Изолированная система перфузии легких в модели кролика

Этот метод полезен при характеристике легочной физиологии и патологии путем измерения метаболической активности и дыхательной функции. Изолированная перфузионная система легких позволяет работать с полноценным функциональным органом, что делает возможным изучение непрерывной физиологической функции при воссоздании вентиляции и перфузии. Этот метод может дать представление о характеристике нереспираторных возможностей легочных тканей, таких как метаболическая активность и активность различных компонентов, таких как альвеолярный макрофаг и эндотелиальная ткань.

Для начала соберите рабочий аппарат, убедившись, что он содержит основную стальную колонну, установленную на опорной пластине, удерживающей искусственную грудную клетку с пневмотахометром и датчиком веса, расположенными над колонной и за катушкой предварительного нагрева с пузырьковой ловушкой. Подключите все преобразователи к центральному блоку электроники и подготовьте систему вентиляции помимо аппарата. После бритья хирургического участка обезболенного кролика делают вентральный срединный разрез линии от трех до пяти сантиметров от грудины манубриума до шеи.

Используйте операционные ножницы, чтобы разрезать переднюю 2/3 трахеи между хрящевыми кольцами. Вставьте пятимиллиметровую канюлю трахеи через фиброзную оболочку трахеи и аккуратно зафиксируйте канюлю шелковым швом 4-0. Поместите щипцы или пинцет под трахею, чтобы канюля не сгибалась против трахеи.

Подключите дыхательный насос к трахеальной канюле, установите дыхательный объем на уровне 10 миллилитр на килограмм и быстро инициируйте вентиляцию после трахеотомии и до открытия грудной клетки для поддержания положительного давления в легких для предотвращения коллапса легких во время операции. Чтобы получить доступ к грудной полости, используйте скальпель или ножницы, чтобы открыть стенку грудной клетки и выполнить медиальную стернотомию до верхней трети грудной клетки. Держите половинки грудной клетки открытыми с помощью двух втягивающих устройств.

Локализуйте верхнюю и нижнюю полую вену и помечайте их нитями. Перед экссангинацией животного определите правый желудочек и введите 1000 международных единиц на килограмм гепарина. Сразу после инъекции обжаривают верхнюю и нижнюю полую вену предварительно закольцованной нитью.

Прорежьте manubrium sterni, чтобы расширить медиальную стернотомию к канюле трахеи, освобождая трахею с обеих сторон от соединительной ткани. Теперь резекция трахеи над канюлей трахеи и осторожно подтягивайте канюлю по черепно-каудальной оси. После экссангинации для сбора сердечно-легочной блокады используйте прямую цифровую рассечение или пружинные ножницы, чтобы отделить соединительную ткань и удалить легкие из грудной клетки.

Далее рассекают сосудистую систему и пищевод. Поднимите изолированные легкие из грудной клетки и осторожно поместите легкие поверх стерильной марли на чашке Петри. Для профилактики ателектаза проветривайте легкие с помощью вентиляции под положительным давлением с положительным давлением выдоха, установленным на двух сантиметрах водного столба.

Отрежьте желудочки от сердца на уровне атриовентрикулярной бороздки. После вскрытия двух желудочков введите канюлю легочной артерии через правую легочную артерию и левую канюлю предсердий через митральный клапан в левое предсердие. Зафиксируйте канюли шелковым швом 4-0, включая окружающие ткани в лигатурах легочной артерии и левого предсердия, чтобы избежать структурного растяжения.

Вводят 250 миллилитров физиологического изотонического раствора через артериальную канюлю, чтобы промыть оставшуюся кровь из сосудистого русла. Для установки перфузии осторожно поместите изолированные легкие в камеру легких. Прикрепите трахею к трансдуктору на крышке камеры и подключите канюлированные сосуды к перфузионной системе, затем закройте и закрепите камеру поворотным замком.

Затем прикрепите крышку камеры и переключитесь на запорный кран, чтобы переключиться с вентиляции с положительным на отрицательное давление. Перфузируйте легкие 200 миллилитрами искусственного перфузата без крови, начиная с потока со скоростью три миллилитра в минуту на килограмм, затем медленно увеличивайте поток в течение пяти минут до пяти миллилитров в минуту на килограмм. И в течение следующих пяти минут позвольте потоку достичь восьми миллилитров в минуту на килограмм, а затем максимального потока в 10 миллилитров в минуту на килограмм в течение пяти минут.

Проветривайте легкие увлажненным воздухом с частотой 30 ударов в минуту, приливным объемом 10 миллилитров на килограмм и давлением конечного выдоха в два сантиметра водного столба. Чтобы достичь условий третьей зоны, подождите от 10 до 15 минут, чтобы получить равновесие, характеризующееся гравиметрическим состоянием ISO, гарантируя, что венозное давление стабильно во всем реестре. Убедитесь, что вес легкого остается постоянным, а артериальное и левое предсердное давления стабильны для достижения условий третьей зоны, чтобы открыть максимальное количество легочных сосудов и поддерживать содержание микрососудистого русла во время эксперимента.

Для электронного управления и обработки сигналов убедитесь, что дыхательный поток, изменения веса, микрососудистое давление, приливный объем, сосудистое сопротивление, среди прочего, регистрируются на нескольких центральных электронных устройствах, которые интегрируют сигналы, поступающие от преобразователей, и отображают их в системе оценки. Оценивали концентрацию 5-НТ и моноаминоксидазы, участвующих в метаболизме легких и проницаемости сосудов. Концентрация 5-НТ и моноаминоксидазы достигла пика после 15 минут консервации, а затем снизилась в течение следующих шести часов.

После этого уровни перфузии показали нестатистически значимое увеличение до 24 часов. Скорость высвобождения 5-НТ и моноаминоксидазы показала, что в течение первого часа консервации уровни 5-НТ поднялись выше, чем моноаминоксидазы, и снизились в течение шести часов после повторного захвата эндотелиальными клетками и тромбоцитами, а также моноаминоксидазно-опосредованного катаболизма. Активность нейтральной эндопептидазы увеличивалась через девять часов, а затем снижалась и оставалась стабильной в течение 12-24 часов.

Активность ангиотензинпревращающего фермента снижалась через четыре часа, затем увеличивалась и оставалась стабильной в течение времени до 24 часов. Влияние легочной консервации на проницаемость капилляров оценивали в течение 24 часов, что указывает на то, что перфузированное легкое страдало прогрессирующим увеличением коэффициента капиллярной фильтрации. Проверено влияние различных добавок на проницаемость капилляров изолированной перфузионной системы легких в различных условиях и наблюдалось максимальное увеличение проницаемости с атропином.

Наиболее важным маневром является правильное размещение легких в камере легких и подключение канюлированных сосудов к перфузионной системе. Последствия этого метода распространяются на взаимодействие между циркулирующими веществами и эффектами вдыхаемых или перфузированных веществ, как при тестировании на наркотики и различных патологиях легких.