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Caracterização e aplicação de amostradores passivos de monitorização de pesticidas em água

Published: August 3, 2016 doi: 10.3791/54053
Automatic Translation
1, 1,2, 1,2, 1,2
1Department of Aquatic Sciences and Assessment, Swedish University of Agricultural Sciences, 2Center for Chemical Pesticides, Swedish University of Agricultural Sciences

Abstract

Cinco amostradores passivos de água diferentes foram calibrados em condições de laboratório para a medição de 124 legado e pesticidas utilizados atuais. Este estudo fornece um protocolo para a preparação amostrador passivo, calibração, método de extração e análise instrumental. Taxas de amostragem (R S) e coeficientes de partição amostrador de águas passivos (K PW) foram calculados para borracha de silicone, polar orgânico química integrativa amostrador POCIS-A, POCIS-B, SDB-RPS e C 18 disco. A absorção dos compostos selecionados dependia de suas propriedades físico-químicas, ou seja, borracha de silicone mostraram uma melhor aceitação para os compostos mais hidrofóbicos (log do coeficiente de partição octanol-água (K OW)> 5.3), enquanto que POCIS-A, POCIS-B e SDB- disco RPS foram mais adequado para compostos hidrofílicos (log K OW <0,70).

Introduction

Os pesticidas são continuamente novos elementos para o ambiente aquático e pode representar um risco para os organismos aquáticos 1. Monitoramento de pesticidas no ambiente aquoso é normalmente realizada utilizando amostragem garra, no entanto, esta técnica de amostragem não terem plenamente em conta as variações temporais nas concentrações devido a flutuações nas entradas de vazão ou episódicos (por exemplo, precipitação, esgoto transborda combinados, libertação lagoa de esgoto) 2 , 3. Assim, os métodos de monitoramento precisam ser melhorados para uma melhor estimativa dos riscos ambientais associados aos pesticidas. A amostragem passiva permite a monitorização contínua ao longo de um período de tempo prolongado com o mínimo de infra-estrutura e baixas concentrações de contaminantes 4,5.

Amostradores passivos têm sido mostrados para ser uma valiosa ferramenta para o monitoramento nas águas subterrâneas 6, água fresca 7-10, águas residuais 11 e 12 águas marinhas. Além fins de monitoramento 15, os testes de toxicologia 16,17, e como uma alternativa para sediment- e biomonitoração 18. Amostradores passivos acumular produtos químicos continuamente de água e dar tempo médio ponderado (TWA), as concentrações 14. A absorção do contaminante depende da taxa de amostragem (R S) e o coeficiente de partição amostrador-água passiva (K PW), que depende do desenho passiva amostrador, material amostrador, as propriedades físico-químicas do contaminante, e às condições ambientais (por exemplo, água turbulência, temperatura) 13,14,19,20.

O vídeo detalhado tem como objetivo mostrar como calibrar e aplicar amostradores passivos de pesticidas em água. Os objectivos específicos incluídos i) para realizar a preparação, extração e análise instrumental de 124 pesticidas individuais usando cinco tipos diferentes de sampl passivaers, incluindo borracha de silicone, polar orgânico química integrativa amostrador (POCIS) -A, POCIS-B, SDB-RPS e C 18 disco, ii) para avaliar R S e K PW relação aos pesticidas em um estudo de absorção de laboratório, e iii) para demonstrar como selecionar o amostrador passivo apropriado do composto alvo de interesse e como calcular as concentrações de TWA para o respectivo amostrador passivo.

Padrões de referência e dispositivos amostradores passivos

Compostos-alvo incluídas 124 legado e pesticidas actualmente utilizados, incluindo herbicidas, inseticidas e fungicidas (Tabela 1). Mistura de padrão interno (IS mistura) incluiu fenoprop (2,4,5-TP), clotianidina-D 3, etião e terbutilazina-D 5. Outros produtos químicos utilizados incluíram metanol (MeOH), acetonitrilo (ACN), acetona (ACE), diclorometano (DCM), ciclo-hexano (CH), acetato de etilo (EA), et petróleoela (PE), 2-propanol, solução de amoníaco a 25%, ácido acético (HAc) e ácido fórmico (FA). Cinco dispositivos de amostragem passiva diferentes foram caracterizados, incluindo borracha de silicone, POCIS-A e POCIS-B, SDB-RPS, e C 18 1,21 disco.

Tabela 1. Taxa de amostragem amostrador passivo (R? S, G dia -1), os coeficientes de partição em água amostrador (K 'PW, L kg -1) e as equações (Eq.) Utilizados para o cálculo das concentrações nas amostras de campo para indivíduo pesticidas a. (Reproduzido da Journal of Chromatography A, 1405, Lutz Ahrens, Atlasi Daneshvar, Anna E. Lau, Jenny Kreuger, Caracterização de cinco dispositivos de amostragem passiva para monitoramento de pesticidas em água, 1-11, Copyright (2015), com a permissão de Elsevier .) 22 Por favor, clique aqui para fazer o download deste arquivo.

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Protocol

1. Passivo Sampler Concepção e Preparação

  1. Folhas de borracha de silicone
    1. Corte as folhas de borracha de silicone (600 mm x 600 mm, 0,5 mm de espessura) em faixas de 2,5 mm x 600 mm e 2,5 mm x 314 mm usando um cortador de aço inoxidável e conectá-los usando um rebite cego de aço inoxidável (3,2 mm x 10 mm ) com uma pistola de rebite para se obter um tamanho total listra amostrador de 2,5 mm x 914 milímetros (área superficial = 457 centímetros 2, sorvente massa = 15,6 g, volume = 22,9 cm 3).
  2. Coloque as borrachas de silicone em uma câmara de extracção de um aparelho de Soxhlet. Adicionar 50 ml EA na câmara de extracção e adicionar 250 ml EA e três pedras de ebulição em um frasco de 500 ml garrafa rodada.
    1. Ligue a câmara de extracção com o balão de garrafa e um condensador. Limpar as borrachas de silicone por extracção de Soxhlet durante 96 horas a aproximadamente 80 ° C, e em seguida secá-los sob gás de azoto suave.
  3. Prenda as stri de borracha de siliconePE para um suporte de amostras de aço inoxidável aranha enrolando a tira de borracha de silicone em torno das hastes de suporte (Figura 1). Fixe cada extremidade da faixa de borracha de silicone a uma haste no suporte usando abraçadeiras.

figura 1
Figura 1. Esquema de borracha de silicone. Esquemática amostrador passivo de borracha de silicone que mostra a fixação da faixa de borracha de silicone para um aço inoxidável amostra aranha detentor A) do topo e B) a vista lateral. Por favor clique aqui para ver uma versão maior esta figura.

  1. POCIS-A e B-POCIS
    1. Para POCIS-A, coloque 220 ​​mg de adsorvente HLB granel (área superficial = 1,78 x 10 6 cm2) entre dois 9,0 centímetros por 9,0 centímetros square polietersulfona (PES) membranas (Figura 2).
    2. Para POCIS-B, colocar 220 mg de uma mistura de absorvente (isto é, resina hidroxilada poliestireno-divinilbenzeno (80%) e um adsorvente carbonáceo disperso num copolímero de estireno divinilbenzeno (20%)) (área superficial = 2,82 x 10 6 cm2) entre duas membranas de PES (Figura 2).
    3. Comprimir o adsorvente e dois PES entre dois anéis de aço inoxidável manualmente (Ø interno = 5,4 cm) e fixá-lo em um suporte de amostras de aço inoxidável (Figura 2).

Figura 2
Figura 2. Esquema de discos amostragem passiva. Esquemática amostrador passiva para POCIS A, POCIS B, disco SDB-RPS e C 18 de disco mostrando A) a montagem do dispositivo de amostragem passiva utilizando anéis de aço inoxidável, polietersulfona Membran (PES)es, e a fase de recepção, e B) a montagem em um suporte de amostras de aço inoxidável. Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

  1. Disco SDB-RPS e C 18 de disco
    1. Coloque SDB-RPS (área de superfície = 35 cm 2, a massa absorvente = 0,34 g, volume = 1,7 cm 3) e C 18 discos (área superficial = 35 cm 2, a massa absorvente = 0,58 g, volume = 1,7 cm 3) entre duas membranas PES (Figura 2). Comprimir os discos e dois PES entre dois anéis de aço inoxidável manualmente (O interior = 5,4 cm) e fixá-lo em um suporte de amostras de aço inoxidável (Figura 2).

2. experimentos de laboratório Captação

NOTA: As experiências de incorporação de laboratório foram realizados para caracterizar quantitativamente a absorção kinetics para 124 pesticidas individuais para cinco dispositivos amostradores passivos diferentes sob condições controladas.

  1. Realizar o estudo captação em recipientes de vidro retangulares (cada ~ 95 L): Tanque 1) borracha de silicone (n = 16), tanque 2) POCIS-A (n = 16), POCIS-B (n = 16), e o tanque 3 ) SDB-RPS rígido (n = 16), C 18 rígido (n = 16). Encha de água natural em três tanques.
  2. Executar todas as experiências a uma temperatura constante de água (~ 20 ° C) e sob condições de turbulência de água (~ 10 centímetros seg-1), utilizando duas bombas eléctricos ligados à parede de cada lado. Executar as experiências no escuro para minimizar o efeito da fotodegradação.
  3. Pico de cada recipiente de vidro com uma mistura padrão de pesticidas contendo 124 pesticidas usando uma seringa de vidro (c ≈ 400 ng L -1 para os pesticidas individuais no tanque de água). Retire os amostradores passivos manualmente a partir dos tanques, em intervalos de tempo de 5, 11, 20 e 26 days, para determinar as taxas de amostragem dos pesticidas.
  4. Monitorizar as concentrações dos pesticidas em cada tanque através da recolha de amostras de 100 ml de água nos dias 0, 5, 11, 20, e 26. A análise das amostras de água é realizada tal como descrito noutro local 21.
    1. Para controle de qualidade, expor amostras em branco para o ar ambiente por 1 hora no dia 0 e, em seguida, armazenar e tratá-los como amostras reais. Armazenar todos os extratos, bem como as amostras de 100 ml de água coletadas dos tanques a -18 ° C até análise posterior.

Extracção 3. Amostra

  1. Borracha de silicone
    1. Antes da extracção, secar a tira de borracha de silicone sob uma corrente de gás azoto de elevada pureza.
    2. Por espectrometria de cromatografia de massa de gás análise (GC-MS), realizar a extração sólido-líquido usando extração Soxhlet 22.
      1. Colocar a borracha de silicone no extractor de Soxhlet. Adicionar 250 ml de PE / ACE (50/50, v / v) e 3 Boipedras ling no balão de frasco redondo.
      2. Pico a borracha de silicone, com 100 ul de uma mistura de IS (c = 5 ng ml -1) usando uma seringa de vidro. Adicionar 50 ml de PE / ACE (50/50, v / v) no extractor de Soxhlet. Ligar o aquecedor e executar a extração Soxhlet durante 19 horas e, em seguida, desligue o aquecedor.
      3. Concentra-se os extractos por evaporação rotativa, seguido por agitação suave de azoto sopro para baixo para 1 ml. Trocar o solvente a CH / ACE (90/10, v / v) pela adição de três vezes 1 mL de CH / ACE (90/10, v / v) durante o golpe de azoto para baixo para 1 ml.
    3. Por espectrometria de massa de cromatografia líquida-tandem análise (LC-MS / MS), realizar a extração usando extração Soxhlet 22.
      1. Colocar a borracha de silicone no extractor de Soxhlet. Adicione 250 ml de MeOH e 3 pedras fervente no frasco frasco redondo e 50 ml de MeOH no extrator Soxhlet. Pico a borracha de silicone, com 100 ul de uma mistura de IS (c = 5 ng ml -1) usando um vidro syrInge.
      2. Ligar o aquecedor e executar a extração Soxhlet durante 19 horas e, em seguida, desligue o aquecedor. Concentra-se os extractos por evaporação rotativa, seguido por agitação suave de azoto sopro para baixo para 1 ml. Trocar o solvente para ACN por adição de 1 mL de ACN durante o sopro de azoto para baixo para 1 ml.
  2. POCIS-A e B-POCIS
    1. Abra o amostrador POCIS cuidadosamente e transferir o sorvente com água ultrapura com um funil para um cartucho de pré-limpos de polipropileno vazio sólido extracção de fases (SPE) (6 ml) contendo duas fritas de polietileno (PE). Seca-se o adsorvente por vácuo para remover a água. Registar o peso do cartucho de SPE vazia e embalado para controlar o peso do material sorvente. Por favor note que diferentes cartuchos são utilizados para análise LC-MS / MS e CG-EM.
    2. Antes da eluição, a espiga sorvente com 100 ul de uma mistura de IS (c = 5 ng ml -1) usando uma seringa de vidro. absorventes eluto POCIS-A e POCIS-B, utilizando 5ml EA para GC-MS 22.
      1. Concentrar os extratos a 1 ml por suave de azoto golpe-down. Trocar o solvente a CH / ACE (90/10, v / v) pela adição de três vezes 1 mL de CH / ACE (90/10, v / v) durante o golpe de azoto para baixo para 1 ml.
    3. Eluir cartuchos POCIS-A e B-POCIS utilizando 1,5 mL de MeOH, seguido de 8 ml de DCM / MeOH (80/20, v / v) para análise por LC-MS / MS 22. Concentrar os extratos a 1 ml por suave de azoto golpe-down. Trocar o solvente para ACN por adição de 1 mL de ACN durante o sopro de azoto para baixo para 1 ml.
  3. SDB-RPS e C 18 de disco
    1. Transferir discos individuais de SDB-RPS e C 18 de disco para uma proveta de vidro e secá-las sob gás de azoto. Pico a discos com 100 ul de uma mistura de IS (c = 5 ng ml -1) usando uma seringa de vidro e sonicar deles duas vezes numa proveta de vidro à temperatura ambiente, primeiro com 5 ml de EE durante 10 min e, em seguida, com 3 ml de EA durante 10 min.
    2. transferência both extractos em um tubo de vidro, concentrá-las a 2 ml por sopro suave de azoto para baixo, e dividi-los em duas fracções de 1 ml (por análise por LC-MS / MS, GC-MS, respectivamente, e).
    3. Concentra-se os extractos a 0,5 ml por sopro suave de azoto para baixo e trocar o solvente de CH / ACE (90/10, v / v) para análise por GC-MS 22. Concentra-se os extractos a 0,5 ml por sopro suave de azoto para baixo e trocar o solvente de ACN para análise por LC-MS / MS 22.

4. As amostras de água

  1. Pico de 20 ml de amostra de água com 100 ul de uma mistura de IS (c = 5 ng ml -1) usando uma seringa de vidro, adicionar 3 ml de DCM, vortex durante 3 minutos, e decanta-se para um separador de fase para a análise por GC-MS 22.
    1. Após as duas fases são separadas, a fase de DCM percolado para um tubo de vidro. Repetir a extracção usando 3 ml DCM, e lavar o tubo com 2 ml DCM. Finalmente, concentrar os extractos a 0,5 ml por suave de azoto blow-baixo e exchanGE o solvente a CH / ACE (90/10, v / v).
  2. Analisar as amostras de água por injecção de grande volume, semelhante ao método descrito em outros lugares por LC-MS / MS 21.

5. Análise Instrumental

  1. A análise por CG-EM
    1. Realizar a análise instrumental dos extratos CH / ACE utilizando sistemas de GC-MS na ionização de elétrons (EI) e modo de ionização química negativo (NCI), respectivamente 22.
    2. Para o método GC-MS usando EI, injectar alíquotas de 1 ul com o método de injecção splitless sobre uma coluna HP-5MS (30 IU m, 0,25 mm de diâmetro interno, 0,25 um de filme).
    3. Para o método utilizando CI-MS GC, injectar alíquotas de 3 ul de uma coluna HP-5MS (30 IU m, 0,25 mm de diâmetro interno, 0,25 um de filme).
  2. A análise por HPLC-MS / MS
    1. Efectuar a análise instrumental do ACN extractos utilizando HPLC-MS / MS em interface com uma fonte de ionização por electrospray negativo em ((-) ESI) e de ião positivo mode ((+) ESI) 22.
    2. Para (+) ESI, dilui-se 100 ul da ACN extrai com 900 ul de água ultrapura ajustado a pH 5 com o FA.
    3. Para (-) ESI, diluir 100 ul da ACN extrai com 900 solução ul de 1% FA em água ultrapura.
    4. Para (+) ESI, usar um gradiente binário que consiste em 2-propanol formato de amónio / metanol / 10 mM de (6/2/92, v / v / v) e MeOH com um caudal de 0,3 ml min -1.
    5. Para (-) ESI, usar um gradiente binário consistindo de ACN / água ultrapura 0,1% HAc e ACN + 0,1% HAc a um caudal de 0,3 ml min -1.
    6. Injectar todas as amostras utilizando um grande volume de injecção de 500 ul usando duas colunas de SPE (em linha tanto 20 x 2 mm ID e do tamanho de partícula 20-25 um), e uma coluna analítica (C 18, 100 x 3 mm, 3,5 um) 21.

6. Teoria de amostragem passiva

NOTA: O perfil de absorção do produto químico ao mediu amostrador passivom (PSM) está dividida em três secções: linear, curvilíneo e equilíbrio (Figura 3).

Figura 3
Figura 3. Passivo curva de absorção amostrador. A) e C) curva de absorção para a quantidade acumulada de acetamiprid e dimetoato, respectivamente, nos amostradores passivos (N t) em ng absoluto, e B) e D) concentração tanque de água de acetamiprid e dimetoato, respectivamente, em ng L - 1. por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

  1. Calcule o volume de água equivalente (V eq L) para um amostrador passivo dividindo o montante acumulado de compostos alvo no amostrador passivo após t dias de exposição (N 't (c w, ng L -1).
    equação 1 (1)
  2. Derivar a taxa de amostragem (R S, L dia-1) a partir da fase de fixação linear do perfil de captação, tomando o declive do V eq em função do tempo de implantação.
  3. Calcule o K PW (L kg -1) para os pesticidas individuais usando Eq. 2.
    equação 2 (2)
    onde m p é a massa absorvente por amostragem (GN).
  4. Na fase de absorção linear, calcular a concentração TWA da substância a analisar na água derivada pelo amostrador passivo (c TWA, ng L -1) usando a Eq. 3.
    equação 3 (3)
    em que R é S o SAtaxa de mpling (L dia-1) e t é o tempo de implantação (dias).
  5. Na fase curvilínea, calcule c TWA usando a Eq. 4.
    equação 4 (4)
  6. Na fase de equilíbrio, calcule c TWA usando a Eq. 5.
    equação 5 (5)

7. Análise de Dados Estatísticos

  1. Teste distribuição não normal dos dados utilizando um teste de Shapiro-Wilk 23. Use não-paramétrico de correlação de Spearman para K PW e R S vs propriedades físico-químicas dos pesticidas testados (rho de Spearman que varia de -1 a 1) 24.

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Representative Results

Cinco técnicas de amostragem passiva diferentes foram comparados para a captação de 124 legado e atuais pesticidas utilizados, incluindo borracha de silicone (Figura 1), e POCIS A, B POCIS, SDB-RPS e C 18 de disco (Figura 2). O desempenho do método de extração e análise instrumental foi otimizado. O resultado das experiências de incorporação de laboratório pode ser usada para calcular 'S e log K' a R valores PW (Tabela 1) com base no perfil de absorção para pesticidas individuais (Figura 3). Os resultados mostraram que a borracha de silicone é mais adequado para compostos hidrofóbicos (log do coeficiente de partição octanol-água (K 'OW)> 5.3), enquanto que os compostos mais polares (log K' OW <0,70) foram mais bem absorvido pelas POCIS A, POCIS B e disco SDB-RPS (Figura 4). R 'S -1), K 'PW (L kg -1) e as equações (Eq.) Pode ser usado para o cálculo das concentrações nas amostras de campo de cada pesticida (Tabela 1) 22.

Figura 4
Figura 4. K OW vs tipo de amostrador passivo. Box-Whisker-parcelas para os pesticidas individuais tomadas por borracha de silicone (n = 86), polar orgânico química integrativa amostrador (POCIS) -A (n = 106), POCIS-B (n = 110), disco SDB-RPS (n = 65), e C 18 rígido (n = 54) em relação ao seu coeficiente de partição octanol-água (K OW). Nota: Os pesticidas só foram incluídos se a concentração média de pesticidas no amostrador passivo foi superior a 0,1% em comparação com os pe médiossticide concentração na água. (Modificado de Journal of Chromatography A, 1405, Lutz Ahrens, Atlasi Daneshvar, Anna E. Lau, Jenny Kreuger, Caracterização de cinco dispositivos de amostragem passiva para monitoramento de pesticidas em água, 1-11, Copyright (2015), com a permissão de Elsevier .) 22 por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

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Discussion

Para controle de qualidade, como procedimento padrão, placas de laboratório, limites de detecção (LOD), recuperações, e repetibilidade foram examinados 23. Alguns pesticidas foram detectados nas amostras em branco em níveis baixos de concentração. LODs foram definidas como o valor do ponto mais baixo da curva de calibração, que satisfaz os critérios de uma relação sinal-ruído de 3. Os LODs médios foram de 8,0 pg absoluta injectado na coluna para a borracha de silicone, 1,7 pg absoluto para POCIS-A, 1,6 pg absoluta para POCIS-B, 3,0 pg absoluta para disco SDB-RPS, e 1,6 pg absoluta para C 18 disco. Todas as concentrações foram corrigidas pela cravado é uma mistura. A recuperação média método baseado em amostras passivas perfurantes dos pesticidas nativas (n = 3) foram 68%, 110%, 92%, 89% e 70% para a borracha de silicone, POCIS-A, POCIS-B, sdb-RPS e C 18 de disco, respectivamente. A repetibilidade média para pesticidas individuais (n = 10) foram 19%, 20%, 16%, 33% e 36% de silicone para esfregarber, POCIS-A, POCIS-B, disco SDB-RPS e C 18 de disco, respectivamente.

A maioria dos pesticidas tinha uma curva curta linear captação (5 a 10 dias) e equilibrada após 26 dias, ou seja, 89 dos 124 por borracha de silicone, 97 de 124 para POCIS-A, de 99 de 124 para POCIS-B, 32 de 124 para disco SDB-RPS e 36 124 para 18 C em disco. Portanto, para a maioria dos pesticidas um log K 'PW podiam ser calculado (Tabela 1). Se um pesticida não equilibrar, um log K 'PW foi assumido como sendo maior do que a calculada log K' PW para a fase de equilíbrio. O (L dia-1) média R 'S foram de 0,86 para a borracha de silicone, de 0,22 para POCIS-B, 0,18 para POCIS-A, 0,05 para o disco SDB-RPS e 0,02 para C 18 disco. S A alta R 'para a borracha de silicone pode ser explicado pela maior massa sorvente (m p) de borracha de silicone (M P (M p = 0,22-0,58 g). Log A mediana K PW (L kg -1) foram 4,78 para POCIS-B, 4,56 para POCIS-A, 3,17 para o disco SDB-RPS, 3,14 para a borracha de silicone e 2,71 para C 18 disco. As diferenças podem ser explicadas por diferentes áreas de superfície (A p), que foram maiores para POCIS-A e POCIS-B (A p = 1,78 x 10 6 cm2 e 2,82 x 10 6 cm2, respectivamente) em comparação com a borracha de silicone (um p = 457 cm2), disco SDB-RPS e C 18 de disco (a p = 35 cm2 para ambos). É importante notar que o S R 'pode variar entre diferentes métodos de calibração e do tipo de amostrador passivo, portanto, há uma necessidade de definir protocolos padronizados para os procedimentos de calibração 25.

Este estudo foi realizado utilizando depl estáticaEtion que tem a vantagem de ter um simples set-up com muitas repetições, mas o esgotamento de concentração ao longo do tempo precisa ser considerado. Estudos futuros de captação deve ser realizada utilizando tanques de exposição do fluxo-through com concentrações de exposição constantes ou in-situ em condições de implantação de campo realista 19. Natural de água foi usada nos experimentos de calibração de laboratório, no entanto, o DOC pode ter uma influência sobre a determinação das taxas de amostragem. 19 Além disso, o uso de compostos de desempenho e de referência (CRP), que são cravados no amostradores passivos antes da implantação, pode ser usado para calcular as taxas de captação in situ e permitir estimativas mais precisas de concentrações TWA 26.

O log K PW de borracha de silicone e C 18 de disco mostrou uma correlação positiva com o log K OW (rho de Spearman = 0,53 e 0,48, respectivamente; p <0,0001).Para os valores de log R S, uma correlação positiva significativa foi encontrada apenas entre o log R S e log K OW de borracha de silicone (rho de Spearman = 0,56, p <0,0001). Em geral, o K OW tem sido mostrado para ser um bom parâmetro para prever a adequabilidade do dispositivo de amostragem passivo para os compostos-alvo específicos 14,27. Uma variedade de pesticidas diferentes foram investigados neste estudo com um log K OW variando de -2,6 a 7,0. Em geral, os cinco amostradores passivos testados foram capazes de acumular pesticidas com uma vasta gama de diferentes K OW para a borracha de silicone (K OW = 0,70 - 7,0), POCIS A (-1,9 - 5,3), POCIS B (-1,9 - 5,2) , sdb-RPS (-1,2 - 4,7) e 18 C disco (1,3-5,3) (Figura 4). Os nossos resultados mostraram que a borracha de silicone é mais apropriada para os compostos hidrófobos (log K OW> 5.3), enquantomais compostos polares (log K OW <0,70) foram mais bem absorvido pelas POCIS A, B e POCIS disco SDB-RPS (Figura 4).

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Materials

Name Company Catalog Number Comments
Methanol Merck Millipore 1.06035.2500
Acetonitrile Merck Millipore 1.00029.2500 
Acetone Merck Millipore 1.00012.2500
2-propanol Merck Millipore 1.00272.2500
Dichloromethane Merck Millipore 1.06054.2500
Ammoniak Merck Millipore 1.05428.1000 Purity 25%
Formic acid Sigma-Aldrich 94318-50ML-F Purity ~98%
Ethyl acetate  Sigma-Aldrich 31063-2.5L for pesticide residue analysis
Petroleum ether  Sigma-Aldrich 34491-4X2.5L for pesticide residue analysis
Acetic acid  Sigma-Aldrich 320099-500ML Purity ≥99.7%
Cyclohexane  Fisher Chemicals C/8933/17 for residue analysis
Empty polypropylene SPE Tube with PE frits, 20 μm porosity, volume 6 ml Supelco 57026
Empore SPE Disks, C18, diam. 47 mm Supelco 66883-U Passive sampler
Empore SPE Disks, SDB-RPS (Reversed-Phase Sulfonate), diam. 47 mm Supelco 66886-U  Passive sampler
POCIS-A  EST POCIS-HLB Passive sampler
POCIS-B EST POCIS-Pesticide  Passive sampler
Polyethersulfone (PES) membranes EST PES
Silicone rubber sheet Altec 03-65-4516 Passive sampler
Agilent 5975C Agilent Technologies 5975C GC-MS
HP-5MS UI J&W Scientific HP-5MS Analytical column for GC-MS
Agilent 6460 Agilent Technologies 6460 HPLC-MS/MS
Strata C18–E, 20 x 2 mm id and 20–25 μm particle size Phenomenex Strata C18–E Online SPE column for LC-MS/MS
Strata X, 20 x 2 mm id and 20–25 μm particle size Phenomenex Strata X Online SPE column for LC-MS/MS
Zorbax Eclipse Plus C18 Agilent Technologies Zorbax Eclipse Plus C18 Analytical column for LC-MS/MS
Isolute phase separator, 25 ml Biotage 120-1907-E
Stainless steel blind rivet, 3.2x10 mm Ejot & Avdel 951222

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Rodney, S. I., Teed, R. S., Moore, D. R. J. Estimating the toxicity of pesticide mixtures to aquatic organisms: A review. Hum. Ecol. Risk Assess. 19 (6), 1557-1575 (2013).
  2. Kreuger, J. Pesticides in stream water within an agricultural catchment in southern Sweden, 1990-1996. Sci. Total Environ. 216 (3), 227-251 (1998).
  3. Carlson, J. C., Challis, J. K., Hanson, M. L., Wong, C. S. Stability of pharmaceuticals and other polar organic compounds stored on polar organic chemical integrative samplers and solid-phase extraction cartridges. Environ. Toxicol. Chem. 32 (2), 337-344 (2013).
  4. Alvarez, D. A., et al. Development of a passive, in situ, integrative sampler for hydrophilic organic contaminants in aquatic environments. Environ. Toxicol. Chem. 23 (7), 1640-1648 (2004).
  5. Vrana, B., et al. Passive sampling: An effective method for monitoring seasonal and spatial variability of dissolved hydrophobic organic contaminants and metals in the Danube river. Environ. Pollut. 184, 101-112 (2014).
  6. Dougherty, J. A., Swarzenski, P. W., Dinicola, R. S., Reinhard, M. Occurrence of herbicides and pharmaceutical and personal care products in surface water and groundwater around Liberty Bay, Puget Sound, Washington. J. Environ. Qual. 39 (4), 1173-1180 (2010).
  7. Muñoz, I., Martìnez Bueno, M. J., Agüera, A., Fernández-Alba, A. R. Environmental and human health risk assessment of organic micro-pollutants occurring in a Spanish marine fish farm. Environ. Pollut. 158 (5), 1809-1816 (2010).
  8. Wille, K., et al. Rapid quantification of pharmaceuticals and pesticides in passive samplers using ultra high performance liquid chromatography coupled to high resolution mass spectrometry. J. Chromatogr. A. 1218 (51), 9162-9173 (2011).
  9. Poulier, G., et al. Estimates of pesticide concentrations and fluxes in two rivers of an extensive French multi-agricultural watershed: application of the passive sampling strategy. Environ. Sci. Pollut. Res. 22 (11), 8044-8057 (2015).
  10. Moschet, C., Vermeirssen, E. L. M., Singer, H., Stamm, C., Hollender, J. Evaluation of in-situ calibration of chemcatcher passive samplers for 322 micropollutants in agricultural and urban affected rivers. Water Res. 71, 306-317 (2015).
  11. Petty, J. D., et al. An approach for assessment of water quality using semipermeable membrane devices (SPMDs) and bioindicator tests. Chemosphere. 41 (3), 311-321 (2000).
  12. Metcalfe, C. D., et al. Contaminants in the coastal karst aquifer system along the Caribbean coast of the Yucatan Peninsula, Mexico. Environ. Pollut. 159 (4), 991-997 (2011).
  13. Allan, I. J., et al. Field performance of seven passive sampling devices for monitoring of hydrophobic substances. Environ. Sci. Technol. 43 (14), 5383-5390 (2009).
  14. Vrana, B., et al. Passive sampling techniques for monitoring pollutants in water. TrAC - Trend. Anal. Chem. 24 (10), 845-868 (2005).
  15. Allan, I. J., Harman, C., Ranneklev, S. B., Thomas, K. V., Grung, M. Passive sampling for target and nontarget analyses of moderately polar and nonpolar substances in water. Environ. Toxicol. Chem. 32 (8), 1718-1726 (2013).
  16. Escher, B. I., et al. Evaluation of contaminant removal of reverse osmosis and advanced oxidation in full-scale operation by combining passive sampling with chemical analysis and bioanalytical tools. Environ. Sci. Technol. 45, 5387-5394 (2011).
  17. Pesce, S., Morin, S., Lissalde, S., Montuelle, B., Mazzella, N. Combining polar organic chemical integrative samplers (POCIS) with toxicity testing to evaluate pesticide mixture effects on natural phototrophic biofilms. Environ. Pollut. 159 (3), 735-741 (2011).
  18. Booij, K., Smedes, F., Van Weerlee, E. M., Honkoop, P. J. C. Environmental monitoring of hydrophobic organic contaminants: The case of mussels versus semipermeable membrane devices. Environ. Sci. Technol. 40 (12), 3893-3900 (2006).
  19. Harman, C., Allan, I. J., Vermeirssen, E. L. M. Calibration and use of the polar organic chemical integrative sampler-a critical review. Environ. Toxicol. Chem. 31 (12), 2724-2738 (2012).
  20. Jonker, M. T. O., Der Heijden, S. A. V. an, Kotte, M., Smedes, F. Quantifying the effects of temperature and salinity on partitioning of hydrophobic organic chemicals to silicone rubber passive samplers. Environ. Sci. Technol. 49 (11), 6791-6799 (2015).
  21. Jansson, C., Kreuger, J. Multiresidue analysis of 95 pesticides at low nanogram/liter levels in surface waters using online preconcentration and high performance liquid chromatography/tandem mass spectrometry. J. AOAC Int. 93 (6), 1732-1747 (2010).
  22. Ahrens, L., Daneshvar, A., Lau, A. E., Kreuger, J. Characterization of five passive sampling devices for monitoring of pesticides in water. J. Chromatogr. A. 1405, 1-11 (2015).
  23. Royston, P. Approximating the Shapiro-Wilk W-test for non-normality. Stat. Comput. 2 (3), 117-119 (1992).
  24. Gauthier, T. D. Detecting trends using Spearman's rank correlation coefficient. Environ. Forensics. 2 (4), 359-362 (2001).
  25. Morin, N., Miège, C., Coquery, M., Randon, J. Chemical calibration, performance, validation and applications of the polar organic chemical integrative sampler (POCIS) in aquatic environments. TrAC - Trend. Anal. Chem. 36, 144-175 (2012).
  26. Water Quality - Sampling - Part 23: Guidance on Passive Sampling in Surface Waters. ISO 5667-23:2011. , (2011).
  27. Morin, N., Camilleri, J., Cren-Olivé, C., Coquery, M., Miège, C. Determination of uptake kinetics and sampling rates for 56 organic micropollutants using "pharmaceutical" POCIS. Talanta. 109, 61-73 (2013).

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Ciências do Ambiente edição 114 de amostragem passiva POCIS disco SDB-RPS C borracha de silicone pesticidas água de superfície taxas de amostragem ( coeficientes de partição amostrador de águas passivos ( Calibração
Caracterização e aplicação de amostradores passivos de monitorização de pesticidas em água
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Ahrens, L., Daneshvar, A., Lau, A. E., Kreuger, J. Characterization and Application of Passive Samplers for Monitoring of Pesticides in Water. J. Vis. Exp. (114), e54053, doi:10.3791/54053 (2016).

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