ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Авторы хотели бы поблагодарить доктора Бьяджо Pietra за его предыдущей работы в нашей лаборатории.

Все животные были размещены под свободных от патогенов условиях в Университете Колорадо Барбара Дэвис Центр вивария под одобрения IACUC и заботу в соответствии с директивами NIH. Глубина анестезии судят по ног крайнем случае первоначально и соблюдением частоты дыхания как только процедура началась. 1. Донорского сердца Урожай <ol><li> Обезболить мыши-донора путем введения пентобарбитала (60 мг / кг IP). </li><li> Остановите мышь на 4-полосных ограничений и клип мех. Протрите кожу спиртом. </li><li> После вскрытия от кожи, вскрыть брюшную полость, сделав поперечный разрез просто уступает диафрагмы. </li><li> Отрежьте заднюю мембраны до реберной вставки и поднимите переднюю грудную стенку вперед и сверху подвергая сердце. </li><li> Расширение полную толщину разрезать заднюю боковую грудную полость на левой и правой сторонах груди. </li><li> Изолироватьнижняя полая вена (НПВ) и поместите свободную 5-0 шелковой нити вокруг IVC, прилегающей к его включения в правом предсердии. </li><li> Введите 1.0 куб.см. 4 ° C гепаринизированным физиологическим раствором (200 ед / см) в НПВ, то перевязывать сосуд с 5-0 шелковой нити и разделить. </li><li> Изолировать правильный верхней полой вены (rSVC) аналогичным образом и перевязывать с 5-0 шелковой нити и разделить. </li><li> Аккуратно свернуть сердце к правой стороне животных и изолировать левую верхней полой вены (LSVC), перевязывать с 5-0 шелковой нити и разделить подвергая левую легочную артерию. </li><li> Закрепите сердце под мокрой марли в то время как тимус является тупым, расчлененный от главной легочной артерии (ПА) и левой и правой ветвей ПА и восходящей аорты арку. </li><li> Блант препарировать дуги аорты без окружающих тканей. Микро-ножницы используются для разделения аорты проксимальнее правой плечевой-головной артерии, то есть не должно быть никаких филиалов между сердцем и разделенияточка аорты. </li><li> В этом разделе дуги аорты формирует артериальное манжету для процесса имплантации. </li><li> Отражение аорты манжету книзу, чтобы выставить багажник PA и левые и правые ветви ПА. </li><li> Блант рассекают левую и правую ветви PA от окружающих тканей, как недалеко от сердца, как это возможно. Это позволяет легко рассечения ствола Звуковая от окружающих тканей. </li><li> Разделите ствол PA как дистально это возможно, только проксимальнее ее бифуркации. В этом разделе легочной артерии формирует венозный манжету для процесса имплантации. </li><li> Поместите 5-0 шелковой нити вокруг основания сердца и галстук. Сердце затем разрезают бесплатно в основе, и помещают в 4 ° C физиологического раствора. Общее время сбора урожая составляет ок. 10-15 мин. </li></ol> 2. Сердце Имплантат Техника <ol><li> Обезболить мышей-реципиентов пентобарбиталом (60 мг / кг IP начальная доза 25 мг / кг IP дополнительной дозы при необходимости). </li><li> Клип мех ииммобилизации мышь на 4-полосных ограничений и приготовительному кожу повидон-йода и драпировка в стерильных моды. </li><li> Сделайте 2 см срединный вертикальный разреза брюшной полости и проникновения в брюшную полость. </li><li> Уберите кишечника сверху и вовне на груди. Держите завернутый в стерильный влажной марлей (стерильный физиологический раствор) в течение случае. </li><li> Изолировать брюшной аорты и нижней полой вены (НПВ) ниже почечных сосудов и поместить 4-0 хлопка связей вокруг аорты и IVC превосходит то уступает анастомоза. </li><li> Выявление любых поясничные сосуды внутри области и перевязывать с 10-0 нейлоновой ниткой. </li><li> Узел хлопковые связей, в первую уступает затем начальника. Таким образом некоторые сохраняется в крови в аорте решений aortotomy легче. </li><li> Сформируйте aortotomy с иглой 30 G, чтобы войти в просвет аорты. Расширить разрез с мелкими микро ножницами до длины примерно 2 мм. Этот разрез сделан по прямой линии вдоль длиннойпродольный оси судна. </li><li> Сделать конец в сторону анастомоза доноров аорты в аорту получателя в следующем виде. Наведите 10-0 нейлона шов пребывания стежок в в донорской аорты и в нижний угол разреза в аорте получателя и галстук. Поместите вторую 10-0 нейлона напротив первой в донорской аорты и верхней углу разрез в брюшной аорте и галстук. </li><li> Сделайте работает линии шва от начальника к уступают в боковой стенке аорты и галстук против ранее размещенных пребывания стежка. Не забудьте принести интим (поверхностные Внутренний сосуд) вместе, как вы стежка. Тогда шов медиальной стороны в бегущей моды и галстук. Первый и последний стежок на каждой стороне должны быть размещены как можно ближе к отдыху стежков, насколько это возможно. Тогда цель иметь 3 равномерно расположенных швов между этими двумя, делая в общей сложности 5 строчек. </li><li> Сделать конец в сторону анастомоза доноров легочной артерии получателю IVC в следующим образом. PunctЮр IVC с 30 G иглы и продлить разрез для ок. 2 мм с мелкими микро ножницы. Этот разрез сделан по прямой линии вдоль продольной оси судна. </li><li> Свяжите доноров легочной артерии к нижней углу разрез в НПВ с 10-0 нейлона. Поместите вторую 10-0 нейлона напротив первой в донорской артерии и верхней углу разрез в НПВ и галстук. </li><li> Сделайте работает линии шва между легочной артерией и НПВ и галстук. Первый и последний стежок на каждой стороне должны быть размещены как можно ближе к отдыху стежков, насколько это возможно. Тогда цель иметь 5 равномерно расположенных швов между этими двумя, делая в общей сложности 7 строчек. </li><li> Отпустите дистального 4-0 хлопка галстук восстановлении венозный приток. </li><li> После того, как было отмечено, гемостаз венозной анастомоза ближний 4-0 хлопок галстук постепенно ослабил и артериальная анастомоза наблюдается для гемостаза. Когда оба анастомозы считаются безопасными, удалите грОттон связывает с помощью мыши. </li><li> Вернуться кишечника в брюшную полость. Брюшная стенка закрыта в два слоя с использованием 5-0 шелковых шва в запущенном моды. </li><li> Администрирование 1,0 мл болюс стерильной теплой физиологического раствора в брюшную полость в виде инфузионной терапии при закрытии, и 0,8 мл физиологического раствора вводят подкожно после операции. Никакие другие меры поддержки не требуется во время операции. Восстановление животное на потепление одеяло. Всего имплантат время составляет ок. 90-120 мин для начинающих, 45-60 мин с опытом. Администрирование бупренорфин обезболивание, 0,05 мг / кг, SC, 0,1-0,2 мл в начале процедуры и каждые 6-12 ч в течение 72 ч после соч. </li></ol> 3. Оценка трансплантата <ol><li> Оценка функции трансплантата ежедневно транс-пальпации живота. </li><li> Держите мышь, как будто это были быть переданы внутрибрюшинным. </li><li> Аккуратно нажмите на кончик указательного пальца по отношению к брюшной стенке и выяснить, как бьется улength и регулярность трансплантата. </li><li> Дайте КАЧЕСТВА пальпации оценку от 4 (нормальная амплитуда и частота) в 0 (не избиение отклонил трансплантата). </li></ol> ВАЖНЫЕ ПРИМЕЧАНИЯ: Все инструменты стерилизуются, стерильные перчатки носят в течение всей процедуры и стерильный поле поддерживается. Донор и реципиент операции выполняются с использованием операционного микроскопа. Убедитесь, что анастомозы &quot;чистыми&quot;. То есть, что задние стены не поймали при размещении швов. Это приведет к значительным сужение течь, что, скорее всего, результат в неудачной трансплантата и в крайних случаях, чтобы задних конечностей паралич. Это также важно, чтобы толщина полный проходит в том числе адвентиции сосудов и внутренней оболочкой из шовной иглы будут достигнуты. Evertion краев также гарантирует, что есть интим-на-интиме контакт, который помогает в герметизации и заживление анастомоза. Другой жизненно важный фактили является обеспечение того, натяжение анастомоза линий швов, также является оптимальным. Слишком свободный и там будет необратимым утечка, слишком туго и стриктуры течь приведет. Если на артериальной стороне это приведет к недостаточной перфузии трансплантата, если на венозной стороне сердца перегруженным приведет.

<ol><li>Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heart+transplantation+in+congenic+strains+of+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Transplant+Proc%22%5BJournal%5D)">Heart transplantation in congenic strains of mice.</a> Transplant Proc. 5 (1), 733 (1973).</li>
<li>Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Primarily+vascularized+allografts+of+hearts+in+mice.+The+role+of+H-2D%2C+H-2K%2C+and+non-H-2+antigens+in+rejection%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Primarily vascularized allografts of hearts in mice. The role of H-2D, H-2K, and non-H-2 antigens in rejection.</a> Transplantation. 16 (4), 343 (1973).</li>
<li>Niimi, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+technique+for+heterotopic+cardiac+transplantation+in+mice%3A+experience+of+3%2C000+operations+by+one+surgeon%5BTitle%5D)+AND+%22J+Heart+Lung+Transplant%22%5BJournal%5D)">The technique for heterotopic cardiac transplantation in mice: experience of 3,000 operations by one surgeon.</a> J Heart Lung Transplant. 20 (10), 1123 (2001).</li>
<li>Plenter, R. J., Zamora, M. R., Grazia, T. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Four+decades+of+vascularized+heterotopic+cardiac+transplantation+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22J+Invest+Surg%22%5BJournal%5D)">Four decades of vascularized heterotopic cardiac transplantation in the mouse.</a> J Invest Surg. 26 (4), 223 (2013).</li>
<li>Su, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modified+suture+technique+in+a+mouse+heart+transplant+model%5BTitle%5D)+AND+%22Asian+J+Surg%22%5BJournal%5D)">Modified suture technique in a mouse heart transplant model.</a> Asian J Surg. 34 (2), 86 (2011).</li>
<li>Mao, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+and+knotless+technique+for+heterotopic+cardiac+transplantation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Heart+Lung+Transplant%22%5BJournal%5D)">A novel and knotless technique for heterotopic cardiac transplantation in mice.</a> J Heart Lung Transplant. 28 (10), 1102 (2009).</li>
<li>Csencsits, K. L., Bishop, D. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Contrasting+alloreactive+CD4%2B+and+CD8%2B+T+cells%3A+there%27s+more+to+it+than+MHC+restriction%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Transplant%22%5BJournal%5D)">Contrasting alloreactive CD4+ and CD8+ T cells: there's more to it than MHC restriction.</a> Am J Transplant. 3 (2), 107 (2003).</li>
<li>Hasegawa, T., Visovatti, S. H., Hyman, M. C., Hayasaki, T., Pinsky, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heterotopic+vascularized+murine+cardiac+transplantation+to+study+graft+arteriopathy%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Protoc%22%5BJournal%5D)">Heterotopic vascularized murine cardiac transplantation to study graft arteriopathy.</a> Nat Protoc. 2 (3), 471 (2007).</li>
<li>Linfert, D., Chowdhry, T., Rabb, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lymphocytes+and+ischemia-reperfusion+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Transplant+Rev%22%5BJournal%5D)">Lymphocytes and ischemia-reperfusion injury.</a> Transplant Rev. 23 (1), (2009).</li>
<li>Grazia, T. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acute+cardiac+allograft+rejection+by+directly+cytotoxic+CD4+T+cells%3A+parallel+requirements+for+Fas+and+perforin%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Acute cardiac allograft rejection by directly cytotoxic CD4 T cells: parallel requirements for Fas and perforin.</a> Transplantation. 89 (1), 33 (2010).</li>
<li>Liu, F., Kang, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heterotopic+heart+transplantation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Heterotopic heart transplantation in mice.</a> J Vis Exp. (6), (2007).</li>
<li>Plenter, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heterotopic+heart+transplantation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22European+Society+for+Surgical+Research.+45th+Annual+Congress%22%5BJournal%5D)">Heterotopic heart transplantation in mice.</a> European Society for Surgical Research. 45th Annual Congress. , (2010).</li>
</ol>

Авторы не имеют ничего раскрывать.

Эта хирургическая техника не прост в освоении, но после освоения является мощным инструментом исследования. Исследователь / хирург награжден консистенции техники и вниманием к деталям. Терпение на этапе обучения является ключевым фактором. По опубликованным на Niimi 3, с помощью видео на основе учебного пособия, которое требуется в среднем 11 попыток достичь первый успешный порядок и 78 попытки по достижению 90% успеха. Видео стали важным инструментом обучения в хирургии 11,12. Поиск неисправностей Кровотечение из анастомозов может произойти, и это, скорее всего, в результате либо отсутствие правильного напряженности в швами, или слишком мало швов. Хотя свертывания вызывая агента, такого как Gelfoam может быть полезным для снижения утечек, мы рекомендуем, чтобы хирург должен полагаться на хорошей техникой. Насыщенный без бьющееся сердце является чаще всего из-за анастомозов, которые слишком туго, особенно на венозной стороне. Не-Beatiнг, не перфузии трансплантата обычно вызывается пузырька воздуха, который прошел в одном из коронарных артерий. Важно поддерживать влажную к влажным поле, чтобы избежать попадание пузырьков в сосудах. Ограничения техники Этот метод не подходит, если исследователь хочет расследовать влияние на полностью функционирующего сердца. Это потребует Ортотопическая технику трансплантации, которая на сегодняшний день оказалось невозможным выполнить. Значение в отношении существующих методов Если кто-то хочет, чтобы изучить эффекты на полностью васкуляризированной, твердой трансплантации органов у мышей, то модель сердца, вероятно, самый простой в освоении. Мышиные модели из легких, почек и трансплантации печени действительно существуют, но гораздо труднее учиться и совершенным. Критические шаги в рамках протокола Это жизненно важно, что полная толщина рослы, включая адвентиции сосудов и внутренней оболочкой шовной иглы будут достигнуты. Evertion краев также гарантирует, что есть интим-на-интиме контакт, который помогает в герметизации и заживление анастомоза. Другой жизненно важным фактором является обеспечение того, чтобы натяжение анастомоза линий швов, также является оптимальным. Слишком свободный и там будет необратимым утечка, слишком туго и стриктуры течь приведет. Если на артериальной стороне это приведет к недостаточной перфузии трансплантата, если на венозной стороне сердца перегруженным приведет. Прежде всего, повторения, последовательность процедуры и постоянного внимания к деталям даст большие результаты и финансируемыми и публикуемые данные.

В эпоху, когда это возможно, чтобы выполнить в почках, легких, печени и поджелудочной железы, пересадка на мышах, краеугольным камнем основной трансплантации органов и иммунологии исследований с 1973 года 1-4 остается гетеротопическая сердце модель трансплантации у мышей. За прошедшие годы несколько работ были опубликованы подробно улучшения / уточнения 5,6 к этой процедуре. В качестве модели твердого органов, прежде всего, васкуляризированной трансплантации эта процедура является первоклассным. После того, как освоили эту процедуру поддается исследованию в аллогенных ответов отторжения 7, развитию хронических васкулопатий 8 и механизмов ишемии реперфузии 9. Ключи для успешного обучения этой процедуры такие же, как и любая другая операция, терпения со стороны преподавателя и обучаемого и вниманием к деталям. В начале процесса новый хирург найдет, что тэй будет тратить много часов на каждом пересадки. По мере накопления опыта, хирургические раз, и поэтому ишемия, будет резко сократить. Обращая внимание на детали каждого шага, рано или поздно приведет к успеху. В то время как инструктор может делать все возможное, чтобы пройти дальше, и предвидеть, все возможные падений ямы, которые могут возникнуть во время этих операций, &quot;творческая&quot; стажер, скорее всего, найти некоторые из своих собственных! Основы процедуры заключаются в следующем. Донор возрастанию дуги аорты является конец-в-бок анастомозировали для получателя брюшной аорты и доноров легочной артерии является конец-в-бок анастомозировали для получателя брюшной нижней полой вены (НПВ). Кровь поступает из аорты реципиента в ретроградным способом через аорты донора к коронарных артерий. После того как кровь протекает через коронарной системы она стекает в правое предсердие через коронарный синус, перекачивается в правый желудочек изатем через легочную артерию в получателя IVC. Таким образом, коронарная система снабжена артериальной крови и синусовый ритм возвращается к трансплантата в течение 1-2 мин реперфузии. Поскольку левые камеры сердца, по существу, давление под загружены левого желудочка свободной стенки атрофируются со временем.

<table><tbody><tr><td>Instrument</td><td>Roboz #</td><td>Fine Science Tools #</td><td>Arosurgical #</td></tr><tr><td>Прямой микрорассекающий щипец #5</td><td>RS-5015</td><td>11295-51</td><td></td></tr><tr><td>Изогнутый микрорассекающий щипец #7</td><td>RS-5047</td><td>11297-00</td><td></td></tr><tr><td>Изогнутый зубчатый щипец</td><td>RS-5137</td><td>11052-10</td><td></td></tr><tr><td>Ножницы для микрорассечения Vannas, короткие</td><td>RS-5610</td><td></td><td>09.140.08</td></tr><tr><td>Ножницы для микрорассечения, прямые, острые, длинные</td><td></td><td>11.602.11</td><td></td></tr><tr>Иглодержатель <td></td><td></td><td>с ручкой микропружины</td><td>11.549.15</td></tr><tr><td>Прямой щипец</td><td></td> для комаров <td>91308-12</td><td></td></tr><tr><td>Ножницы для микрорассечения, прямые, тупые</td><td>RS-5962</td><td>14078-10</td><td></td></tr><tr><td>Микрорассекающие ножницы, изогнутые, тупые</td><td>RS-5981</td><td>14079-10</td><td></td></tr><tr><td>Микровтягивающий</td><td>RS-6540</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Лоток для инструментов, 10" x 6 &frac12; &rdquo; x &frac34; «</td><td>RT-1350S</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Шелковый шовный материал, 5/0, катушка 22,5 м</td><td></td><td>18020-50</td><td></td></tr><tr><td>10/0 нейлоновый</td><td></td><td></td><td>T4A10Q07</td></tr><tr><td>шелк</td><td></td><td></td><td>E19A05N</td></tr><tr><td>Перчатки</td><td></td><td>Биогель от Medex Supply Drapes</td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td>Precept, #64-9012-9</td><td></td></tr><tr><td>Шприцы</td><td></td><td>B-D 1 мл инсулин, #329424</td><td></td></tr><tr><td>Ватные аппликаторы</td><td></td><td>Fisher-brand, #23-400-100</td><td></td></tr><tr><td>Повидон-йодные тампоны</td><td></td><td>PDI, #B40600</td><td></td></tr><tr><td>4/0 Хлопчатобумажные галстуки</td><td></td><td></td><td>Хлопок бытовой хлопок автоклавный с инструментами</td></tr></tbody></table>

Мышиные Гетеротопическая пересадке сердца Техника

Murine Heterotopic Heart Transplant Technique

В настоящее время более сорока лет с тех пор этот метод был впервые сообщил Корри, Wynn и Рассела. Хотя на это потребовалось несколько лет для других лабораториях, чтобы стать специалистами в и использовать эту технику, в настоящее время широко используется во многих лабораториях по всему миру. Значительное уточнение к оригинальной методике была разработана и представлена ​​в 2001 году на Niimi. Описанный здесь являются методы, которые развивались на протяжении более чем десяти лет в руках трех хирургов (Plenter, Grazia, Pietra) в нашем центре. Эти методы в настоящее время переданы молодому поколению хирургов и исследователей. Опираясь главным образом на опыте Niimi, используемые процедуры развивались в мелких деталей - детали, которые мы постараемся рассказать здесь таким образом, что другие могут быть в состоянии использовать эту очень полезную модель. Как Niimi, мы обнаружили, что видео помощь обучения является бесценным ресурсом для новичка.

<html> Использование этой хирургической техники открывает путь как для простых выживаемость трансплантата / отторжения исследований или достаточно сложных экспериментальных протоколов. В исследовании кратко описанного на рисунке ниже, мы стремились определить причастность, если таковые имеются, ФАС и / или перфорина как механизмов лимфоцитов CD4 опосредованной сердечной отторжения. Это стало возможным внеочередным массив линий мышей, которые доступны сегодня. Результаты показывают, что прямой отказ от сердечных аллотрансплантатов по CD4 эффекторных Т-клеток требуется альтернативный вклад трансплантата Fas выражения и выражения ячейки перфорина T. Насколько нам известно, это первая демонстрация, что цитолитическую активность лимфоцитами CD4 может играть облигатным роль первичного острого отторжения трансплантата в естественных условиях. 1.jpg &quot;/&gt; . Рисунок 1 Перфорин и Fas Представляете облигатных и параллельные пути из CD4 Т-клеточно-опосредованный отторжение сердечных В6, В6 PFPKO (перфорин выбивки) и B6 GLD (Fas-лиганд дефицитные) CD4 Т-клетки были использованы для восстановления B6 тряпку - / - получатели С3Н дикого типа или Fas-дефицитных C3h LPR сердечных аллотрансплантатов. Удаление только Fas (♦, р = NS по сравнению с контрольной Вт C3h + В6 CD4 T-клетки) от донора сердца или удаления или только перфорина от CD4 Т-клеток (■, р = NS по сравнению с контрольной Вт C3h + В6 CD4 Т клетки) не отменил отказ. Интересно, что удаление FasL от эффекторных лимфоцитов CD4 сделал отказ задержки значительно (●, р &lt;0,02 в сравнении Вт С3Н + В6 лимфоцитов CD4, р &lt;0,01 по сравнению с Вт С3Н + В6 PFPKO лимфоцитов CD4, и р &lt;0,01 по сравнению с . С3Н LPR + B6 CD4 T-клетки). Однако большинство аллотрансплантатов все еще отклонены (4 из 5). Важно отметить, что одновременное удаление обоих доноров Fas и CD4 Т-клеток перфоринаполностью аннулировал отказ (○, р &lt;0,002 по сравнению с контрольной Вт C3h + B6 CD4 Т-клетки, Вт С3Н + B6 PFPKO CD4 Т-клетки, и С3Н LPR + B6 CD4 Т-клетки). Это отмена была значительно более надежными, чем индивидуального удаления лимфоцитов CD4 FasL (○, р &lt;0,003 по сравнению с контроль-Вес С3Н + В6 GLD CD4 T-клетки). От Grazia и др. 10. Печатается с разрешения.

Рукопись описывает шаги, необходимые для выполнения гетеротопической пересадку сердца у мышей.

It is now over forty years since this technique was first reported by Corry, Wynn and Russell. Although it took some years for other labs to become ...

Общая цель данной процедуры заключается в выполнении и оценке жизнеспособности гетеротопической трансплантации сердца мыши. Это достигается путем предварительного тщательного извлечения сердца донора. На втором этапе в организме реципиента хирургическим путем подготавливается место для трансплантата, чтобы обеспечить достаточное пространство для имплантации донорской ткани.Затем донорское сердце трансплантируют путем формирования артериального и венозного анастомозов. На заключительном этапе перед закрытием полости реципиента проверяют гемостаз в местах наложения сосудистых швов. В конечном итоге состояние трансплантата можно контролировать путем ежедневной пальпации для оценки влияния различных факторов на выживаемость донорского трансплантата.Визуальная демонстрация этого метода имеет решающее значение, так как этапы формирования анастомоза сложно освоить. Натяжение швов должно быть оптимальным, чтобы избежать утечки и ограничения кровотока. Чтобы извлечь сердце донора, сначала зафиксируйте анестезированное животное-донор с помощью четырехточечных фиксаторов.После сбривания шерсти протрите кожу спиртом. После отсечения кожного лоскута сделайте поперечный разрез непосредственно ниже диафрагмы. Чтобы открыть брюшную полость, разрежьте диафрагму позади места ее прикрепления к ребрам.Выполните разрез на всю толщину стенки, вскрыв заднебоковую часть грудной полости с левой и правой стороны грудной клетки, изолируйте нижнюю полую вену (НПВ), затем наложите свободный шов шелковой нитью 5-0 вокруг НПВ рядом с местом ее впадения в правое предсердие. Введите 1 cc гепаринизированного физиологического раствора при 4 °C в НПВ, перевяжите сосуд шелковой нитью 5-0 и перережьте его.Затем, после перевязки и зашивания правой верхней полой вены аналогичным образом, осторожно поверните сердце в правую сторону животного, изолируйте и перевяжите левую верхнюю полую вену, открывая левую легочную артерию. Теперь зафиксируйте сердце под влажной марлей и тупым способом отделите тимус от главной легочной артерии, левой и правой легочных артерий, а также от восходящей дуги аорты. Освободите дугу аорты от окружающих тканей, а затем с помощью микроножниц пересеките аорту проксимальнее правой плечеголовной артерии так, чтобы между сердцем и точкой пересечения аорты не осталось никаких ветвей.Этот отдел дуги аорты образует артериальную манжетку для процесса имплантации. Затем отгибают аортальную манжетку книзу, чтобы обнажить ствол легочной артерии, а также ее левую и правую ветви. После этого тупым путем отделяют левую и правую ветви легочной артерии от окружающих тканей на максимально возможном расстоянии от сердца.Перережьте ствол легочной артерии как можно более дистально, непосредственно проксимальнее ее бифуркации, чтобы сформировать веножную муфту для процесса имплантации. Затем завяжите шелковую нить размера 5-0 у основания сердца. Отсеките орган у основания и перенесите иссеченную ткань в физиологический раствор при температуре 4 °C.Общее время забора органа составляет примерно от 10 до 15 минут до имплантации донорского сердца. После анестезии и иммобилизации животного-реципиента протрите кожу раствором повидон-йода, промывая ее между процедурами спиртом или стерильной водой. Повторите это трижды, после чего стерильно задрапируйте операционное поле.Затем начните процедуру, выполнив вертикальный разрез брюшной полости по срединной линии длиной два сантиметра. Чтобы попасть в брюшную полость, отведите кишечник в верхнюю сторону и выведите ткани на грудную клетку, обернув их стерильной марлей, смоченной стерильным физиологическим раствором. Далее изолируйте брюшную аорту и нижнюю полую вену ниже почечных сосудов и наложите четыре хлопковые лигатуры размера 0 вокруг тканей выше, а затем ниже места анастомоза.Выявите любые поясничные сосуды в поле зрения и перевяжите их нитью из нейлона 10 T. Наложите швы, при этом сначала завяжите нижний хлопковый узел, а затем верхний, чтобы сохранить некоторое количество крови в аорте для облегчения проведения аутотомии аорты. После закрепления узлов введите иглу калибра 30G в просвет аорты.Затем с помощью тонких микрохирургических ножниц удлините разрез примерно до двух миллиметров по прямой линии вдоль продольной оси сосуда. Теперь наложите удерживающий шов нитью 10-0 из нейлона на донорскую аорту и в нижний угол разреза на реципиентной аорте, чтобы выполнить конце-боковой анастомоз донорской аорты с реципиентной аортой.После завязывания первого шва наложите второй шов нейлоновой нитью 10 T напротив первого в донорской аорте, в верхнем углу разреза и в брюшной аорте, и также завяжите этот шов. После установки второго шва наложите непрерывный шов от верхнего края к нижнему по латеральной стенке аорты, стараясь сопоставить интиму и завязать узел напротив ранее наложенного удерживающего шва. Затем наложите непрерывный шов на медиальной стороне и завяжите его, располагая первый и последний стежки с каждой стороны как можно ближе к удерживающим швам.Сделайте три равномерно распределенных шва между этими двумя, чтобы в общей сложности получилось пять швов. Затем для создания There-end-to-side анастомоза донорской легочной артерии с нижней полой веной (НПВ) реципиента сначала проколите НПВ иглой 30 G, после чего с помощью тонких микрохирургических ножниц удлините разрез примерно на два миллиметра по прямой линии вдоль продольной оси сосуда. Далее привяжите донорскую легочную артерию к нижнему углу разреза на НПВ нитью нейлона 10-0.Поместите вторую нейлоновую нить 10-0 напротив первой в донорскую артерию и в верхний угол разреза нижней полой вены (НПВ) брюшной полости и завяжите узел. Затем наложите непрерывный шов между легочной артерией и НПВ и завяжите его, располагая первый и последний стежки с каждой стороны как можно ближе к фиксирующим швам. Стремитесь к тому, чтобы между ними было пять равномерно распределенных стежков, чтобы в общей сложности получилось семь стежков.Теперь развяжите четыре дистальных хлопковых лигатуры OTT, чтобы восстановить венозный кровоток. После того как будет подтвержден гемостаз венозного анастомоза, постепенно ослабьте четыре проксимальные хлопковые лигатуры OTT и проверьте артериальный анастомос на предмет гемостаза. Когда оба анастомоза будут признаны надежными, удалите хлопковые лигатуры из организма мыши, верните кишечник в брюшную полость и используйте шелковая нить 5-0 для закрытия брюшной стенки в два слоя.В ходе процедуры введите болюс одного миллилитра стерильного подогретого физиологического раствора в брюшную полость для восполнения объема жидкости при закрытии раны, а также введите 0,8 миллилитра физиологического раствора подкожно. Наконец, для оценки функции трансплантата путем ежедневной трансабдоминальной пальпации зафиксируйте мышь так, как при выполнении внутрибрюшной инъекции. Затем аккуратно прижмите кончик указательного пальца к брюшной стенке, чтобы определить силу и регулярность сокращений трансплантата.Оцените качество пальпации по шкале от четырех для нормальной амплитуды и частоты до нуля для небиения отторженного трансплантата. Данная хирургическая техника облегчает как простые исследования выживаемости трансплантата, так и сложные экспериментальные протоколы. Например, в данном репрезентативном эксперименте изучалась роль fast и/или перфорина как механизмов опосредованного CD4-положительными T-клетками отторжения сердца.Результаты демонстрируют, что прямое отторжение сердечных аллотрансплантатов CD4-положительными эффекторными T-клетками требует альтернативного вклада экспрессии графта и экспрессии перрина T-клеток, что впервые указывает на то, что цитолитическая активность CD4-положительных T-клеток может играть обязательную роль в первичном остром отторжении аллотрансплантата in vivo. После просмотра этого видео вы должны хорошо понимать, как накладывать швы при создании анастомоза для получения жизнеспособного бьющегося сердечного трансплантата.

murine-heterotopic-heart-transplant-technique

Research

JoVE Journal

Medicine

Медицина

Мышь гетеротопической модель трансплантации сердца была доказана многими исследователями важным методом изучения механизмов отторжения и иммунного ответа. Тем не менее, методы участвуют все еще сложной. Изменяя стандартные методы, которые мы имели успех с более чем 1000 трансплантатов.

Гетеротопическая трансплантации сердца у мышей

Мышиный шейки модель трансплантация сердца хорошо подходит для иммунологических, а также исследований ишемии реперфузии. Мы изменили процедуру, используя технику манжеты без шва и проведено более 1000 успешных трансплантаций с этим подходом.  При этом, мы предоставляем дополнительные детали этой техники, чтобы дополнить видео.

Мышиный шейки Трансплантация сердца Модель с использованием модифицированного манжеты Техника

Продемонстрирована методика микрохирургической процедуры гетеротопической трансплантации сердца у мышей, включая упрощенные методы забора донора и анастомоза сосуда-реципиента.

Модифицированный метод для гетеротопической Mouse сердца Transplantion

Метод манжеты сокращает и облегчает моделирование гетеротопической трансплантации цервикального сердца у мышей, избегая технически сложных швовых анастомозов мелких сосудов. Технические подробности, показанные в этом видеодокументе, должны позволить исследователям создать эту модель в своих лабораториях.

Гетеротопическая шейки Трансплантация сердца у мышей

Мы вводим внутренний подход трубки к технике манжеты для мыши шейки гетеротопной трансплантации сердца, чтобы помочь evert сосуд над манжетой. Мы обнаружили, что сотрудничество между двумя опытными хирургами заметно сокращает время операции.

Оптимизация техники манжет для трансплантации сердца Мурина

Продемонстрирована новая методика реконструкции кровотока в гетеротопной модели трансплантации сердца брюшной мыши.

Реконструкция кровотока в модели трансплантации сердца брюшной мыши

В настоящем протоколе модель трансплантации сердца мыши используется для исследования механизма отторжения сердечного аллотрансплантата. В этой модели гетеротопической трансплантации сердца повышается эффективность операции, а приживаемость сердечных трансплантатов обеспечивается за счет шейного сквозного анастомоза имплантации сердца с использованием модифицированной техники Cuff.

Модифицированная техника манжеты для модели трансплантации шейки шейки сердца мыши

Мышиные модели трансплантации сердца представляют собой ценные исследовательские инструменты для изучения трансплантационной иммунологии. Настоящий протокол детализирует гетеротопную трансплантацию шейного отдела сердца мыши, которая включает в себя размещение манжет на общей сонной артерии реципиента и стволе легочной артерии донора, чтобы обеспечить ламинарный кровоток.

Мышиная гетеротопическая трансплантация шейки матки с использованием сосудистых манжет

В настоящей работе описана модифицированная методика гетеротопической васкуляризированной трансплантации сердца с обновленной асептической техникой, анальгезией и анестезией.

Модифицированный протокол гетеротопической трансплантации сердца у мышей, соответствующий современным стандартам асептической техники, анестезии и анальгезии

Этот протокол представляет собой упрощённую технику анастомоза шва от конца до стороны для трансплантации шейного сердца у мышей, обеспечивая надёжную и воспроизводимую модель для изучения иммунологии трансплантации.

Трансплантация сердца мышей шейки матки с использованием метода анастомоза от конца к боку для изучения иммунологии трансплантации

Изучите методику гетеротопической трансплантации сердца у мышей с формированием артериального и венозного анастомоза. Этот подход позволяет исследователям оценивать выживаемость трансплантата путём ежедневной пальпации.

Мышиные Гетеротопическая пересадке сердца Техника

Больше видео