Порядок Decellularization из печени крыс в перфузии устройство Качающийся давления

Общей целью данного эксперимента является оценка роли перфузионного корня в оптимизации гомогенности перфузионной децеллюляризации печени крыс. Это достигается путем предварительного канюлирования воротных вен и печеночных артерий свежевыделенной печени крысы. На втором этапе печень подключается к перфузионному устройству для селективной перфузии воротных вен или печеночных артерий.

Затем в перфузионную камеру подаются осциллирующие изменения давления, чтобы имитировать изменения внутрибрюшного давления, которые происходят во время дыхания. Оптимизируя микроперфузию печени, в конечном итоге печень, перфузированная через печеночную артерию в условиях осциллирующего давления, демонстрирует более однородную и быструю децеллюляризацию, что оценивается макроскопическим наблюдением и гистологическим и биохимическим анализом. Основное преимущество этой методики перед существующими методами, такими как децеллюляризация портальной венозной перфузии, заключается в том, что артериальная перфузия в условиях осциллирующего давления приводит к более однородному результату децеллюляризации.

Тем не менее, за более короткое время этот метод может дать представление о методах замедления. Он также может быть применен к другим системам, таким как эксперименты по соляризации, установки экстраоральной перфузии и модели органов. Как правило, люди, плохо знакомые с этим методом, будут испытывать трудности, потому что забор и артериальная канюляция красной печени могут быть сложными.

Перед забором печени сделайте косой надрез до конца 1,5-сантиметрового кусочка периферического венозного катетера G 20. Подсоедините катетер к трехпозиционному стопорному крану и используйте 10-миллилитровый шприц, наполненный раствором для вентиляции системы. Далее разрежьте иглу канюли-бабочки на длину пяти миллиметров и с помощью суперклея закрепите пятисантиметровую трубку к иде

Вставьте двухсантиметровую трубку в большую трубку и также зафиксируйте эту трубку суперклеем. Наденьте еще одну трубку на эту конструкцию и приклейте ее на место, чтобы получился абатмент. Затем используйте пятимиллилитровый шприц, наполненный раствором Рингера, чтобы восстановить недавно построенную артериальную канюлю для восстановления печени к сбору.

Начните с использования повязки влажной причины, чтобы удерживать медиальную и левую доли печени взрослой крысы, находящейся под наркозом, под куполом диафрагмы. В это время также обнажите гепатодуоденальную связку и верхнюю долю печени. Затем с помощью двух микрощипцов и пружинных ножниц аккуратно рассеките связку, прикрепленную к верхней доле сальника, пока доля не станет подвижной.

Затем удерживая медиальную и левую доли на месте. С помощью влажных ватных палочек переместите мочку под компресс GRE и живот слева от животного. Зафиксируйте живот зажимом и рассеките второстепенный импульс.

Затем рассеките нижнюю или подбородочную долю печени до тех пор, пока она не станет подвижной, и переместите долю обратно в ее полость с помощью зажима для удержания двенадцатиперстной кишки, переместите двенадцатиперстную кишку влево, чтобы обнажить герпуоденальную связку. Обрезание общего желчного протока. Затем рассекают желчный проток от жировой ткани и ткани поджелудочной железы, разрезая проток в 1,5 сантиметрах от разветвления желчного протока.

Рассеките сальную вену от окружающей жировой ткани, обнажив гастродуоденальную вену. Затем дважды перевязать гастродуоденальную вену шестью нулевыми швами и разделить вену между двумя узлами. Отделите чревный ствол и общую печеночную артерию от окружающих тканей до тех пор, пока не обнажится вся артериальная ветвь.

После того, как все артерии будут рассечены, опишите нижнюю полую вену между правой почкой и правой боковой долей печени и рассеките вену от забрюшинного пространства. Следуйте за целиакическим стволом, чтобы обнажить аорту. Затем рассекают забрюшинную жировую ткань и очерчивают аорту над чревным стволом.

Теперь введите 1000 единиц гепарина в одном миллилитре физиологического раствора в нижнюю полую вену. Закройте разрез ватным диском и подождите одну-две минуты, чтобы гепарин подействовал. Затем обрежьте аорту щипцами и рассеките аорту и нижнюю полую вену дистальнее почки.

Чтобы установить воротную венозную канюлю, сделайте разрез в виде рта в дистальном отделе воротной вены и откройте разрез щипцами. Затем канюльизируйте воротную вену и промойте печень 20 миллилитрами раствора Рингера до тех пор, пока печень не дегуманизируется Используя шелк шесть нулевых лигатур для фиксации канюли на месте. Чтобы разместить артериальную канюлю, рассеките аорту над чревным стволом до тех пор, пока сегмент аорты не сможет освободиться от забрюшинного пространства.

Разрежьте сегмент аорты в продольном направлении, чтобы создать аортальный пластырь, и вставьте самостоятельно изготовленную канюлю в статический держатель. Затем с помощью двух щипцов наденьте аортальный пластырь на канюлю и перевяжите печеночную артерию шелковым швом на канюле. Фиксация пластыря на абатменте для выполнения децеллюляризации Свяжите трехсторонний запорный кран на канюле воротной вены с соответствующим реакторным доступом и подключите артериальную канюлю к артериальному доступу, следя за тем, чтобы воздух не попадал в системы.

Далее подсоедините респиратор к камере распределения давления и подключите камеру к реактору. Запустите приложение под давлением. Затем начать децеллюляризацию.

Соедините печень с 1%-ным триттоном X 100 со скоростью пять миллилитров в минуту. Обеспечьте отвод сточных вод через отток перфузионного устройства, чтобы поддерживать постоянный уровень жидкости внутри перфузионной камеры над перфузионной печенью. Через 90 минут смените детергент на 1%-ный SDS-перфузию печени, перфузионированной через форсированную вену, демонстрирующую гомогенное прояснение, указывающее на децеллюляризацию с макроскопически видимыми оставшимися клетками во время и после процесса, в то время как печень, перфузионированная через печеночную артерию, демонстрирует более однородный ход децеллюляризации с менее видимыми оставшимися клетками.

Если печень была перфузирована с применением условий колебательного давления, то не было видно никаких оставшихся клеток. Независимо от перфузии. Гистологическая оценка корней децеллюляризованных матриц печени подтверждает макроскопические результаты в печени, перфузии через печеночную артерию.

Никаких оставшихся клеток, независимо от того, были ли они перфузированы в условиях колебательного давления или нет, не наблюдается в печени, перфузии через портальную вену, однако проявляются зоны оставшихся клеток, даже если они перфузируются в условиях колебательного давления, хотя эти условия уменьшают остаточную клеточную массу в этих печени, заметим, сохранение внеклеточных матриц печени независимо от условий децеллюляризации. Содержание ДНК в сухом весе матрицы печени также снизилось во всех экспериментальных группах по сравнению с нативной печенью. Хотя различия были статистически значимыми только в условиях перфузии в группе при колебательном давлении.

Кроме того, коррозионное литье децеллюляризованных матриц печени подтвердило сохранение микроанатомии печени в процессе перфузии. После просмотра этого видео у вас должно сложиться хорошее понимание того, как заготавливать канюляцию и перфузировать красную печень для воспроизводимого гомогенного замедления. Не забывайте, что работа с Triton X 100 и SDS может быть чрезвычайно опасной, поэтому при выполнении этой процедуры также следует соблюдать меры предосторожности, такие как ношение перчаток.