ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Авторы благодарят Люсию Розас, Лорен Дулиттл, Лизу Джозеф и Линдси Фергюсон за техническую помощь и университетскую лабораторию животных ресурсов за поддержку по уходу за животными. Эта работа финансируется NIH T35OD010977 и R01-HL102469.

Все виды деятельности животных, описанные здесь, были одобрены Институциональным комитетом по уходу за животными и использованию (IACUC) Университета штата Огайо и проводились в аккредитованных AAALAC учреждениях.
1. Процедура подготовки
<ol><li>Постройте интубную платформу. Для достижения соответствующего наклона платформы используйте трехдюймовый (7,6 см) 3-кольцевый связующий. Сложите длину 15–20 см в длину 3-0 шелка или другого материала нити пополам и привяжите концы нити к верхней части наклонной платформы лентой, чтобы создать петлю подвески(рисунок 1).</li>
	<li>Выберите канюли соответствующего размера и длины. ПРИМЕЧАНИЕ: Для мыши длиной 20–30 г можно использовать катетер длиной от 20 до 30 г. Для этого исследования были использованы 18 недельные самки BALB/c и 10-недельные мыши C57BL/6 (n no 3 каждого штамма). Непрозрачный белый катетер оболочки обеспечивает лучшую транскожную визуализацию.</li>
	<li>Вырежьте скобы на дистальном кончике катетера и разгладьте поверхность разреза абразивной бумагой, чтобы создать округлый кончик скотоводства. Аккуратно создайте небольшой изгиб в канюле примерно на 1 см от скобелевк(рисунок 2). ПРИМЕЧАНИЕ: Для каждой мыши следует использовать новый катетер.</li>
	<li>Анестезируйте мышь кетамин (5,4 мг/г массы тела) и ксилазин (16 мкг/г массы тела) вводят интраперитонеально.  Нанесите стерильную офтальмологическую мазь на глаза. ПРИМЕЧАНИЕ: Правильная глубина анестезии достигается за счет отсутствия реакции мыши на твердую щепотку ног.</li>
	<li>Приостановить мышь в положении на спине на интубации платформы, зацепив верхние резцы вокруг шелковой нити в верхней части угловой поверхности (Рисунок 3). После того, как мышь прямо расположен в подошве лежачих, аккуратно схватить основание хвоста и втянуть хвост к столу. Поместите кусок ленты над основанием хвоста, чтобы обеспечить мышь.</li>
	<li>Нанесите крем для депилатория(Таблица материалов)в брюшной шейки матки в течение 30-45 с, затем удалить все крем для депиляции из шейки матки с помощью сухой марли. Повторите процесс подачи заявки, если это необходимо. Тщательно промыть кожу сольник или дистиллированной воды, чтобы удалить любые остатки затем протрите сухой.</li>
</ol>2. Процедура интубации
<ol><li>Используйте прямые, плоские щипцы в недоминирующей стороны, чтобы осторожно втянуть язык таким образом, что достаточно открывает рот для введения канюли. ПРИМЕЧАНИЕ: Крысиные зубные щипчи не должны использоваться, так как это повредит язык.</li>
	<li>С доминирующей рукой, заранее канюли в рот так, что конец, который является дистальным к небольшому изгибу против крыши рта субъекта.</li>
	<li>Отпустите язык и сдвиньте плоский край закрытых щипц вдоль брюшной шеи до тех пор, пока манубриум не будет достигнут. Это движение боково вытесняет слюнные железы и выравнивает мышцы, покрывающие трахею. Трахея появляется транскожно, как белая линия(рисунок 3A). При необходимости поверните щипцы в направлении черепадора, сохраняя при этом напряжение на коже в каудальном направлении, чтобы вызвать боковое смещенные слюнные железы к пику. Этот маневр создает больше контраста вокруг трахеи(рисунок 3B). ПРИМЕЧАНИЕ: Избегайте чрезмерной силы на брюшной шее, так как она может разрушить трахею и ухудшить дыхание.</li>
	<li>Предварительный канюли в то время как одновременно рыбалка дистальный кончик канюли ventrally путем supination доминирующей стороны с одновременным сгибанием запястья.</li>
	<li>Надлежащее размещение канюли указывается на визуализацию непрозрачной канюли в трахее(рисунок 4B,D). Если канюля была выдвинута мимо уровня происхождения массыции мышц и визуализации канюли в трахееи не было подтверждено, отказаться от канюли и повторного маневра.</li>
	<li>Подтвердите правильное размещение канюли, подключив лампу инфляции легких к канюле и наблюдая грудное расширение с одновременной депрессией устройства.</li>
	<li>Не вытесняя канюлу, тщательно отцепляйте резцы мыши с интубирующей платформы. Переместите мышь на горизонтальную платформу(Таблица материалов)и вставьте канюлю в адаптер на вентиляторе. После глубокой инфляции, проветрить мышь в течение 60 с затем измерить сопротивление дыхания.</li>
</ol>3. Восстановление
<ol><li>Как только процедура будет завершена, переместите мышь на разогретую платформу. Обеспечить постоянную стимуляцию через легкий нос или хвост щепотки для поощрения спонтанного дыхания.</li>
	<li>Экстубация может произойти, когда мышь только начинает жевать. Возьмите канюль на уровне концентратора и осторожно потяните трубку кранистом и от мыши, пока канюля не будет полностью удалена из рта субъекта. ПРИМЕЧАНИЕ: Предпочтительно обеспечить поддержку дыхательных путей жесткой канюлей как можно дольше во время процесса восстановления.</li>
	<li>После экстубации перенесите мышь в чистую клетку восстановления с тепловой поддержкой. Непрерывно следите за мышью до тех пор, пока она не будет полностью амбулаторной, и восстановление завершено.</li>
</ol>

<ol><li>Spoelstra, E. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+and+simple+method+for+endotracheal+intubation+of+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Animals%22%5BJournal%5D)">A novel and simple method for endotracheal intubation of mice.</a> Laboratory Animals. 41 (1), 128-135 (2007).</li>
<li>Rivera, B., Miller, S. R., Brown, E. M., Price, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Novel+Method+for+Endotracheal+Intubation+of+Mice+and+Rats+Used+in+Imaging+Studies%5BTitle%5D)+AND+%22Contemporary+Topics+in+Laboratory+Animal+Science%22%5BJournal%5D)">A Novel Method for Endotracheal Intubation of Mice and Rats Used in Imaging Studies.</a> Contemporary Topics in Laboratory Animal Science. 44 (2), 52-55 (2005).</li>
<li>Sparrowe, J., Jimenez, M., Rullas, J., Martinez, A. E., Ferrer, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Refined+Intratracheal+Intubation+Technique+in+the+Mouse%2C+Complete+Protocol+Description+for+Lower+Airway+Models%5BTitle%5D)+AND+%22Global+Journal+of+Animal+Scientific+Research%22%5BJournal%5D)">Refined Intratracheal Intubation Technique in the Mouse, Complete Protocol Description for Lower Airway Models.</a> Global Journal of Animal Scientific Research. 3 (2), 363-369 (2015).</li>
<li>Deyo, D. J., Wei, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Novel+Method+of+Intubation+and+Ventilation+in+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22Anesthesia+%26+Analgesia%22%5BJournal%5D)">A Novel Method of Intubation and Ventilation in Mice.</a> Anesthesia & Analgesia. 88 (2), 179(1999).</li>
<li>Vergari, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+method+of+orotracheal+intubation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22European+Review+for+Medical+and+Pharmacological+Sciences%22%5BJournal%5D)">A new method of orotracheal intubation in mice.</a> European Review for Medical and Pharmacological Sciences. 8 (3), 103-106 (2004).</li>
<li>Brown, R. H., Walters, D. M., Greenberg, R. S., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+method+of+endotracheal+intubation+and+pulmonary+functional+assessment+for+repeated+studies+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Applied+Physiology%22%5BJournal%5D)">A method of endotracheal intubation and pulmonary functional assessment for repeated studies in mice.</a> Journal of Applied Physiology. 87 (6), 2362-2365 (1999).</li>
<li>Das, S., MacDonald, K., Chang, H. S., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Simple+Method+of+Mouse+Lung+Intubation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">A Simple Method of Mouse Lung Intubation.</a> Journal of Visualized Experiments. (73), e50318(2013).</li>
<li>Limjunyawong, N., Mock, J., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Instillation+and+Fixation+Methods+Useful+in+Mouse+Lung+Cancer+Research%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Instillation and Fixation Methods Useful in Mouse Lung Cancer Research.</a> Journal of Visualized Experiments. (102), e52964(2015).</li>
<li>Qin, W., Baran, U., Wang, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lymphatic+response+to+depilation-induced+inflammation+assessed+with+label-free+optical+lymphangiography%5BTitle%5D)+AND+%22Lasers+in+Surgery+and+Medicine%22%5BJournal%5D)">Lymphatic response to depilation-induced inflammation assessed with label-free optical lymphangiography.</a> Lasers in Surgery and Medicine. 47 (8), 669-676 (2015).</li>
<li>McGovern, T. K., Robichaud, A., Fereydoonzad, L., Schuessler, T. F., Martin, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+Respiratory+System+Mechanics+in+Mice+using+the+Forced+Oscillation+Technique%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Evaluation of Respiratory System Mechanics in Mice using the Forced Oscillation Technique.</a> Journal of Visualized Experiments. (75), e50107(2013).</li>
</ol>

Авторам нечего раскрывать.

Интубация с использованием транскожной методики визуализации трахеи предлагает изысканный подход к стандартному методу разреза кожи. При особом внимании к нескольким ключевым шагам интубация может быть легко и быстро достигнута. Зверь должен быть помещен прямо в подошве лежачих на интубации платформы с мышью обеспеченных в нежном опровержения. Это расширит животное в вертикальное выравнивание и правильное позиционирование для интубации. Кроме того, крем для депилационного крема не должен оставаться в контакте с кожей жив...

Лабораторная мышь является общей моделью животных для респираторных заболеваний человека. Таким образом, существует несколько опубликованных методов интубации мыши с целью как зависания процедур, так и измерения дыхательной механики. Большинство описанных процедур требуют визуализации glottis через полость рта со специализированным оборудованием, таким как ларингоскоп или волоконно-оптический источник света1,2,3,,4,,55,6,7. Однако, это может быть трудно, когда требуется относительно большая канюля, так как она может скрыть мнение исследователя. Limjunyawong et al.8 обратились к этой проблеме с помощью метода интубации, при котором небольшой кожный разрез делается вдоль средней линии брюшной шеи, позволяющей визуализировать трахею. После процедуры разрез закрывается клеем ткани.
Для исследований, требующих частых повторных интубации, последовательное обрезка и закрытие этого участка требует дебридирования кожи края и травмы тканей брюшной шеи. Цель юрисподхода к визуализации транскожной трахеи к устной интубации заключается в предоставлении усовершенствованной, неинвазивной техники, специально подходящей для повторных исследований интубации, а также одиночных интубации у мышей.

<table><tbody><tr><td>18 г x 1 1/4" катетер для внутривенного введения, Safelet</td><td>Fisher Scientific</td><td>#14-841-14</td><td>Канюля для интубации</td></tr><tr><td>70% этанол, 10 л</td><td>Fisher Scientific</td><td>25467025</td><td>Чистящая канюля</td></tr><tr><td>Абразивная бумага (наждачная бумага)</td><td>Porter-Cable</td><td>74001201</td><td>препарат канюли</td></tr><tr><td>AnaSed (стерильный раствор ксилазина) для инъекций (100 мг/мл)</td><td>Akorn Animal Health</td><td>NDC# 59399-111-50</td><td>Анестезия</td></tr><tr><td>Синяя маркировочная лента (0,5 in x 14 ярдов)</td><td>Fisher Scientific</td><td>15966</td><td>Фиксация на платформе для интубации</td></tr><tr><td>Плетеный шелковый шовный материал без иглы, нестерильный, (3-0)</td><td>Henry Schein</td><td>Item #1007842</td><td>Платформа для интубации</td></tr><tr><td>Deltaphase Изотермическая прокладка</td><td>Braintree Scientific</td><td>39DP</td><td>Терморегуляция и восстановление мыши</td></tr><tr><td>Deltaphase Operating Доска</td><td>Braintree Scientific</td><td>39OP</td><td>Восстановление мышей (до экстубации)</td></tr><tr><td>Дистиллированная вода</td><td>ThermoFisher</td><td>15230253</td><td>Очистка мыши после депиляции</td></tr><tr><td>Глазные ножницы, угловые, острые/острые</td><td>Гарвардский аппарат</td><td>72-8437</td><td>Подготовка канюли</td></tr><tr><td>FlexiVent (FX Модуль 2)</td><td>Scireq</td><td>N/A</td><td>Запись данных о функции легких (не требуется для выполнения процедуры, использовано в этом исследовании для валидации процедуры)</td></tr><tr><td>Марлевые губки</td><td>Fisher scientific</td><td>13-761-52</td><td>Эпиляция</td></tr><tr><td>Сверхмощные 3-дюймовые биндеры с 3-кольцевым просмотром</td><td>Скобы</td><td>24690CT</td><td>Платформа для интубации</td></tr><tr><td>Программное обеспечение Instat</td><td>Graphpad</td><td>N/A</td><td>Программное обеспечение для статистического анализа</td></tr><tr><td>Инсулиновый шприц (0,5 куб. см, U100)</td><td>Fisher Научное</td><td>329461</td><td>Введение анестезии</td></tr><tr><td>Кетамин гидрохлорид для инъекций, USP (100 мг/мл)</td><td>Llyod Laoratories</td><td>Список No 4871</td><td>Анестезия</td></tr><tr><td>Лампа для надувания легких</td><td>Гарвардский аппарат</td><td>72-9083</td><td>Подтвердите размещение канюли</td></tr><tr><td>Микрощипцы, изогнутые, гладкие</td><td>Гарвардский аппарат</td><td>72-0445</td><td>Втяните язык и создайте напряжение на шее для визуализации</td></tr> <tr><td>канюлиNair (лосьон для снятия волос), флакон 9 унций</td><td>Church & Dwight</td><td>42010440</td><td>Эпиляция</td></tr><tr><td>Стерильный физиологический раствор (0,9%), 10 мл</td><td>Fisher Scientific</td><td>NC9054335</td><td>Анестезия, очищение кожи после эпиляции</td></tr></tbody></table>

Повторная интубация оротрахии у мышей

Repeated Orotracheal Intubation in Mice

Литература описывает несколько методов интубации мыши, которые либо требуют визуализации glottis через полость рта или разрез в брюшной шее для прямого подтверждения размещения канюли в трахее. Относительная трудность или травма тканей, вызванная предметом такими процедурами, может быть препятствием для способности следователя проводить продольные исследования. Эта статья иллюстрирует технику, в которой физические манипуляции с мышью после использования депиляции для удаления волос из брюшной шеи позволяет транскожную визуализацию трахеи для оротрахальной интубации, независимо от степени кожи Пигментации. Этот метод безобиден для предмета и легко достигается с ограниченным пониманием анатомии мурин. Этот изысканный подход облегчает повторную интубацию, которая может быть необходима для мониторинга прогрессирования заболевания или зависания лечения. Использование этого метода может привести к сокращению количества животных и технических навыков, необходимых для измерения функции легких в мышиных моделях респираторных заболеваний.

Серийный мониторинг исходной легочной функции Восемнадцатинедельная самка BALB/c и 10-недельная мышь C57BL/6 (n no 3 каждого штамма) были интубированы с помощью описанного метода в день 0, 3, 10 и 17. После интубации на каждый день, предмет был подключен к механической вентилятора поставляется со 100% кислорода(Таблица материалов). Дыхательная устойчивость (Rrs) была измерена с использованием метода принудительного колебания в течение 60 с после глубокой инфляции до 25 см H2</sub...

Целью данной статьи является описание утонченного метода интубации лабораторной мыши. Метод является неинвазивным и, следовательно, идеально подходит для исследований, которые требуют последовательного мониторинга дыхательной функции и / или зависания лечения в легких.

The literature describes several methods for mouse intubation that either require visualization of the glottis through the oral cavity or incision in the ...

Этот протокол позволит исследователям выполнять повторные измерения функции легких у отдельных мышей, уменьшая экспериментальную изменчивость и уменьшая количество мышей, необходимых для каждого эксперимента. Основным преимуществом этого протокола является то, что он не требует визуализации трахеи через полость рта или травматического вскрытия шеи для иноподия. Этот метод будет иметь особое значение для исследователей, изучающих хронические и прогрессирующие заболевания легких, такие как астма, ХОБЛ, эмфизема и фиброз легких.Визуальная демонстрация этого протокола имеет решающее значение, поскольку понимание того, как определить трахею через кожу брюшной шеи имеет центральное значение для метода. Демонстрацией техники с Эндрю Нельсоном будет Кейт Нолан, ветеринар из моей лаборатории. Чтобы создать платформу intubation, сложите 15-20-сантиметровую длину 3-0 шелка пополам и склейте концы нити к верхней части трехдюймового трехковерного связующего.Выберите канюлю соответствующего размера и длины и вырежьте скошен на дистальной кончике катетера. Гладкая поверхность разреза с абразивной бумагой, чтобы создать закругленный кончик и осторожно сделать небольшой изгиб в канюле примерно в одном сантиметре от скошенной. Когда материалы будут готовы, подтвердите отсутствие реакции на щепотку носа в анестезированную мышь и зацепите верхние резцы вокруг шелковой нити в верхней части угловой поверхности платформы, чтобы приостановить мышь в положении на спине.После того, как мышь прямо расположена в спинной лежачих, осторожно схватить основание хвоста и втягивать хвост к столу. Поместите кусок ленты над основанием хвоста, чтобы обезопасить мышь и нанесите крем для депиляатора в область брюшной шейки матки. Через 30-45 секунд используйте сухую марлю, чтобы удалить сливки и тщательно промыть кожу солевой или дистиллированной водой.Используя миппы в не доминирующей руке, аккуратно убирайте язык таким образом, чтобы достаточно открыть рот для введения канюли. С доминирующей рукой, заранее канюли в рот так, что конец, который является дистальной к небольшой изгиб против крыши рта животного. Отпустите язык и сдвиньте плоский край закрытых щипцы caudally вдоль брюшной шеи, пока манубриум не будет достигнут, чтобы боковой вытеснить слюнные железы и сгладить мышцы, покрывающие трахею.Трахея будет выглядеть транскожно, как белая линия. При необходимости поверните типсы в черепно-мозговом направлении, сохраняя при этом напряжение на коже в хвостовом направлении, чтобы вызвать боковое вытеснение слюнных желез до пика и создать больше контраста вокруг трахеи. Предполагая доминирующую руку с одновременным сгибанием запястья, заранее канюли, одновременно рыбалка дистальный кончик канюли брюшной.Если канюла была правильно помещена, она будет наблюдаться в трахее. Чтобы подтвердить правильное размещение, подключите лампу легочной инфляции к канюле и наблюдайте расширение грудной клетки с одновременной депрессией устройства. Не вытесняя канюлю, осторожно отцепив резцы мыши от платформы интубации и перенесите мышь на горизонтальную платформу, затем прикрепите канюлю к адаптеру на аппарате искусственной вентиляции легких и, после глубокой инфляции, проветрите мышь в течение 60 секунд перед измерением сопротивления дыхания.Как только процедура завершена, перенесите мышь на прогретую платформу и обеспечьте постоянную стимуляцию через легкие щипщи или хвост, чтобы стимулировать спонтанное дыхание. После того, как спонтанное дыхание наблюдается, продолжать визуально контролировать животное. Когда скорость дыхания нормализуется, возьмите канюлю на уровне концентратора и аккуратно вытащите трубку черепико и от мыши до тех пор, пока канюла не будет полностью удалена из рта животного.После extubated, передача мыши в чистую клетку восстановления с тепловой поддержкой с мониторингом до полного амбулаторного. В этом репрезентативном эксперименте сопротивление дыханию измерялось в дни 0, 3, 10 и 17, используя метод вынужденного колебания после глубокой инфляции до 25 сантиметров воды, уехав в течение пяти и 60 секунд механической вентиляции легких. Никаких существенных различий в измеренной респираторной устойчивости не наблюдалось между любой из точек времени в каждом штамме, предполагая, что отсутствие увеличения сопротивления дыхательных путей с течением времени указывает на отсутствие функционально значимых травм, связанных с воспалением в дыхательной системе в течение четырех последовательных точек времени.Эта процедура инкубации может быть использована для обеспечения доступа к трахее для установки экспериментальных веществ и последовательного мониторинга дыхательной функции. Этот метод позволяет оценить функцию легких без инвазивной трахеостомы, облегчая мониторинг в несколько точек времени при хронических и прогрессирующих заболеваниях в пределах одной мыши.

Research

JoVE Journal

Medicine

Медицина

Повторные измерения грызунов физиологии дыхательной и отбора проб дыхательных путей воспалительных клеток желательны, но в целом не представляется возможным. Здесь мы опишем повторяемый метод устной интубирование мышей, которая позволяет повторные измерения гиперреактивность дыхательных путей и отбора проб дыхательных путей воспалительных клеток.

Реверсивные, неинвазивный метод для измерения сопротивления дыхательных путей и бронхоальвеолярного лаважа выборки жидкости у мышей

Мы разработали простой, надежный и относительно недорогой метод для интубации трахеи у мышей через прямой ларингоскопии с использованием отоскоп с 2,0 мм зеркалах. Этот метод атравматичность и могут быть использованы для повторных измерений в хронических экспериментах. Мы находим его превосходит трахеостомии или ранее сообщалось нехирургических методов.

Интубации трахеи у мышей<em&gt; Через</em&gt; Прямая Ларингоскопия Использование Otoscope

Эта статья описывает striaghforward и эффективный метод интубации мышей для измерения легочной функции или легочной инстилляции, что позволяет мыши, чтобы восстановиться и быть изучен на более позднее время. Процедура включает в себя недорогие волоконно-оптический источник света, который освещает непосредственно в трахею.

Простой метод мышь интубации легких

Использование модели, которая имитирует состояние легочных заболеваний у человека является критическим для изучения патофизиологии и / или этиологию конкретного заболевания и для разработки терапевтического вмешательства. Здесь неинвазивный интратрахеального метод интубации, которые могут непосредственно доставить экзогенные материалы легких мышей представлена.

Неинвазивная Интратрахеального интубации по изучению физиологии и патологии мыши легких

Данная статья представляет собой быстрый и простой способ введения блеомицин непосредственно в трахею мыши с помощью интубации. Основные преимущества этого метода является то, что это очень воспроизводимые, легко освоить, и не требует специального оборудования или длительных сроков восстановления.

Усовершенствованный метод Rapid интубации трахеи у мышей

Здесь мы представляем протокол поперечной аорты сужения (TAC) через боковые торакотомии. Этот метод является малоинвазивной, закрытые груди хирургическая процедура, стремясь имитировать давление перегрузки и сердечной недостаточности в мышей, используя стандартные параметры TAC лаборатория.

Закрыт грудь модель побудить поперечной сужение аорты у мышей

Мышиная хирургическая модель для создания реперфузии ишемии левого легкого (ИК) при сохранении вентиляции и предотвращении гипоксии.

Мышиная модель оротрахеальной интубации и вентилируемой хирургии реперфузии ишемии легких

Здесь мы предлагаем протокол интратрахеальной доставки липополисахаридов (ЛПС) с помощью неинвазивной орофарингеальной эндотрахеальной интубации. Этот метод минимизирует травматичность хирургического вмешательства для животного и точно доставляет ЛПС в трахею, а затем в легкие.

Неинвазивная инстилляция липополисахаридов у мышей

В данной работе мы представляем стандартизированную процедуру эндотрахеальной интубации с помощью трахеотомии с последующей торакотомией у крыс, направленную на повышение точности и воспроизводимости невыживаемости, требующих инвазивной вентиляции и воздействия на органы грудной клетки в моделях крыс in vivo .

Эндотрахеальная интубация с помощью трахеотомии и последующей торакотомии у крыс для случаев, не связанных с выживанием

Мы описываем мышиную модель перегрузки давления в правом желудочке, вызванной бандажированием легочного ствола. В статью включены подробные протоколы интубации, хирургического вмешательства и фенотипирования методом эхокардиографии. Для интубации и хирургии используются изготовленные на заказ инструменты, что позволяет быстро и недорого воспроизвести модель.

Мышиная модель гипертрофии правого желудочка, вызванной перегрузкой давлением, и неудачи из-за бандажирования легочного ствола

Этот протокол показывает, как оптимальное позиционирование мыши и трансоральное введение отоскопа на основе камеры обеспечивает визуализацию голосовой щели, быструю интубацию с минимальной травматизацией тканей и стабильную доставку жидкости в легкие.

Усовершенствованная методика доставки жидкости в легкое мыши: интубация с помощью потребительского отоскопа

Изучите неинвазивную интубацию лабораторных мышей для серийного мониторинга функции лёгких. Этот метод снижает вариабельность эксперимента и позволяет исследовать хронические респираторные заболевания без травматической диссекции.

Повторная интубация оротрахии у мышей

Больше видео