Порядок Роман для оценки подкрепляющих свойств Tastants у лабораторных крыс: Operant Интраоральная Самоуправление

Данное исследование оценивает процедуру роман для оценки подкрепляющие эффекты аппетитных решений в лабораторных крыс: внутриротовая самоуправления. С этой целью оперантный отвечать на запросы (то есть рычаг нажатием) для внутриротовой инфузий сладких растворов при различных концентрациях измеряли на непрерывных и прогрессивных соотношениях графиков армирования.

Общая цель данной процедуры состоит в том, чтобы применить принципы оперантного внутривенного самостоятельного введения лекарственных средств к исследованию оперантного самостоятельного введения сладких растворов, доставляемых путем внутрипероральной инфузии. Это достигается путем хирургической имплантации крысам канюли для ввода кислорода и головной уборки. Вторым этапом процедуры является выбор интересующего сахара и приготовление соответствующих концентраций раствора для самостоятельного введения в операционных камерах.

Третьим этапом процедуры является помещение крыс в оперантные камеры, прикрепление их канюль IO к соответствующей трубке и предоставление животным возможности самостоятельно вводить IO инфузии раствора свиты, используя различные концентрации и различные графики усиления. Заключительным этапом процедуры является удаление крыс из оперантных камер и промывание их канюль водой в рамках подготовки к следующему сеансу самостоятельного введения. В конечном счете, могут быть получены результаты, показывающие, что крысы приобретают и поддерживают самостоятельное введение сладких растворов, и что их поведение чувствительно к изменениям концентрации раствора и графика подкрепления, используемого при самостоятельном введении ИО.

Основное преимущество данной методики перед существующими методами наподобие питья раствора из носика или открытой реакции на твердые гранулы заключается в том, что этот металл позволяет протестировать любую концентрацию и любой объем любой водорастворимой пищевой добавки. Что еще более важно, мы можем проводить пассивные интервальные инфузии контрольных количеств растворов без каких-либо действий со стороны животного. Это дает возможность измерять искусственные реакции симпатии с помощью тестов активности.

Любые исследования рецидива в сочетании с интервальными инфузиями могут быть использованы для изучения восстановления, вызванного праймингом, а также потенциального перекрестного восстановления между швейцарскими растворами и наркотиками, которыми злоупотребляют. Этот метод может помочь ответить на ключевые вопросы в области пищевой зависимости и ожирения, такие как идентификация нейросубстратов, ответственных за приобретение, поддержание и рецидив компульсивного стремления к сладкому, а также выявление факторов, участвующих в ожирении, вызванном питанием. Также можно будет изучить генетические и эпигенетические факторы, участвующие в развитии компульсивного поиска пищи.

Все эксперименты одобрены Комитетом по уходу за животными Университета Гвельфа и проводятся в соответствии с рекомендациями Канадского совета по уходу за животными. Чтобы сконструировать канюлю IO, отрежьте кусок полиэтиленовой пластиковой трубки длиной около 130 миллиметров, чтобы создать F-образный фланцевый конец для крепления в ротовой полости. С помощью паяльника нагрейте конец трубки в течение двух-пяти секунд, а затем сразу же прижмите нагретый край трубки к плоской поверхности.

Отрежьте хирургический сетчатый диск диаметром примерно шесть-семь миллиметров и наденьте его на длину трубки до тех пор, пока он не упрется в заднюю часть F-образного фланца конца канюли. Для каждой канюли IO вырежьте один дополнительный хирургический сетчатый диск диаметром примерно восемь миллиметров и три квадрата эластичной ленты размером шесть на шесть миллиметров в течение как минимум 24 часов до операции. Простерилизуйте канюлю для ввода кислорода, хирургические сетчатые диски и эластичные квадраты в антибактериальном растворе примерно за 30 минут до операции.

Введите подкожную инъекцию антибиотика дейна и обезболивающего мелоксикама. После использования изофтора для индуцирования общей анестезии в соответствии с текстовым протоколом и проверки седации с помощью зажима пальца ноги используйте ватный тампон для введения местного анестетика вдоль внутренней левой щеки, где будет имплантирована канюля. Затем введите местный анестетик, такой как лидокаин гидрохлорид, в место разреза биопсийной иглы и головного колпачка.

Нанесите смазывающую глазную мазь на оба глаза. Далее сбрейте участок волос размером 10 на 10 миллиметров у основания шеи. Используйте стерильную марлю для тампона и очистите область антибактериальным мылом, а затем 70% спиртом.

И, наконец, Бетадин. Затем вставьте иглу из нержавеющей стали 15-го калибра у основания шеи и переместите ее подкожно вокруг уха к левой щеке. Расположите кончик иглы и пропустите его через щеку за первым коренным зубом внутри ротовой полости.

Пропустите канюлю IO через кончик выступающей иглы, а затем удалите иглу, оставив только канюлю с одним хирургическим сетчатым диском, за которым следуют три квадратных эластичных диска на внешнюю часть канюли, и сдвиньте их к открытой коже в задней части шеи, чтобы стабилизировать ее. Затем используйте антибактериальный ополаскиватель для полости рта, чтобы промыть канюлю IO перед операцией на макушке головы. Модифицируйте капроновый болт, удалив его головку, а затем вырезайте двухмиллиметровый паз по длине резьбы.

После сбривания полоски волос размером 10 на 20 миллиметров по средней линии головы используйте стерильную марлю для мазка и очистите выбритый участок как показано ранее для щеки хирургическим скальпелем, сделайте разрез длиной 20 миллиметров вдоль сагиттала. Затем с помощью ручной дрели проделайте четыре отверстия, по два с каждой стороны шва. Наконец, используйте ювелирные винты и стоматологический цемент для крепления болта к черепу после операции.

Разместите крысу в индивидуальной клетке и наблюдайте за ней в течение 24 часов. Обратитесь к текстовому протоколу для дополнительного ухода и очистки канюли IO для экспериментов, проводимых в оперантной камере. Описано в текстовом протоколе.

Используя воду обратного осмоса, сделайте 8%, 25% и 50% разведение 55% кукурузного сиропа с высоким содержанием фруктозы или HFCS после взвешивания крысы и переноса ее в домашней клетке в испытательную комнату. Удалите пищу или подстилку, которые могут скапливаться в канюле IO, с помощью шприца объемом 12 миллилитров, закрепленного иглой 16 калибра, и 50-миллиметровой полиэтиленовой трубкой для нагнетания воздуха через канюлю в оперантной камере. Используйте иглу 20 калибра в качестве вала для соединения канюли ввода-вывода с трубкой тигона.

Закрепите нижнюю часть трубки в пазу ремня и соедините верхнюю часть с вертлюгом, защищенным качелями. Затем соедините основание пружины с резьбой болта, установленного на голове крысы. Дайте крысе акклиматизироваться в камере в течение пяти минут, а затем начните сеанс самостоятельного управления, включив свет в доме.

Представляем два выдвижных рычага и подсвечиваем световой стимул над активным рычагом в течение 30 секунд. Для одного из первых и всех последующих тестов PR используйте график PR, описанный Ричардсоном и Робертсом, где эскалация отношения отклика равна пятикратному E, увеличенному до числа инъекций, умноженного на 0,2 минус пять. Для сеансов сбора данных с первого по 10-й используйте непрерывный график подкрепления, в соответствии с которым каждое нажатие на активный рычаг приводит к вливанию 80 микролитров испытуемого раствора в течение 2,5 секунд, чтобы обеспечить достаточное время для приема внутрь, установите период тайм-аута в 27,5 секунды, в течение которого активный рычаг убирается и активируется стимульный свет.

Не устанавливайте ограничение на количество инфузий, доступных в рамках каждого сеанса самостоятельного введения IO. Если крыса не реагирует на активный рычаг в течение 20 минут подряд, подготовьте крысу, облегчив ей однократное нажатие на активный рычаг. После сеансов самостоятельного введения удалите крысу из оперантной камеры.

Используйте два миллилитра воды, чтобы промыть канюлю IO и верните крысу в ее домашнюю клетку в комнате колонии. Следуйте графику кормления, который указан в текстовом протоколе. На этом рисунке показана реакция оперы на активные и неактивные рычаги во время самостоятельного приема 8, 25 или 50% HFCS в течение 10 последовательных сеансов.

Крысы приобретают ИО самостоятельного введения HFCS в течение первых трех сеансов и сохраняют стабильную активную реакцию рычага в течение оставшейся части приобретения. Также очевидны различия в реакциях активных рычагов, зависящие от концентрации. Например, по сравнению с 25% HFCS реакция значительно ниже у крыс, самостоятельно принимающих 50% HFCS.

Крысы сохраняют промежуточный уровень оперантного ответа при введении 8% HFCS и демонстрируют большую индивидуальную вариабельность реакций активного рычага при поступлении и точку разрыва, которая определяется как последняя полученная инфузия из-за отсутствия реакции на активном рычаге в течение как минимум одного часа, представлены на этих графиках соответственно. В первом тесте PR наблюдается умеренная частота отклика для всех концентраций HFCS. Тем не менее, групповые различия проявляются во втором тесте, где более высокие концентрации вызывают больше ответов и более высокие точки разрыва.

Пытаясь выполнить эту процедуру, важно часто проверять своих животных на предмет скопления жидкости на головной кепке и протечек во время сеанса самостоятельного введения. Кроме того, отсев в этих экспериментах должен быть минимальным, потому что операция канюляции ИО может быть выполнена во второй раз, если животные вытаскивают канюлю или отгрызают ее между сеансами самостоятельного введения. После просмотра этого видео у вас должно быть хорошее представление о том, как модифицировать хирургические процедуры и открывать камеры для проведения экспериментов по самостоятельному введению интраорального введения на лабораторных крысах.