May 20th, 2017
В этом исследовании описываются хирургические процедуры и экспериментальные методы для проведения активной цистометрии у свободно движущейся мыши. Кроме того, он предоставляет экспериментальные данные, подтверждающие его оптимизацию и стандартизацию.
Общая цель этой микрохирургической процедуры заключается в имплантации внутрипузырной трубки в мочевой пузырь и регистрации функции нижних мочевыводящих путей у бодрствующей мыши. Этот метод может помочь в получении воспроизводимых экспериментальных данных цистометрии в сознании и тестировании функции мочевого пузыря на здоровых и больных моделях мышей. Основной целью данной методики является создание стандартизированного метода, основанного на экспериментальных данных, для выполнения заполняющей цистометрии на мышиной модели.
Чтобы подготовить трубку к имплантации, сначала отрежьте семисантиметровый кусок трубки pe10 и медленно продвигайте один конец к открытому пламени, чтобы создать вспышку, быстро вынимая трубку, как только разовьется вспышка. Затем используйте режим низкой температуры на клеевом пистолете, чтобы нанести три капли универсального горячего клея на расстоянии 4,5, 5 и 5,5 сантиметров от развальцованного конца тюбика. С помощью ножниц обрежьте неровности от пузырей клея.
Нанесите горячий клей на один конец иглы 30 калибра, которая будет использоваться для заглушки трубки pe10 после ее имплантации. Далее подтвердите отсутствие реакции на ущипывание пальца ноги и нанесите мазь на глаза животного. После стерилизации верхней части спины и нижней части живота спиртом и бетадином сделайте 1,5-сантиметровый надрез между скальпулой, и поместите животное в лежачем положении на спине поверх грелки с температурой 37 градусов Цельсия, покрытой стерильными простынями, под препарирующим микроскопом.
Теперь сделайте разрез кожи живота на 1,5 сантиметра ниже средней линии. Затем следует соответствующий разрез через фасцию по белой и мышечной линиям, чтобы обнажить купол и верхнюю половину мочевого пузыря. Поддерживая брюшные внутренности влажными с помощью теплого физиологического раствора, поверните животное на бок, чтобы получить доступ к разрезу на затылке.
Протолкните узкое кровоостанавливающее средство подкожно через разрез, чтобы начать подкожный канал на спине и продолжить вдоль бока животного. Как только кончик инструмента достигнет дна грудной клетки, поверните кончик к средней линии внутри брюшной полости и продолжайте продвигаться по гемостату до тех пор, пока кончик не обнажится на разрезе живота под мышечным слоем. Как только кончик гемостата окажется внутри разреза, сожмите кожу над плечом и примените вытяжение, чтобы помочь стабилизировать животное, пока кончик инструмента не будет виден на разрезе живота.
Теперь с помощью гемостата возьмитесь за нерасширенный конец трубки и медленно втяните гемостат, вытягивая конец трубки из разреза в задней части шейки и регулируя расширенный конец трубки так, чтобы он лежал прямо над куполом мочевого пузыря. Стабилизируйте мочевой пузырь с помощью небольшого рулона безворсовой ткани. Наложите слабо завязанный, не рассасывающийся шов из мононити 6-O на верхнюю часть купола мочевого пузыря.
Используя недоминантную руку и изогнутые микрощипцы Дюмона номер семь, возьмитесь за купол мочевого пузыря и используйте иглу 21 калибра в доминирующей руке, чтобы сделать цистотомию в верхушке купола. Аккуратно прощупайте цистотомию с помощью закрытой пары изогнутых микрощипцов номер пять, чтобы убедиться, что катетер может легко пройти через отверстие, и поместите расширенный конец катетера pe10 в мочевой пузырь, проталкивая расширитель вниз к шейке мочевого пузыря, чтобы он не выскользнул во время фиксации. С помощью монофиламентной стяжки, расположенной спереди от трубки, затяните шов 6-O вокруг купола мочевого пузыря и трубки как можно выше над мочевым пузырем, чтобы избежать искусственного уменьшения емкости мочевого пузыря.
В качестве альтернативы наложите свободный кисетной шов на купол мочевого пузыря, сделайте цистотомию, как только что показано, и вставьте расширенный конец катетера в место прокола. Затем завяжите шов вокруг купола и трубки, как показано для плоского шва. В любом случае позаботьтесь о том, чтобы закрепить трубку, не причинив обширной травмы стенке мочевого пузыря.
Если взять слишком много ткани, емкость мочевого пузыря будет снижена. Если взять слишком мало, соединение будет протекать. Чтобы проверить герметичность и положение трубки в мочевом пузыре, приложите 0,5 миллилитровый инсулиновый шприц, оснащенный иглой 30 калибра, к дистальному концу трубки и медленно заполните мочевой пузырь от 0,1 до 0,2 миллилитра 0,9% хлорида натрия до тех пор, пока в уретральном отверстии не появится капля.
Если уплотнение неполное, наложите петлевый шов на хвосты вокруг мочевого пузыря и восстановите его. Затем опорожните мочевой пузырь путем аспирации. Если в куполе нет утечек, зафиксируйте мочевой пузырь парой изогнутых микрощипцов и осторожно потяните за трубку, пока факел не упрется внутрь купола мочевого пузыря.
Повторите испытание пломбы с помощью ранее описанного метода. Обрежьте хвосты шва, удалите рулон ткани и верните мочевой пузырь в нормальное положение. Затем с помощью бегущего шва 6-O закрыть брюшную стенку в два слоя.
И аккуратно переверните животное на живот. Вставьте подкожную часть металлического анкера во внутрископулярный разрез и с помощью моноволокна 6-O закрепите трубку и анкер вертикальным матрасным швом. Убедитесь, что над и под кожей остался пузырь клея, чтобы трубка не вытянулась, и разрежьте трубку примерно на два сантиметра выше кожи.
Затем аккуратно вставьте пробку 30 калибра в конец трубки, чтобы предотвратить вытекание мочи. Перед выполнением показаний используйте трубку pe50 для подключения инфузионного насоса, датчика давления и вертлюга 22 калибра. Затем поместите подопытное животное под наркозом в положение лежа и снимите пробку 30 калибра.
Подсоедините страховочный трос к анкеру, вставьте катетер мочевого пузыря в конец pe50 и используйте горячий клей для создания водонепроницаемого уплотнения. Поместите мышь на проволочный пол. И начинаем запись.
Затем, когда животное оправится от анестезии и давление в мочевом пузыре стабилизируется, начните вводить 0,9% хлорида натрия со скоростью 0,6 миллилитра в час. Как правило, на второй день после введения катетера развивается сильный отек подслизистой оболочки, занимающий половину поперечного сечения мочевого пузыря, что приводит к обструкции просвета. На пятый день отек полностью исчезает, оставляя подслизистые участки инфильтрированными воспалительными клетками, которые частично проникли в мышцы.
Наибольшая степень отека тканей, наблюдаемая на второй и третий дни, коррелирует с соответствующим поведенческим мочеиспусканием, при этом у животных наблюдалось значительное нарушение функции мочевого пузыря в эти временные точки. Как и ожидалось из гистологических данных, частота мочеиспускания нормализуется к пятому дню после операции. Внутрипузырное давление у бодрствующего, свободно передвигающегося животного с минимальными артефактами движения характеризуется исходным давлением от 10 до 15 сантиметров воды, которое может оставаться неизменным или может постепенно увеличиваться не более чем на 10 сантиметров воды в течение цикла наполнения.
За этим следует резкое повышение и понижение давления в виде пульса во время опорожнения. После освоения этой техники ее можно выполнить за 30 минут, если она выполнена правильно. При проведении этой процедуры важно помнить о минимизации повреждения мочевого пузыря, чтобы сохранить физиологию тканей.
После этой процедуры могут быть выполнены другие методы, такие как одноцикловая заполняющая цистометрия, чтобы ответить на дополнительные вопросы о функциональной емкости мочевого пузыря. После просмотра этого видео у вас должно быть хорошее представление о том, как микрохирургически имплантировать трубку в мочевой пузырь и использовать цистометею в сознании для оценки функции нижних мочевыводящих путей у мышей.
View the full transcript and gain access to thousands of scientific videos
Это исследование описывает микрохирургическую процедуру по имплантацию интравезикального тубуса в мочевой пузырь бодрствующей мыши. Данный метод направлен на стандартизацию получения воспроизводимых экспериментальных данных для бодрствующей цистомметрии.
Standardized microsurgical techniques for awake cystometry in mouse models enable reproducible assessment of lower urinary tract function, supporting target validation in urology drug discovery. By minimizing movement artifacts and establishing post-operative recovery timelines, this method improves predictive confidence in bladder physiology studies. It facilitates mechanistic de-risking of therapeutic candidates affecting urinary continence, bladder capacity, or voiding patterns in preclinical pipelines.
This method fits within the discovery continuum from target validation through preclinical efficacy testing, particularly for urological indications where bladder function is a key biomarker.