Summary
L'insufficienza respiratoria è la principale causa di morte in seguito ad una lesione del midollo spinale cervicale. Avere un modello animale preclinico riproducibile, quantificabili, e affidabile di insufficienza respiratoria indotta da una lesione cervicale parziale aiuterà a capire la successiva neuroplasticità respiratorie e non respiratorie e consentire strategie di sperimentazione di riparazione putative.
Abstract
Una lesione del midollo spinale cervicale induce paralisi permanente, e spesso porta a distress respiratorio. Ad oggi non terapeutica efficienti sono stati sviluppati per migliorare / migliorare l'insufficienza respiratoria dopo un trauma ad alta cervicale del midollo spinale (SCI). Qui proponiamo un modello pre-clinico murino di alta SCI al 2 (C2) livello metameric cervicale per studiare diverse neuroplasticità respiratoria post-lesionale. La tecnica consiste di una lesione chirurgica parziale al livello C2, che indurrà una hemiparalysis del diaframma a causa di una deafferentazione dei motoneuroni frenico dai centri respiratori situati nel tronco cerebrale. Il lato controlaterale della lesione rimane intatto e permette il recupero degli animali. A differenza di altri siti di importanza comunitaria che influenzano la funzione locomotoria (a livello toracico e lombare), la funzione respiratoria non necessita di motivazione degli animali e la quantificazione del deficit / recupero può essere facilmente effettuata (diaframma e la registrazione del nervo frenicos, tutto ventilazione corpo). Questa pre-clinica modello C2 SCI è un modello pre-clinico potente, utile e affidabile per studiare vari eventi neuroplasticità delle vie respiratorie e non respiratorie a diversi livelli (molecolare alla fisiologia) e testare diverse putativi strategie terapeutiche che potrebbero migliorare la respirazione in pazienti SCI.
Introduction
Trauma del midollo spinale è un pregiudizio comune osservata nella popolazione umana con incidenze drammatici, come la paralisi permanente. Tuttavia, la gravità del danno dipende dal livello e l'entità del trauma iniziale. L'insufficienza respiratoria è la causa principale della mortalità a seguito di lesione superiore cervicale del midollo spinale (SCI) 1. Attualmente, l'unico trattamento terapeutico è quello di posizionare il paziente in ventilazione assistita. Da alcuni pazienti possono essere svezzati fuori l'assistenza ventilatoria 2, a causa del recupero spontaneo che si verifica con ritardo post-lesionale, la necessità di sviluppare nuove terapie non invasive innovative è urgente 3. Avere un buon modello preclinico standardizzato per studiare l'effetto di un SCI cervicale su insufficienza respiratoria e perciò studiare l'applicazione di putativi strategie terapeutiche, è essenziale.
In questo articolo tecnico, si descrive una specifica pre-clinica modello murino oinsufficienza respiratoria f indotta da una parziale SCI cervicale al livello C2. Questo modello è attualmente utilizzato da diversi laboratori di tutto il mondo (per le recensioni: 4-13). Tuttavia, lievi differenze nella procedura chirurgica possono essere osservati tra i diversi ricercatori per generare questo particolare cervicale lesione modello murino. L'effetto di un C2 SCI sull'uscita respiratorio è stato descritto nel 1895 da Porter 14. Un hemisection cervicale induce una deafferentazione dei motoneuroni frenico dalla loro unità centrale (nella rVRG nel tronco cerebrale, Figura 1A) sul lato omolaterale di lesioni, portando ad una attività del nervo frenico silenziosa e la successiva paralisi diaframma. Il lato controlaterale rimane intatto e permette all'animale di sopravvivere. Diversamente differente SCI situato in un segmento vertebrale inferiore (ad esempio una lesione contusivi a livello C4 15), l'integrità del nucleo motoneurone frenico su entrambi i lati è conservato. Dopo un CERVlesione C2 iCal, alcune attività spontanea può essere osservata sul lato ipsilaterale (frenico e diaframma) a causa di una attivazione di controlaterale sinapsi silenti che attraversavano la linea mediana della colonna vertebrale a livello segmentale C3-C6 (percorsi frenico incrociate, CPP, Figura 1B) . L'attivazione del CPP, che è, per definizione, un hemisection C2 combinato con un phrenicotomy controlaterale che inducono un ipsilaterale parziale recupero del nervo frenico, può verificarsi da ore a settimane post-lesione 16-18. Il vero effetto benefico di questa via CPP sul recupero respiratorio è limitata 19 e ulteriori indagini e il trattamento deve essere sviluppata per migliorare la grandezza di restauro spontanea 3.
Questo protocollo fornisce un potente tipo di modello murino pre-clinico per lo studio delle vie respiratorie plasticità post-lesionale a vari livelli (fisiologia respiratoria da motoneuroni pre e frenico, interneuroni, molecolare e cellular, locomozione dell'arto anteriore per esempio), nonché un modello per verificare invasive e non invasive strategie terapeutiche mirate per migliorare la respirazione e il recupero motorio seguente lesione del midollo spinale cervicale C2 parziale.
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Protocol
Questo protocollo è stato approvato dal comitato etico della sedia RBUCE-UP di eccellenza (Università di Paris Sud, convenzione di sovvenzione n ° 246.556) e l'Université de Versailles Saint-Quentin-en-Yvelines.
1. Preparazione di strumenti chirurgici sterilizzati
- Pulire gli strumenti chirurgici con detergente da laboratorio.
- Sterilizzare gli strumenti prima della chirurgia.
- In una sessione chirurgica, sterilizzare gli strumenti posizionando le punte in un cordone sterilizzatore caldo per 10 min a 180 ° C tra 2 interventi chirurgici.
2. Preparazione dei farmaci
- Preparare 2 x 1 ml siringhe per i farmaci pre-anestetico cocktail e post-operazione droghe.
- Secondo il peso del ratto, preparare una siringa con farmaci pre-anestetici: carprofen (5 mg / kg), buprenorfina (50 mg / kg), Baytril (5 mg / kg) e Dexmedetomidine (0,5 mg / kg). Completa il volume a 1 ml con Ringer lattato.
- Preparare inun'altra siringa l'inversione per i farmaci pre-anestetico: atipamezolo (500 mcg / kg).
3. Anestesia del Topo
- Somministrare per via sottocutanea per l'animale la soluzione dei farmaci pre-anestetico di cui al punto 2.2. Poi, mettere l'animale torna in gabbia e aspettare che l'effetto sedativo.
- Posizionare il topo in una camera chiusa riempita di 5% isoflurano in 100% O 2, e attendere che il ritmo respiratorio rallenta (circa 30 sec). Quindi, rimuovere il ratto dalla camera e posizionarlo sul tavolo intubazione.
4. Orotracheale intubazione
- Lie l'animale sulla schiena, quindi fissare la testa mettendo una cinghia collegata a denti davanti al tavolo.
- Con una luce in fibra ottica, illuminare lo spazio toracico. Poi, mettere un laringoscopio (o un costume fatto uno, Jou et al. 20 per i dettagli) nella bocca dell'animale. Visualizza le corde vocali.
- SlidE e posizionare una guida orotracheal nella trachea (tra le corde vocali). Far scorrere il tubo orotracheale (16 G dimensione del catetere) sulla guida.
- Rimuovere la guida e controllare con uno specchio laringeo posto all'estremità del tubo orotracheale per la presenza di umidità, confermando la posizione appropriata del tubo nella trachea e non nell'esofago.
- Collegare il tubo di un ventilatore roditore (683 roditore ventilatore, Harvard Apparatus) e regolare la concentrazione di isoflurano al 2% (100% O 2).
- Fissare il tubo orotracheale con del nastro adesivo chirurgico.
5. Chirurgia Vertebrale
- Posto l'animale in decubito ventrale su una placca chirurgica riscaldata, con il naso che punta a 90 ° per il chirurgo. Mantenere la temperatura corporea intorno 37,5 ° C per tutta la chirurgia.
- Radersi i capelli con Clippers tra le scapole e rimuovere i capelli con una garza.
- Pulire la pelle con betadine, poi con 70% di alcol. Ripetere questa operazione 3 volte.
- Un pizzico piedi viene eseguita prima dell'inizio della chirurgia per garantire la corretta profondità dell'anestesia. Quindi, eseguire una laterale incisione cutanea rostro-caudale con le forbici tra le scapole.
- Tagliare il acromiotrapezius muscolo rostro-caudale seguendo il tendine per evitare emorragie. Poi dissociare il muscolo romboide per accedere ai muscoli spinale (che circondano la vertebra).
- Ritrarre il muscolo spinale da C1 a C3 vertebra. La vertebra C2 è quella con un apofisi prominente.
- Pulire il muscolo intorno alla parte dorsale della vertebra utilizzando tamponi di cotone sterile.
- Iniziare a rimuovere con attenzione l'apofisi di C2 con un rongeur. Quindi, continuare meticolosamente fino alla dorsale del midollo spinale è esposto. Assicurarsi che laminectomia è una laminectomia emi dorsale. Prestare particolare attenzione alla dura madre che racchiude il midollo spinale e le arterie in prossimità di questa zona.
- Con # 55 pinze, sezionare rostro-caudale la dura lungo C2, il prossimo proseguire lateralmente su ciascun lato rostrale e caudale.
- Spugna il liquido cerebrospinale.
- Effettuare una sezione laterale sotto la cervicale dorsale radice numero 2 con le microscissors. Verificare con un micro bisturi che l'estensione della lesione è abbastanza vicino per raggiungere la linea mediana del midollo spinale (vedere la Figura 2A per una vista dorsale della lesione). Se no, allora un altro taglio potrebbe essere fatto per completare la lesione. In caso di sanguinamento, utilizzare tamponi di cotone sterili. Fare attenzione a non andare al lato controlaterale, in caso contrario, l'animale non si riprenderà dall'infortunio e avrà una insufficienza respiratoria.
- Suturare i muscoli come strato protettivo e suturare la pelle. Pulire la ferita con Betadine saturo garza sterile.
- Turn-off il vaporizzatore isoflurano e iniettare i farmaci di inversione (atipamezolo [500 mg / kg, im]), controllare la temperatura corporea.
- Quando l'animale inizia a respirare contro il ventilatore,scollegare il tubo tracheale dal ventilatore e quindi rimuovere il tubo orotracheale. Posto l'animale in una gabbia riscaldata per il recupero.
6. Assistenza post-chirurgica
Dopo l'intervento chirurgico, gli animali sono costantemente monitorati per garantire il miglior ambiente possibile per il recupero. Antibiotici (Baytril, 5 mg / kg), anti-infiammatori (Carprofene, 5 mg / kg) e buprenorfina (50 mg / kg) farmaci sono somministrati ogni 12 ore per i primi 2 giorni post-intervento chirurgico per prevenire infezioni e ridurre il verificarsi del dolore post-operatorio. I ratti hanno accesso ad libitum a cibo morbido e acqua (o acqua gelatine per la prima giornata post-operatoria). Fluidi sottocutanei possono essere usati per prevenire la disidratazione sui primi giorni post-operatorie. Il peso corporeo e l'assunzione di cibo vengono monitorati giornalmente. Il loro ambiente si arricchisce tutto l'esperimento e il tempo di post-infortunio (dual abitazioni, tubi nelle loro gabbie).
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Representative Results
Entità della lesione
Il successo e la riproducibilità di questo particolare modello sperimentale dipendono l'esperienza di ciascun manipolatore / chirurgo. La successiva quantità di recupero respiratorio (attività del nervo frenico e del diaframma) a seguito di una lesione C2 è correlata con la restante ventrolateral risparmiato materia bianca 21. Poiché la lesione è "fatto a mano" e richiede una certa pratica del chirurgo, l'entità di ogni pregiudizio deve essere verificata mediante tecniche istologiche (fissazione del tessuto con paraformaldeide 4%, taglio tessuti congelati, violetto cresolo colorazione) per determinare la dimensione esatta tessuto danneggiato (Figura 2B).
Registrazioni elettrofisiologiche
A seguito di una C2 SCI, l'attività ipsilaterale del nervo frenico viene abolita (Figura 3A, vedere Vinit et al 17.per la metodologia). L'attività controlaterale nervo frenico non è influenzato dalla lesione e permette la sopravvivenza degli animali (Figura 3B). 7 giorni successivi alla lesione, una leggera attività può essere registrato sul lato omolaterale di alcuni animali, principalmente a causa della CPP che attraversava la linea mediana dal lato controlaterale (Figura 3A e 3B). Risultati simili possono essere osservati sull'attività membrana (Figura 3C e 3D), con una leggera attività a 7 giorni dopo la ferita sul lato omolaterale (Figura 3C). Questa attività è rafforzata nel tempo post-lesione e può essere osservato in tutti gli animali dopo pochi mesi (non mostrato).
Figura 1. Vista schematica dell'anatomia respiratorio del ratto.A) Vista laterale della organizzazione inspiratorio principale, con le frenico pre-motoneuroni situati nel rVRG (tronco encefalico) e dei motoneuroni frenico situati nel nucleo frenico (C3 a C6), che proiettano i loro assoni al diaframma. B) Schema dorsale Considerato l'effetto di una lesione parziale C2 delle vie discendenti respiratorie. Si noti la presenza dei percorsi frenico attraversati dal lato controlaterale che attraversano la linea mediana a livello di nucleo segmentale frenico. Clicca qui per vedere l'immagine ingrandita.
Figura 2. Immagini della lesione parziale C2 nel ratto. A) immagine Dorsale del sito chirurgico. La freccia mostra il sito del injury. Si noti l'assenza della vertebra C2 (parte dorsale). B) Ricostruzione della misura del danno C2 (immagine di destra, misura in grigio) dalla sezione trasversale del midollo spinale (foto sinistra). Barra della scala:. 1,000 micron Clicca qui per vedere l'immagine ingrandita.
Figura 3. Effetti fisiologici di una lesione C2 sull'uscita respiratorio. A) Una C2 lesione parziale abolisce l'attività del nervo frenico sul lato omolaterale. Nota un ripristino parziale delle attività ipsilaterale del nervo frenico a 7 giorni dopo l'infortunio a causa del percorso attraversato frenico (CPP). B) Una lesione C2 non influenza immediatamente l'attività controlaterale del nervo frenicoe in 7 giorni post-infortunio. C) La lesione parziale C2 abolisce l'attività del diaframma omolaterale. Una leggera attività appare in sette giorni post-infortunio, dovuto principalmente all'attività CPP. La deformazione ritmica del segnale osservato dal lato omolaterale è dovuta alla rilevazione artefatta dell'elettrocardiogramma. D) Dopo una lesione C2, l'attività diaframma controlaterale rimane la stessa come prima della lesione, e permette all'animale di sopravvivere. clicca qui per vedere l'immagine ingrandita.
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Discussion
Difficoltà tecniche di rendere il Injury Modello C2
Il modello murino lesione C2 è un interessante strumento per lo studio delle vie respiratorie neuroplasticità post-lesionale. Tuttavia, i passi necessari per produrre un modello riproducibile e affidabile sono numerosi e ciascuno di essi potrebbero avere un impatto sui risultati dello studio. Ad esempio, durante il processo di intubazione, estrema cura deve essere presa in quanto il tubo orotracheale può produrre una infiammazione della trachea, che può portare a complicazioni diverse come l'insufficienza respiratoria ostruttiva, oltre alla insufficienza respiratoria iniziale a causa della lesione stessa . Inoltre, l'accesso al midollo spinale durante la procedura di chirurgia potrebbe essere fondamentale per il recupero dell'animale. Tutti i passi (dissezione muscolare / retrazione, laminectomia dorsale, durotomia, lesione stessa) devono essere eseguiti con estrema cautela per la presenza di diverse arterie intorno al sito chirurgico e nel midollocavo. Sanguinamento estesa deve essere evitata in quanto il recupero post-chirurgica potrebbe essere ostacolato dalla perdita di sangue, e ischemia spinale può verificarsi in aggiunta al pregiudizio.
Un'altra parte importante essere consapevoli è la pulizia degli strumenti e la stanza in cui viene eseguito l'intervento chirurgico. Nonostante il fatto che farmaci antibiotici vengono iniettati nell'animale e di estrema cura sulle condizioni "pseudo-sterile" sono stati usati durante l'intervento chirurgico, infezione batterica potrebbe verificarsi un impatto sull'intero studio prevede di eseguire su questo modello. Ad esempio, l'infiammazione sistemica indotta da iniezione Lipopolisaccaride abolirà neuroplasticità respiratoria 22, e potrebbe avere un impatto e / o nascondere la successiva neuroplasticità spontanea o l'effetto di presunte strategie di riparazione. Il monitoraggio della temperatura corporea durante tutta la procedura potrebbe anche partecipare al successo di fare questo modello sperimentale. Infatti, l'ipotermia può fungereeuroprotectant per la lesione acuta del midollo spinale e può causare alcuni effetti benefici (vedi Ahmad et al. 23 per la revisione).
La sezione cervicale 2 su un modello murino è un modello drastica in termini di handicap (locomozione). È comune osservare una perdita di peso una settimana dopo la lesione dovuto al fatto che l'animale è plegico e sperimenta alcune difficoltà di raggiungere cibo e acqua. Aiuto appropriato viene eseguita dall'operatore post-intervento per assicurare che la perdita di peso è circa il 20% del peso iniziale (alimentazione manuale). Così, il punto finale del modello è un calo peso del 30% del peso corporeo iniziale in una settimana. Circa una settimana dopo l'intervento chirurgico, gli animali lentamente recuperare un locomozione parziale consentendo loro la possibilità di nutrirsi e di riguadagnare il peso (vedi Lovett-Bar et al. 24 per lo studio di recupero motorio).
Alla fine dello studio, poiché il pregiudizio C2 è "ahndmade "dal chirurgo, per motivi di riproducibilità e affidabilità del modello, l'estensione di ciascuna pregiudizio deve essere ricostruito mediante tecniche istologiche. Soprattutto, quando neuroplasticità respiratoria è studiato, Fuller et al. 21 hanno dimostrato che la quantità di recupero respiratorio a seguito di una lesione C2 è stata correlata con la sostanza bianca ventrale restante risparmiato.
I vantaggi di utilizzare un modello di ratto di C2 Lesioni a studiare neuroplasticità respiratoria post-lesionale
Il modello murino C2 per lo studio della fisiologia respiratoria post-lesionale e / o strategie putativi per migliorare / ripristinare l'insufficienza respiratoria presenta molti vantaggi in quanto: 1) i ratti sono facilmente reperibili da allevatori commerciali di tutto il mondo; 2) a causa delle loro piccole dimensioni e di breve durata, le condizioni ambientali possono essere monitorati attentamente e rigorosamente controllati dalla nascita all'età adulta; 3) i ratti sono diventati il modello di premier of neurobiologia respiratoria, sostituendo il modello più tradizionale, gatti. Di conseguenza, i dati estesi sono disponibili in letteratura riguardanti ratto neuroanatomia, neurochimica, neurofisiologia e le risposte ventilatorie riflesse, fornendo contesto in cui eseguire ed interpretare i risultati sperimentali; 4) la (relativamente) bassa eterogeneità genetica tra ceppi di ratto disponibili in commercio consente la riduzione del numero di animali necessari per raggiungere il potere statistico, e facilita il confronto dei risultati tra laboratori diversi; 5) i ratti hanno un tasso di mortalità molto bassa dopo la lesione del midollo spinale cervicale che riduce il numero di animali necessari per potere statistico; 6) ratti hanno un tasso molto rapido recupero motorio dopo un trauma cervicale midollo spinale (per esempio, vs gatti, cani o primati). Di conseguenza, l'uso di ratti riduce la lunghezza di tempo l'animale richiede cura post-chirurgica intensiva (ad esempio, l'espressione della vescica, la somministrazione di liquidi, ecc), e minimizes animale soggetto difficoltà; 7) a differenza della funzione locomotoria, la funzione respiratoria non richiede motivazione degli animali ed è facilmente quantificabile (diaframma EMG, nervo frenico ENG, volume corrente e frequenza); 8) un aspetto chiave è il "attraversato fenomeno frenico" (CPP). Questo particolare argomento ha una vasta letteratura pubblicata utilizzando topi come modello (vedi Goshgarian et al 5,16 per le recensioni.); 9) I ratti e gli esseri umani condividono molte caratteristiche comuni nel loro sistema di controllo respiratorio, che rendono il ratto un buon modello preclinico per lo studio dell'insufficienza respiratoria in seguito SCI12 cervicale. Inoltre, un laboratorio ha iniziato a sviluppare con successo un hemisection C2 in un modello murino 25. Questo approccio fornisce un grande entusiasmo per il futuro impiego di animali transgenici.
Un modello animale clinicamente più rilevante è una lesione contusivo a livello cervicale 26-28. Tuttavia, la riproducibilità della lesione è inconsistent, principalmente a causa della posizione delle vie respiratorie discendente e l'impossibilità di fare una vasta contusione (che ridurrà drasticamente il tasso di sopravvivenza degli animali). Più lavoro deve essere fatto per l'elaborazione di modelli contusivi per determinare il modo appropriato per indurre un trauma contusivo con deficit permanenti.
Utilizza per la C2 Injury Modello murino
Questo modello C2 SCI è particolarmente pertinente per lo studio dei vari tipi di plasticità. Per esempio, cambiamenti molecolari e cellulari dal pre-motoneuroni identificati feriti situati nel tronco cerebrale (rVRG nucleo) 29 nonché i motoneuroni frenico deafferented di livello 30-32 sono stati studiati. I successivi processi infiammatori 33 e le modifiche cytoarchitectural (al netto perineuronale cambia 10) sono stati indagati a seguito di una C2 SCI. Il midollo cambiamenti strutturali (implicazione di pa sostitutivathways 34 e il coinvolgimento degli interneuroni spinali 8) o le alterazioni ultrastrutturali alla piastra lato motore della membrana 4 anche partecipare attivamente nel restauro spontanea dell'attività respiratoria a seguito di una C2 SCI. L'argomento più studiato sul modello C2 SCI sono le conseguenze fisiologiche della lesione iniziale sull'intero sistema respiratorio (volume corrente, frequenza in animali non anestetizzati 24) e il suo successivo recupero spontaneo (sui preparati anestetizzati, vale a dire l'attività del nervo frenico 17, diaframma attività 16,17 e, più recentemente, l'attività intercostale 35). Questo modello murino C2 SCI è stato utilizzato anche per studiare la compromissione degli arti posteriori e la successiva ripresa spontanea e indotta recupero seguendo una strategia non invasiva (hypoxias intermittente 24).
Conclusione
Il modello murino C2 SCI è un potente unnd utile pre-clinica modello per studiare le vie respiratorie e neuroplasticità non-respiratoria e per testare diverse putativi strategie terapeutiche che possono migliorare la respirazione in pazienti con SCI.
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Disclosures
Gli autori dichiarano di non avere interessi finanziari in competizione.
Acknowledgments
Questo lavoro è supportato da un finanziamento del Programma quadro dell'Unione europea Settimo (FP7/2007-2013) in convenzione di sovvenzione n ° 246.556 (progetto RBUCE-UP europeo), HandiMedEx assegnato dai francesi consiglio investimenti pubblici. Marcel Bonay è stato sostenuto dalla Cancelleria des Universités de Paris (Legs Poix), il Fonds de Recherche en Santé Dotation Respiratoire, e il Centro d'Assistenza Respiratoire à Domicile d'Île de France (CARDIF)
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Animal | |||
| Male Sprague Dawley Rat | Janvier | 225-250 g | |
| Surgical Instruments | |||
| Student Dumont #5 forceps | Fine Science Tool | 91150-20 | |
| Student Standard Pattern Forceps | Fine Science Tool | 91100-12 | |
| Mayo-Stille Scissors | Fine Science Tool | 14013-15 | Curved |
| Student Vannas Spring Scissors | Fine Science Tool | 91500-09 | Straight |
| Spring Scissors - 8 mm Blades | Fine Science Tool | 15025-10 | Straight Blunt/Blunt |
| Friedman Pearson Rongeur | Fine Science Tool | 16121-14 | Curved |
| Dissecting Knife - Fine Tip | Fine Science Tool | 10055-12 | Straight |
| Olsen-Hegar Needle Holder | Fine Science Tool | 12002-14 | Serrated |
| Weitlaner-Locktite Retractor | Fine Science Tool | 17012-11 | 2x3 Blunt |
| Absorbable surgical sutures | Centravet | BYO001 | Suture size 4-0 |
| Equipment | |||
| Hot Bead Steriliser | Fine Science Tool | 18000-45 | |
| Catheter | Centravet | CAT188 | 16 G |
| Laryngoscope | |||
| Guide wire | |||
| Laryngeal mirror | Centravet | MIR011 | |
| Lactated Ringers | Centravet | RIN020 | |
| Syringe | Centravet | ||
| Needle | Centravet | ||
| O2 | Air Liquid | I1001M20R2A001 | |
| 683 RodentT Ventilator 115/230V | Harvard Apparatus | 55-0000 | |
| Stand-Alone Vaporizer | WPI | EZ-155 | |
| Thin line heated bed | WPI | EZ-211 | |
| Air canister | WPI | EZ-258 | |
| Drugs | |||
| Carprofen | Centravet | ||
| Rimadyl | Centravet | RIM011 | |
| Buprenorphine | Centravet | BUP001 | |
| Baytril | Centravet | BAY001 | |
| Dexmedetomidine | Centravet | DEX010 | |
| Atipamezole | Centravet | ANT201 | |
| Betadine solution | Centravet | VET002 | |
| Isoflurane | Centravet | VET066 | |
References
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