703 (2009).</li>
<li>Packard, A., Schnittke, N., Romano, R. A., Sinha, S., Schwob, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((DeltaNp63+regulates+stem+cell+dynamics+in+the+mammalian+olfactory+epithelium%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Neuroscience%3A+the+official+journal+of+the+Society+for+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">DeltaNp63 regulates stem cell dynamics in the mammalian olfactory epithelium.</a> The Journal of Neuroscience: the official journal of the Society for Neuroscience. 31, 8748-8759 (2011).</li>
<li>Matthews, J. B., Mason, G. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Influence+of+decalcifying+agents+on+immunoreactivity+of+formalin-fixed%2C+paraffin-embedded+tissue%5BTitle%5D)+AND+%22Histochem+J%22%5BJournal%5D)">Influence of decalcifying agents on immunoreactivity of formalin-fixed, paraffin-embedded tissue.</a> Histochem J. 16, 771-787 (1984).</li>
<li>Athanasou, N. A., Quinn, J., Heryet, A., Woods, C. G., McGee, J. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+decalcification+agents+on+immunoreactivity+of+cellular+antigens%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Clin.+Pathol%22%5BJournal%5D)">Effect of decalcification agents on immunoreactivity of cellular antigens.</a> J. Clin. Pathol. 40, 874-878 (1987).</li>
<li>Hegg, C. C., Irwin, M., Lucero, M. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Calcium+store-mediated+signaling+in+sustentacular+cells+of+the+mouse+olfactory+epithelium%5BTitle%5D)+AND+%22Glia%22%5BJournal%5D)">Calcium store-mediated signaling in sustentacular cells of the mouse olfactory epithelium.</a> Glia. 57, 634-644 (2009).</li>
<li>Spehr, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Essential+role+of+the+main+olfactory+system+in+social+recognition+of+major+histocompatibility+complex+peptide+ligands%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Neuroscience%3A+the+official+journal+of+the+Society+for+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Essential role of the main olfactory system in social recognition of major histocompatibility complex peptide ligands.</a> The Journal of Neuroscience: the official journal of the Society for Neuroscience. 26, 1961-1970 (2006).</li>
<li>Ma, M., Chen, W. R., Shepherd, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrophysiological+characterization+of+rat+and+mouse+olfactory+receptor+neurons+from+an+intact+epithelial+preparation%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">Electrophysiological characterization of rat and mouse olfactory receptor neurons from an intact epithelial preparation.</a> J. Neurosci. Methods. 92, 31-40 (1999).</li>
<li>Cygnar, K. D., Stephan, A. B., Zhao, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Analyzing+responses+of+mouse+olfactory+sensory+neurons+using+the+air-phase+electroolfactogram+recording%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Analyzing responses of mouse olfactory sensory neurons using the air-phase electroolfactogram recording.</a> J. Vis. Exp. (37), e1850(2010).</li>
<li>Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Whole+animal+perfusion+fixation+for+rodents%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Whole animal perfusion fixation for rodents.</a> J. Vis. Exp. (65), e3564(2012).</li>
<li>Lin, W., Margolskee, R., Donnert, G., Hell, S. W., Restrepo, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Olfactory+neurons+expressing+transient+receptor+potential+channel+M5+%28TRPM5%29+are+involved+in+sensing+semiochemicals%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Olfactory neurons expressing transient receptor potential channel M5 (TRPM5) are involved in sensing semiochemicals.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 104, 2471-2476 (2007).</li>
<li>Lin, W., Ezekwe, E. A., Zhao, Z., Liman, E. R., Restrepo, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((TRPM5-expressing+microvillous+cells+in+the+main+olfactory+epithelium%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Neurosci%22%5BJournal%5D)">TRPM5-expressing microvillous cells in the main olfactory epithelium.</a> BMC Neurosci. 9, 114(2008).</li>
<li>Ogura, T., Krosnowski, K., Zhang, L., Bekkerman, M., Lin, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chemoreception+regulates+chemical+access+to+mouse+vomeronasal+organ%3A+role+of+solitary+chemosensory+cells%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Chemoreception regulates chemical access to mouse vomeronasal organ: role of solitary chemosensory cells.</a> PLoS One. 5, e11924(2010).</li>
<li>Sathyanesan, A., Feijoo, A. A., Mehta, S. T., Nimarko, A. F., Lin, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Expression+profile+of+G-protein+%CE%B2%CE%B3+subunit+gene+transcripts+in+the+mouse+olfactory+sensory+epithelia%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Cellular+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Expression profile of G-protein βγ subunit gene transcripts in the mouse olfactory sensory epithelia.</a> Frontiers in Cellular Neuroscience. 7, 84(2013).</li>
</ol>

Авторы заявляют, что у них нет конкурирующих финансовых интересов.

Здесь мы показали, шаг за шагом способ выделения нетронутыми обонятельной и дыхательной ткани от мыши носа путем последовательного удаления окружающих костей при щадящем ткани ниже. Мы покажем, что тщательное удаление кости может сохранить даже самые деликатные ткани в полном объеме. Мы также разделяют понимание возможные модификации этого метода, в котором изолировать оба мозга и нос ткани вместе, чтобы сохранить нерв соединение. Этот новый метод обеспечивает средство для выделения целого обонятельную и дыхательную тка...

Млекопитающих носовую полость содержит различные типы тканей и органов, которые служат различные функции. Носовой полости находится в передней части верхних дыхательных путей, что позволяет воздушным транспортом в и из легких. Ингаляционный воздух проходит через носовую полость, где он подвергается температуры и влажности воздуха 1, а также очистки или фильтрации для удаления раздражающих и токсичных веществ и инфекционные микроорганизмы 2. Обе процедуры осуществляются в виде назального эпителия и субэпителиальные тканей, в том числе желез и сосудов и критически важно для защиты нижних дыхательных путей и легких. В дополнение к его роль в дыхании и эпителиальных защиты, носовой ткани также содержит периферических сенсорных аппаратов обонятельной и тройничного систем, которые обнаружить широкий диапазон химических веществ в прохождении воздуха. В зависимости от системы, которая активирована, сенсорных обнаружения химических веществ в носу может вызвать либоОбоняние, раздражение или боль 3,4. Периферийные обонятельная система сложна и состоит из нескольких анатомически отделены обонятельной сенсорных органов в полости носа. Среди них, основной обонятельный эпителий (МО) является самым большим, что составляет примерно 45-52% от назальный эпителий у грызунов 5 и расположена в задней области. В антеровентральном область, имеется пара трубчатых структур, известных как вомероназальный орган 6, который сидит вдоль каждой стороны носовой перегородки. Два дополнительных небольшими группами обонятельные сенсорные нейроны, известные как перегородки орган Masera 7,8 и 9 ганглий Грюнберг, проживающие вдоль вентральной перегородки и области спины входа полости носа соответственно. Эти периферические органы содержат нейроэпителий с отличительными особенностями в морфологии, экспрессии в клетках маркера, и физиологические функции. Вместе они обнаруживают тысячи запаховМолекулы с изысканной чувствительностью 10-12. В дополнение к обонятельные органы чувств, носовой полости также находится других сенсорных систем. Известно, что пептидергические тройничного нерва волокна присутствуют в назальный эпителий, особенно дыхательный эпителий 13,14. Некоторые из этих волокон обнаружить раздражающих и токсичных химических веществ и ответственны за введение защитных рефлексов, таких как кашель и чихание 4,15. Раздражает пахучих и горьких соединений может быть обнаружена и на недавно обнаруженной населения хемосенсорным одиночные клетки (СОС), многие из которых иннервируются нервными волокнами тройничного 16-19. Эти кластеры с единым хранилищем находятся в более высокой плотности в записи область носовой полости и каналы вомероназальной входа, намекая, что они могут также выполняют защитную функцию 16-18. Таким образом, назальный эпителий может существенно отличаться в зависимости, морфологии и клеточного состава в зависимости от иханатомических местах. Даже в пределах одного и специализированного эпителия, существуют региональные различия. МЧС является одним из таких примеров. МЧС линий различных раковин, которые сложны и свернулся структур. Из-за них, в разных частях МЧС опыт различных скоростях потока воздуха, и, таким образом, различные диффузии и освобожденных в воздухе молекулами запаха 20. Кроме того, известно, что обонятельной сенсорных нейронов (OSNs) экспрессии данного запах рецептор находится в одном из четырех обход зоны МО 21,22. Как это место разница влияет на ответы OSN на пахучие вещества в значительной степени неизвестны. Кроме того, некоторые OSN населения проявляют региональные предпочтения. Гуанилилциклазы-D (GC-D)-экспрессирующих OSNs имеют зональное распределение в пользу куль-де-мешок регионах ectoturbinates 23,24. Совсем недавно мы нашли субпопуляции канонической OSNs который выражает переходный рецепторный потенциал канала M5 (TRБДМ-5) и преимущественно расположены в поперечной и вентральной области 25. Эти результаты показывают, что МЧС не является единообразной. Тем не менее, как эти региональные различия влияют на обонятельные кодирование не поняли. Это отчасти потому, что тщательное физиологическое исследование МЧС и носа была ограничена трудностью получения нетронутыми носового эпителия с сохранением анатомической организации с использованием современных методов. Носового эпителия преимущественно окруженный передних костей черепа, в том числе носовой, верхней челюсти, небных, скуловых и решетчатой ​​костей. У взрослых мышей и других грызунов моделей, эти кости твердые и трудно удалить, не повреждая тесно связаны носовые ткани, в частности тонких раковин. Часто, на основе химических декальцинации используется для смягчения костей, чтобы cryosectioning носовых тканей для морфологического, иммуногистохимического и полевых исследованиях гибридизации, однако, зависимостьмости от возраста животного, декальцинации процесс может длиться в течение ночи до 7 дней 24,26-28. Это лечение также ограничена, поскольку она требует быть фиксатора ткани сохранились. Кроме того, химические декальцинации могут быть резкими и влияют на иммунную некоторых чувствительных антител 29,30. Для физиологических исследований, живой ткани не требуется, и, таким образом, эти эксперименты часто проводятся на изолированных OSNs МЧС или ломтиками, полученные из новорожденных, кости черепа тонкие и мягкие 17,31,32. Физиологические исследования могут также использовать весь препараты горе, разделив голову 25,33,34, но обычно только медиальной поверхности носа легко доступна, ограничивая физиологических записей на других областях. Здесь мы описываем эффективные, ручной метод обвалки подготовить нетронутыми носовых тканей с сохранением оригинальной анатомической организации и морфологии. Мы последовательно удалить основные кости переднейЧереп при вскрытии микроскоп, чтобы подвергать почти полностью нетронутым носовом эпителии, сохраняя при этом тонкие кости носовой раковины нетронутым, если мыши не очень старые и cryosectioning необходима. Мы также распространить метод сохранить соединение между носовой ткани и обонятельной луковицы, а также в остальной части мозга, способствуя тем самым одновременном рассмотрении и периферических и центральных схем. Наш метод может быть использован для получения параформальдегиде-фиксированных, а также свежие, живые тканей носа. Таким образом, наш метод, как ожидается, для облегчения морфологических, иммуногистохимических и физиологические исследования дыхания, обоняния и носового повреждения и болезни.

<table><tr><tbody><td colspan="4">Dissection</td></tr><tr><td>Rongeur, 1,0 мм Ширина челюсти</td><td>World Precision Instruments (WPI)</td><td>501333</td><td></td></tr><tr><td>Тонкие щипцы, Dumont 3 </td><td>WPI</td><td>503235</td><td></td></tr><tr><td>Тонкие щипцы, Dumont 55</td><td>WPI</td><td>14099</td><td></td></tr><tr><td>Тонкие щипцы, Dumont AA</td><td>Fine Science Tools (FST)</td><td>11210-20</td><td></td></tr><tr><td>Щипцы для образцов, Зубчатые</td><td>ножницы VWR</td><td>82027-440</td><td></td></tr><tr><td>Операционные ножницы</td><td>WPI</td><td>501753</td><td></td></tr><tr><td>Ирисовые ножницы, прямой</td><td>Miltex</td><td>V95-304</td><td></td></tr><tr><td>Микроскоп для рассечения</td><td>Olympus</td><td>SZ40</td><td></td></tr><tr><td colspan="4">[header]</td></tr><tr><td colspan="4">Supply embedding</td></tr><tr><td>Optimum cutting temperature (OCT) состав</td><td>Sakura Finetek</td><td>4583</td><td></td></tr><tr><td>Пластиковая форма для встраивания</td><td>VWR</td><td>15160-215</td><td></td></tr><tr><td>Аспираторный вакуумный насос</td><td>Fisher Scientific</td><td>09-960-2</td><td></td></tr><tr><td colspan="4">[header]</td></tr><tr><td colspan="4"><сильно>секционное окрашивание </сильно>Нейтральный</td></tr> <tr><td>красный</td><td>ACROS Органический</td><td>CAS 553-24-2</td><td>Окрашивание ядер</td></tr></tbody></table>

Эффективный метод обвалки Руководство Подготовиться Интактные Мышь носовой ткани с сохранением анатомической организации

An Effective Manual Deboning Method To Prepare Intact Mouse Nasal Tissue With Preserved Anatomical Organization

Млекопитающих нос многофункциональный орган со сложными внутренними структурами. Полость носа выстлана эпителием различные, такие как обонятельные, дыхательной и плоского эпителия которые существенно отличаются по анатомической локализации, морфологии и функции. У взрослых мышей, нос покрыты различными костей черепа, ограничивающий экспериментальных доступ к внутренней структуре, особенно в задней такие как основной обонятельный эпителий (МО). Здесь мы опишем эффективный метод получения почти весь и сохранности носовых тканей с сохранением анатомической организации. Использование хирургических инструментов при вскрытии микроскопом, мы последовательно удалить кости черепа окружающих тканей носа. Эта процедура может быть выполнена как на параформальдегиде фиксированной и недавно рассеченные, кожей руководители мыши. Вся процедура обвалки занимает приблизительно 20-30 мин, что значительно меньше, чем экспериментальный время, необходимое для обычной химической основе декальцификации. Кроме того, мы представляем простой способ для удаления пузырьков воздуха в ловушке между носовыми раковинами, которая имеет решающее значение для получения нетронутыми тонких горизонтальных или корональной или сагиттальных срезах из носовых подготовки ткани. Носовые ткани получают, используя наш метод может быть использован для наблюдения целого горе всей эпителия, а также морфологические, иммуноцитохимической, РНК в гибридизация и физиологических исследований, особенно в области исследований, в которых конкретные обследования и сравнения представляют интерес.

Используя этот метод, мы можем гарантированно получить почти полностью нетронутым тканей носа. 2А показывает изображение взрослого носовые образца у параформальдегиде фиксированной голове. В этом образце, все четыре суб-обонятельные органы чувств, в том числе МЧС, перегородки органа, ганглии Грюнберг, и ВНО, не повреждены. Кроме того, дыхательный эпителий и субэпителиальные тканей, таких как желез и сосудов, сохраняются. Мы успешно использовали этот метод в ряде исследований, в которых мы исследовали мо...

The mammalian nose is a multi-functional organ with intricate internal structures.  The nasal cavity is lined with various epithelia such as olfactory, ...

Здравствуйте, я Дэвид Дантон из лаборатории доктора Вунга Линна в UMBC. В этом видео мы демонстрируем эффективный метод подготовки тканей носа мыши с сохранением анатомической организации. Данная методика позволяет получить единый образец, содержащий почти всю носовую ткань, включая респираторную и обонятельную, эпителиальную и субэпителиальную ткани.Мы демонстрируем пошаговое удаление различных костей лицевого скелета вокруг носовых тканей, которое позволяет сохранить даже самые хрупкие структуры, такие как терминальные отделы главного обонятельного эпителия. Наш метод имеет значительные преимущества по сравнению с методами декальцинации, так как он исключает агрессивную химическую обработку, а удаление костей занимает от 20 до 30 минут. Другими преимуществами данной методики являются отсутствие ограничений по возрасту мыши и возможность ее применения как для фиксированных, так и для свежих тканей.Эти преимущества делают наш метод идеальным для морфологических, иммуногистохимических и физиологических исследований. Здесь представлена схематическая диаграмма костей черепа и носа с дорсальной стороны. В данном видео мы сосредоточимся на препарировании костей носа.На данной схеме представлена вентральная сторона костей черепа и носа. Это вид сверху, где в верхней части показаны недиссецированный череп и нос, а в нижней — диссецированный нос. В данный момент показаны терминальные отделы основного обонятельного эпителия.Здесь мы демонстрируем кости носа, начиная с дорсального вида. Это дорсальная часть скуловой пластинки, за которой следует скуловая дуга. Это носовая кость, а далее представлена расположенная ниже решетчатая пластинка.Ганглий Грюненберга расположен значительно спереди. При взгляде сбоку мы демонстрируем часть решетчатой кости, прикрывающую обонятельный эпителий носового хода, ганглий Грюненберга, верхнюю челюсть и передние резцы. Переходя к виду снизу, мы показали моляры, передние резцы, нёбную кость и сошник.Начните удаление кости vomer, осмотрев нос с вентральной стороны. Чтобы удалить кость vomer, с помощью пинцета разломите её вдоль всей длины, а затем удалите фрагменты кости, отклоняя их от подлежащих тканей, чтобы избежать повреждения носового органа RO. Для этой задачи используйте инструменты для перелома вентральной части передних резцов.Используя сжимающее движение, сломайте передние резцы в направлении кости Ульмера. После того как передние резцы будут сломаны, удалите с помощью пинцета оставшиеся фрагменты кости, прикрепленные к тканям. Чтобы высвободить верхнюю челюсть, начните с вентральной стороны и сломайте верхнюю челюсть непосредственно вентральнее скуловых дуг.Откиньте нос к дорсальной стороне и переломите верхнюю челюсть непосредственно перед скуловой дугой. Чтобы ослабить фиксацию верхней челюсти для удаления правой части носовой кости, удалите остатки лобной кости справа от носовой кости. Для этой задачи используйте щипцы Ронже.При использовании инструментов Ron следует соблюдать осторожность, чтобы не повредить тонкую решетчатую пластинку, так как повреждение решетчатой пластинки может привести к разделению носа пополам. Откиньте и удалите обломок кости. Затем откиньте дорсальную часть скуловой пластинки от подлежащих тканей.Разделите носовую кость вдоль ее средней линии. Используя пинцет или эразиум, захватите кость пинцетом и осторожно перемещайте ее из стороны в сторону, приподнимая. Эту процедуру следует проводить с осторожностью, так как при удалении кости легко повредить подлежащую ткань. После удаления кости можно отдельно рассмотреть подлежащую ткань, что показано на данном статичном изображении.Чтобы удалить кость, просто вырежьте ее с помощью пинцета или ножниц. Теперь приступайте к удалению передней части верхней челюсти. Если она еще не была удалена к этому моменту, то передняя часть верхней челюсти уже должна быть подвижной, поэтому удалите ее, разорвав все оставшиеся связи с тканями.Рассматривая образец с дорсальной стороны, удалите лобную кость, которая прилегает к левой стороне носовой кости. Используйте рондовые кусачки, чтобы разломать лобную кость. Для извлечения этого фрагмента лобной кости можно использовать рондовые кусачки или пинцет.В это время можно также ослабить фиксацию верхней челюсти, хотя это не обязательно. Чтобы удалить левую часть носовой кости, используйте пинцет и осторожно отделите носовую кость от многих окружающих ее костей. Затем захватите эту кость пинцетом и аккуратно перемещайте ее из стороны в сторону, одновременно приподнимая, чтобы отделить носовую кость от подлежащих тканей.По мере отделения подлежащей ткани от кости иногда можно использовать боковой ракурс, чтобы увидеть места прикрепления ткани к кости. С помощью пинцета осторожно отделите ткань, прикрепленную к кости, после чего удалите кость с помощью ножниц или пинцета. После удаления носовой кости удалите переднюю часть верхней челюсти с левой стороны носа, используя ту же технику, что и при удалении передней части верхней челюсти с правой стороны носа.Следующим шагом является удаление скуловой пластинки с левой стороны носа. Скуловая пластинка и подлежащие ткани могут оставаться частично прикрепленными; в этом случае можно использовать зубчатый пинцет, чтобы осторожно зажать и ослабить дорсальную часть скуловой пластинки. Осмотрите нос с вентральной стороны.Для идентификации моляров и небной кости можно удалить либо моляры, либо небную кость. Сначала представлен вид носа сбоку, на котором показано удаление моляров с правой стороны носа. Затем, используя urs с удаленной правой стороной верхней челюсти, удаляется небная кость.Затем раздробите оставшуюся часть верхней челюсти и моляров, удалив крупные костные фрагменты из нёбной кости или верхней челюсти. Отломите и удалите любые оставшиеся части решетчатой кости, выступающие в сторону эпителия. Поместите тонкий пинцет под кость и приподнимите её, чтобы отделить от подлежащей ткани.В качестве альтернативы используйте инструменты Rogers, как показано здесь, чтобы разломить кость, а затем с помощью тонкого пинцета отделите кость от подлежащей ткани. Так выглядит носовая раковина обонятельного эпителия человека. После этого данная кость будет удалена.Затем, в области латеральнее и медиальнее носовой кости, эта кость удаляется с помощью щипцов. Соблюдайте осторожность на этом этапе, чтобы не повредить решетчатую пластинку. После разлома кости извлеките её с помощью пинцета.Далее представлен вид носовой полости. После удаления этой кости следует проверить последнюю область — вокруг V-носового органа. Это необходимо, так как парные трубки V-носового органа разделены костью, которую я удаляю в данный момент в ходе данной диссекции.На данном изображении представлен вид сверху на нос, препарированный с использованием нашего метода. Далее мы повернули нос, чтобы показать его с разных ракурсов. Сначала показан вид сверху, затем — вид сбоку (слева), а в конце — вид снизу.Теперь мы подробно продемонстрируем особенности носа, полностью препарированного с использованием нашего метода, начиная с дорсальной стороны. В первой части мы покажем носовые раковины основного рефракторного эпителия. В тканях под носовыми костями имеются пузырьки воздуха; эти пузырьки удаляются путем вакуумирования образца при взгляде сбоку.Мы демонстрируем сохранную носовую раковину обонятельного эпителия человека. Обратите внимание на наличие пузырьков воздуха внутри носовых раковин. Железистая ткань расположена спереди от носовой раковины, а респираторный эпителий виден при данном латеральном ракурсе.При взгляде с вентральной стороны виден уязвимый носовой орган. На этом изображении показан расширенный вариант нашей методики диссекции, при которой луковицы обонятельного нерва головного мозга и нос удаляются из одного образца. Чтобы подготовить ткань к сечению, сначала возьмите пластиковую форму и заполните ее средой для оптимальной температуры резки (OCT-средой).Поместите исследуемую ткань в заполненную форму, а затем установите форму внутри кольца из силиконовой смазки на пластиковом чашечке; на кольцо силиконовой смазки будет установлена колба для создания герметичного уплотнения для вакуума. В нашей лаборатории используется вакуум, создаваемый с помощью проточной воды. Как только вакуум будет создан потоком воды, пузырьки воздуха будут удалены из ткани.Вакуум отключают, перекрыв подачу воды и отсоединив трубки. Затем извлекают пластиковую форму. На этом этапе я перемещаю ткань в нужное положение перед ее замораживанием.В нашей лаборатории для замораживания тканей используется сухой лед. Здесь представлены результаты получения срезов носа с использованием нашей методики диссекции и окрашивания нейтральным красным. Это горизонтальный срез, на котором видны носовые раковины, эпителий главного эффектора, железистая ткань и респираторный эпителий.Вторым является корональный срез, демонстрирующий сложную систему складок носовых раковин основного обонятельного эпителия. В данном видео мы демонстрируем метод ручного удаления костей носа для получения образца, оптимального для морфологических, иммуногистохимических или физиологических исследований.

an-effective-manual-deboning-method-to-prepare-intact-mouse-nasal

Research

JoVE Journal

Biology

Биология

Многоэлектродной массива (МЭС) записи обеспечивают метод для изучения электрической активности больших популяций нейронов. Здесь мы представляем подробности подготовки МЭС для записи с мышью вомероназального эпителия одновременно стимулирует ткани.

Многоэлектродной массива Записи вомероназального Эпителий

Мы опишем здесь метод biopsying обонятельной выстилки из крысы и человека полости носа. Эти биопсии могут быть использованы как для идентификации молекулярных аномалий заболеваний мозга или изоляции мультипотентных взрослых стволовых клеток, которые могут быть использованы для трансплантации клеток на животных моделях травмы мозга / болезнь.

Изоляция Носовые Обонятельные стволовых клеток от грызунов и человека

У мышей способность обнаруживать феромоны в основном при посредничестве вомероназального орган (ВНО). Здесь, острый срез подготовки ткани для проведения ВНО кальция изображений описан. Эта физиологическая подход позволяет наблюдений субпопуляций и / или отдельных нейронов в живой ткани и удобен для рецептор-лиганд идентификации.

Изображениями феромонов зондирования в мышь вомероназального острого Подготовка фрагментов тканей

Методы изучения вклада носоглотки связанных лимфоретикулярной ткани (NALT) для носа и системные иммунные реакции мышей на интраназальных вакцин описаны. Мы показываем, хирургической процедуры, чтобы установить NALT зависит от модели мыши...

Рассматривая роль носоглотки связанных лимфоретикулярных тканей (NALT) в мышь Ответы на вакцины

В этом видео описывается выделение вомероназального органа мыши (VNO) и подготовка тканей к разделению вибратома. Срезы используются для характеристики биофизических и физиологических характеристик конкретной группы сенсорных нейронов.

Подготовка вомероназального органа мыши к рассечению вибратома

Мышь аксессуар обонятельная луковица (АОВ) было трудно изучать в контексте сенсорной кодирования. Здесь мы демонстрируем рассечение, который производит Экс Vivo препарат, в котором AOB нейроны остаются функционально связан с их периферийных входов, содействия научным исследованиям в обработке информации феромонов мыши и kairomones.

Экс Vivo Препараты неповрежденной вомероназального органа и аксессуаров обонятельная луковица

Реснички обонятельных сенсорных нейронов содержат белки каскада передачи сигнала, но детальный пространственный анализ их распределения затруднителен при криосекциях. В данной статье мы описываем оптимизированный подход к мечению всей монтировки и визуализации цилиарных белков по всему экрану.

Всего горе Маркировка ресничек в Главном обонятельной системе мышей

Здесь мы представляем элегантный протокол для оценки в vivo вакцины эффективность и принимающих иммунных реакций. Этот протокол может быть адаптирована для модели вакцины, которые изучать вирусных, бактериальных, или паразитарные патогенов.

Оценка хост возбудитель ответы и эффективность вакцины в мышей

Этот протокол представляет собой надежный, подробный метод получения высокочистых синаптосом, синаптических везикул и других синаптических фракций из мозга мыши. Этот метод позволяет оценить синаптические процессы, включая биохимический анализ локализации и функции белка с компартментным разрешением.

Субклеточное фракционирование для выделения синаптических компонентов из мышиного мозга

В данной статье представлен упрощенный протокол диссекции и диссоциации обонятельного эпителия мыши с целью секвенирования одноядерной РНК.

Быстрая диссекция и диссоциация обонятельного эпителия мыши при одноядерных суспензиях

Узнайте метод подготовки интактной носовой ткани мыши с сохранением анатомической организации. Эта техника позволяет извлечь образец дыхательной и обонятельной ткани за 20–30 минут без агрессивной декальцинации.

Эффективный метод обвалки Руководство Подготовиться Интактные Мышь носовой ткани с сохранением анатомической организации

Больше видео