May 24th, 2020
Этот протокол описывает процедуры микроинъекции для эмбрионов Culex quinquefasciatus, которые оптимизированы для работы с инструментами редактирования генов CRISPR / Cas9. Этот метод может эффективно генерировать специфические для сайта, наследственные мутации зародышевой линии, которые могут быть использованы для создания генетических технологий у этого недостаточно изученного переносчика болезней.
Методы микроинъекций эмбрионов проложили путь к разработке многочисленных генетических инструментов контроля векторов. Несмотря на то, что у многих видов насекомых уже хорошо разработаны протоколы, Culex quinquefasciatus остается относительно малоизученным. Этот протокол микроинъекций был специально разработан с учетом уникальных биологических особенностей Culex quinquefasciatus, включая сбор яйцеклеток, разделение яйцеклеток и процедуры после инъекции.
Этот метод, вероятно, может быть адаптирован к любому интересующему виду Culex и может быть использован для изучения функции генов или для создания генетически обоснованных технологий контроля для видов Culex. Начните с отделения яиц от плотов. С помощью щипцов или кисти надавите на плот и раздразните отдельные яйца.
Выровняйте яйца на тонкой полоске двустороннего скотча, помещенной поперек верхней части предметного стекла, стараясь направить переднюю сторону каждого яйца в одном направлении. Приготовьте галоидоуглеродную смесь, аккуратно смешав галоидоуглеродные реагенты с водой, и инкубируйте смесь при температуре 25 градусов Цельсия в течение ночи. Накройте выровненные яйца смесью галоидоуглеродного масла.
Чтобы создать иглы для микроинъекций, поместите алюмосиликатное капиллярное стекло в съемник игл, следуя инструкциям производителя. Установите нагрев на 560, скорость на 100, задержку на 70, тягу на 97 и давление на 500. Затем активируйте съемник игл.
Осторожно коснитесь кончика вытянутой иглы на вращающейся алмазной абразивной пластине в течение примерно 10 секунд под углом 50 градусов, чтобы скос кончика иглы. Встраиваем вытянутые и скошенные спицы в линии пластилина лепки в чашку Петри. Приготовьте инъекционную смесь, состоящую из реагентов для модификации генома, и храните ее на льду.
С помощью наконечника микрозагрузчика загрузите два микролитра инъекционной смеси в иглу для инъекций. Поместите заполненную иглу для инъекций в микроманипулятор, подключенный к электронному микроинъектору, и поместите предметное стекло с выровненными яйцами на предметное столико составного микроскопа. С помощью микроманипулятора выровняйте иглу так, чтобы она была направлена на задний конец эмбриона под углом от 25 до 35 градусов.
Осторожно введите иглу в эмбрион и введите смесь в количестве около 10% от объема эмбриона. Введите 20 яйцеклеток за один раз, затем остановитесь и выполните процедуры восстановления эмбрионов. В течение 20 минут после инъекции осторожно удалите галогеноуглеродное масло из яиц, слегка потерев их чистой кистью.
Поднимите яйца с помощью кисти и поместите их в чашку с двойной дистиллированной водой, следя за тем, чтобы яйца оставались на поверхности. В течение следующих семи дней ежедневно проверяйте яйца на вылупление и следуйте обычным процедурам выращивания личинок. Проведите скрининг введенных комаров на наличие мутантных фенотипов с помощью стереоскопа.
Этот метод был использован для успешной генерации соматических и зародышевых мутаций гена, имеющего решающее значение для развития пигментации темных глаз. Соматические мутации, сгенерированные CRISPR-Cas9, были оценены с помощью скрининга на потерю пигментации в глазах стадии зрачка у инъекционных пациентов. Соматические мутации, как правило, присутствовали в виде мозаичных фенотипов, где некоторые, но не все клетки имеют мутантный фенотип.
Частота мутаций зародышевой линии определялась путем скрещивания мозаичных особей с нулевым G-нулем и подсчета баллов для полностью белоглазого потомства. Эти эксперименты привели к выживаемости эмбрионов от 64 до 82%, соматическому мутагенезу от 37 до 57% и коэффициенту мутагенеза зародышевой линии более 61%. За счет мультиплексирования sgРНК для нацеливания на несколько локусов в одном и том же гене, скорость мутагенеза соматической и зародышевой линий увеличилась до 86%.
Чтобы оптимизировать выживаемость и скорость мутагенеза, все материалы, включая галоидоуглеродное масло, жидкость для инъекций и иглы, должны быть должным образом подготовлены перед попыткой микроинъекций. Это позволит сделать процесс микроинъекций более упорядоченным и целенаправленным.
Этот протокол описывает техники микроинъекции для эмбрионов Culex quinquefasciatus, оптимизированные для генредактирования CRISPR/Cas9. Он позволяет эффективно создавать наследуемые мутации зародышевой линии для генетических исследований и технологий контроля за переносчиками.
Efficient embryo microinjection enables site-specific mutagenesis in Culex quinquefasciatus, a key vector for diseases such as West Nile virus and lymphatic filariasis. This capability supports target validation and mechanistic de-risking in early discovery by generating heritable mutations for functional gene studies. The protocol addresses species-specific barriers, improving predictive confidence in vector control target identification and preclinical model development.
The method fits within the discovery continuum from target hypothesis to lead identification by enabling functional genomics in an understudied vector species.