5 апреля 2024 г.
В этом исследовании представлена новая мышиная модель, специально разработанная для моделирования эндометриомы, клинически значимого подтипа эндометриоза. Используя мышей C57BL/6J, модель направлена на выяснение патофизиологических механизмов, лежащих в основе бесплодия, связанного с эндометриомой, предлагая усовершенствованный инструмент для преодоления существующего пробела в знаниях в репродуктивной медицине.
Область наших исследований сосредоточена на понимании механизмов, лежащих в основе эндометриомного бесплодия. Мы стремимся восполнить пробел в знаниях, разработав мышиную модель, которая имитирует эндометриому и исследует ее влияние на фертильность. В области исследований эндометриоза последние разработки включают прогресс в понимании молекулярных механизмов, лежащих в основе эндометриоза, идентификацию новых маркеров для диагностики и лечения, а также разработку инновационных моделей для изучения конкретных подтипов, таких как эндометриома. Эти разработки способствуют улучшению знаний и потенциальных терапевтических стратегий для эндометриоза. Текущие экспериментальные проблемы в исследованиях эндометриомы включают отсутствие надежной модели на животных, ограниченное понимание патогенеза и влияния на фертильность, а также необходимость исследований рецидивов и диагностических тестов. Мышиная модель эндометриомы и ее результаты решают эти проблемы и продвигают эту область.
Наш протокол имеет явные преимущества по сравнению с другими методами. Он специально фокусируется на имитации эндометриомы, в то время как другие подтипы с помощью этого метода не были установлены. Обладая высоким уровнем успеха, он позволяет генетически модифицировать и воспроизводить репродуктивные характеристики, аналогичные человеческим, что делает его ценным инструментом для изучения бесплодия, связанного с эндометриомой. Наши результаты проложили путь к новой эре исследований эндометриоза. Восполняя давний пробел, наша модель обещает трансформационные идеи, революционизируя наше понимание, лечение и потенциальную профилактику эндометриомы. Объединяя результаты рецидивных и диагностических исследований, наши исследования расширяют более широкий контекст исследований эндометриоза и ухода за пациентами.
[Рассказчик] После сбора подстилки, содержащей мужские феромоны, поместите их в клетку для самок мыши на 48 часов. Налейте 10 миллилитров PBS в чашку Петри и погрузите в нее один конец ватного тампона, чтобы жидкость впиталась. Аккуратно выньте одну мышь из клетки и положите ее на крышку. Аккуратно введите смоченный ватный тампон во влагалище и аккуратно поверните тампон под углом 45 градусов к длинной оси тела животного. После сбора клеток со стенок влагалища осторожно извлеките тампон. Аккуратно прокатите кончик тампона по чистому, предварительно помеченному стеклянному предметному стеклу, чтобы перенести собранные клетки. Осмотрите предметное стекло под микроскопом на наличие ороговевших эпителиальных клеток, указывающих на стадию течки. Для начала продезинфицируйте брюшную полость самки мыши на стадии эвтаназии донора с помощью 70% этанола. С помощью стерильных хирургических ножниц сделайте разрез в один сантиметр по средней линии брюшины, обнажив мышечный слой. Затем с помощью ножниц разрежьте мышечный слой и обнажите тазовую полость. Закройте кончики щипцов и аккуратно приподнимите кишечник с помощью тупой центральной части. После обнаружения матки стерильно рассекают весь маточный рог, обеспечивая удаление обоих маточных рогов. Поместите вырезанные ткани в чашку Петри, содержащую PBS, и удалите лишнюю жировую ткань. С помощью стерильного скальпеля поминутно рассеките ткани на кусочки размером в один миллиметр, нарезанные кубиками. Периодически добавляйте PBS, чтобы ткани оставались влажными. Поместите мышь-реципиента, находящуюся под наркозом, в положение лежа на стерильной хирургической доске. Определите место операции, осторожно манипулируя задними лапами, чтобы почувствовать костный выступ под кожей. Продезинфицируйте операционную область тампоном из 70% этанола, а затем бетадином. На выбранном участке сделайте точный боковой разрез от трех до пяти миллиметров. Стабилизируйте яичник с помощью недоминантных щипцов рук и введите 100 микролитров PBS в яичниковую сумку, наблюдая за небольшим отрывом. Сделайте небольшой разрез в бурсе, и с помощью микрощипцов пересадите кубики фрагментов ткани матки размером в один миллиметр. После операции зашить мышечные слои рассасывающимися нитями и кожу нерассасывающимися нитями. Через четыре недели извлеките пересаженную мышь-реципиента из клетки. Сделайте разрез по средней линии у усыпленной мыши-реципиента и обнажите брюшную полость для осмотра органа. Тщательно осмотрите брюшную полость на предмет посторонних эндометриоидных образований. Затем извлеките яичники с видимыми поражениями для фотографирования. Зафиксируйте яичники с поражениями 10% нейтральным буферным формалином. После разрезания и монтажа срезов ткани на предметное стекло поместите на предметное стекло раствор ксилола для удаления парафина. Увлажните срезы тканей, поместив предметное стекло в ряд с уменьшающейся концентрацией этанола. Обрабатывайте срезы тканей 1% периодической кислотой в течение пяти-10 минут при комнатной температуре. Затем тщательно промойте предметное стекло дистиллированной водой, чтобы удалить остатки периодической кислоты. Теперь сформируйте срезы ткани раствором для смены в течение 15 минут. Промойте предметное стекло в горячей воде из-под крана, чтобы удалить излишки пятна, а затем в дистиллированной воде. Закрасьте участки ткани гематоксилином Майера в течение двух-трех минут. Промойте предметное стекло в проточной водопроводной воде перед нанесением реагента для воронения в течение 30 секунд. После промывки предметного стекла в дистиллированной воде обезвоживайте срезы в возрастающей концентрации этанола. Погрузите секции в ксилол, чтобы сделать их прозрачными. Нанесите монтажный материал на секции и аккуратно установите защитное стекло, избегая образования пузырьков воздуха. После высыхания осмотрите предметное стекло под световым микроскопом на наличие эндометриальных желез, стромы, геморрагических кист, подтверждающих эндометриоз в яичнике. По сравнению с фиктивной контрольной группой, эктопический кистозный рост эндометрия был виден в связи с морфологией яичников через четыре недели после трансплантации в группе эндометрия. Дальнейшее гистопатологическое исследование подтвердило успешную имплантацию эктопической ткани эндометрия в группе эндометрия.
В данном исследовании представлена новая модель на мышах, специально разработанная для имитации эндометриомы — клинически значимого подтипа эндометриоза. Используя мышей линии C57BL/6J, данная модель призвана прояснить патофизиологические механизмы, лежащие в основе бесплодия, связанного с эндометриомой, предлагая усовершенствованный инструмент для восполнения имеющихся пробелов в знаниях в области репродуктивной медицины.
Бесплодие, связанное с эндометриомой, представляет собой серьезную проблему в репродуктивной медицине, при этом ограниченное количество доклинических моделей препятствует пониманию механизмов развития заболевания и внедрению терапевтических инноваций. Создание мышиной модели, которая специфически воспроизводит эндометриоидные кисты яичников, позволяет проводить целенаправленные исследования механизмов болезни и показателей фертильности. Эта платформа поддерживает трансляционные исследования и развитие портфеля разработок биофармацевтических компаний, специализирующихся на репродуктивном здоровье и патогенетическом лечении.
Эта модель связывает этапы раннего поиска и доклинической валидации в исследованиях эндометриомы, поддерживая рабочие процессы от идентификации мишени до трансляционной оценки.