Summary
Questa carta indica agli utenti di in vivo scanner micro-tomografia (µCT) come anestetizzare, posizionare correttamente e trattenere l'arto posteriore di un topo per un movimento minimo durante imaging ad alta risoluzione della tibia. Il risultato è immagini di alta qualità che possono essere elaborate per quantificare con precisione micro-architettura dell'osso.
Abstract
L'uso di in vivo micro-tomografia computerizzata (µCT) è un potente strumento che coinvolge l'imaging non-distruttivo delle strutture interne alle alte risoluzioni in modelli animali dal vivo. Questo consente per formazione immagine ripetuta del roditore stesso nel tempo. Questa caratteristica non solo riduce il numero totale dei roditori necessaria in un disegno sperimentale e quindi riduce la variazione inter-soggetta che possa sorgere, ma permette anche ai ricercatori di valutare le risposte longitudinale o tutta la vita ad un intervento. Per acquisire immagini di alta qualità che possono essere elaborate e analizzate per quantificare con maggiore precisione i risultati di micro-architettura dell'osso, gli utenti di in vivo scanner µCT correttamente devono anestetizzare il ratto e posizionare e frenare l'arto. Per effettuare questa operazione, è imperativo che il ratto anestetizzati ad un livello di rilassamento completo, e che pedali riflessi vengono persi. Queste linee guida possono essere modificate per ogni ratto individuo, come il tasso di metabolismo isoflurano può variare a seconda della dimensione del ceppo e del corpo. La tecnica adeguata per acquisizione di immagini in vivo µCT consente la misurazione accurata e coerenza di micro-architettura dell'osso all'interno e attraverso gli studi.
Introduction
L'uso di in vivo micro-tomografia computerizzata (µCT) è un potente strumento che coinvolge l'imaging non-distruttivo delle strutture interne alle alte risoluzioni utilizzando modelli del roditore. La natura non-distruttivo di in vivo µCT permette per ripetute di imaging del roditore stesso nel tempo. Questa caratteristica non solo riduce il numero totale dei roditori necessaria in un disegno sperimentale e quindi riduce la variazione inter-soggetta che possa sorgere, ma permette anche ai ricercatori di capire le risposte a lungo termine ad un intervento. Con l'uso di ripetute in vivo µCT, esperimenti su topi e ratti hanno delucidato cambiamenti inerenti allo sviluppo per osso micro-architettura e densità minerale ossea (BMD durante periodi di durata della vita 1,2,3) ,4,5,6,7,8 , così come la risposta di salute dell'osso agli interventi come dieta 9,10, l'ovariectomia 7,11 e agenti farmacologici 8,12,13. BMD e microarchitettura ossea a specifici siti scheletrici, vale a dire la tibia prossimale, femore e vertebre lombari, sono indicativi di salute generale dell'osso e del rischio di sostenimento della frattura e così sono le misure primarie nel quantificare le risposte a un intervento.
Acquisizione di immagini in vivo µCT coinvolge bidimensionale proiezioni di raggi x viene acquisite ad angoli diversi, come la sorgente di raggi x e rivelatore ruotano attorno l'animale sotto inchiesta 14,15. La qualità dell'immagine risultante è dipendente da molti fattori tra cui, ma non limitato a: selezionati parametri di acquisizione (cioè, risoluzione spaziale, tensione dei raggi x, amperaggio, passo di rotazione, filtro applicato, tempo di esposizione), limitazioni della µCT scanner (cioè, gli elementi basati su scanner come anello artefatti o polvere che causano effetti di volume parziale o striature) e corretto posizionamento e contenimento dell'animale. I primi due di questi fattori possono essere manipolati in una certa misura da parte dell'utente, a seconda della macchina di scansione specifica, obiettivi di studio e le correzioni che sono necessarie per ottimizzano la funzione dello scanner o l'elaborazione delle immagini acquisite. Quest'ultimo di questi fattori, il corretto posizionamento del roditore prima della scansione, può essere raggiunto indipendentemente le limitazioni basate su scanner o dei parametri di acquisizione sono selezionati per raggiungere un obiettivo di studio specifico. Mentre molte pubblicazioni che coinvolgono in vivo imaging sono apparse nella letteratura 14,15,16,17, stile classico del manoscritto è tale che dettagliate "how to" informazioni non possono essere inclusi. Pertanto, lo scopo di questo articolo e video guida è di riempire questo vuoto. Qui ci proponiamo di indicare agli utenti di in vivo scanner µCT come anestetizzare un ratto e posizionare e frenare l'arto per produrre immagini di alta qualità che possono essere analizzate per quantificare con maggiore precisione i risultati di micro-architettura dell'osso.
Prevenire ostruzioni del fascio dei raggi x attraverso oggetti diversi dalla dell'arto sono imperativi per quantificare il BMD più accurate e valori di micro-architettura dell'osso. Come i raggi x passano attraverso oggetti e tessuti di spessore e densità variabili, alcuni dei raggi x sono assorbiti (cioè attenuato) dai materiali che passano attraverso. Poiché la densità di massa misurata di un campione è influenzata dal suo spessore e la presenza e spessori dei tessuti circostanti, è imperativo che i fantasmi di calibrazione utilizzati per determinare la BMD vengano analizzati nello stesso modo. Pertanto, se il fascio di raggi x è quello di passare attraverso gli oggetti (vale a dire, la coda) prima o dopo il passaggio attraverso la regione di interesse, tali oggetti in grado di assorbire alcune delle energie dei raggi x e interferiscano con la trasmissione immagine acquisita. Inoltre, queste scansioni sarebbe molto difficile da simulare quando si acquisiscono i fantasmi che devono assomigliare esempio scansioni. Di conseguenza, tali differenze di attenuazione portano ad inesattezza nella valutazione delle misure del BMD dell'osso. Così, per facilità e precisione, si consiglia di limitare il numero di ostacoli tra la sorgente di raggi x, regione di rivelatore di raggi x e di interesse.
Valutazione longitudinale della struttura dell'osso da un intervento in modelli pre-clinici coinvolgono l'anestesia ripetuta dell'animale per limitare il loro movimento durante l'analisi di protocolli. Esistono diversi metodi di anestesia generale per sottomettere gli animali sottoposti a una scansione µCT, tra cui iniettabili e inhalant anestesia 1,2,4,5,6, 12. a differenza di anestetici inalatori come isoflurano, ripetuta anestesia generale utilizzando anestetici iniettabili causa una riduzione di peso corporeo, tolleranza chirurgica e cambiamenti significativi di altri parametri fisiologici in roditori, in particolare ratti e cavie, suggerendo significative controindicazioni per ripetuto uso 18,19,20. Mentre isoflurane è altamente volatile e consente la rapida induzione e recupero, agenti anestetici iniettabili producono diversi livelli di anestesia e tempo sotto anestesia dipende il ceppo, il sesso, composizione corporea, uno stato di digiuno e ciclo circadiano della animale. Anestetici iniettabili pongono anche ulteriori ostacoli al loro uso in quanto sono altamente regolamentati dagli organi nazionali. L'anestesia per inalazione, tuttavia, comporta la consegna diretta nel sistema respiratorio; Questo metodo consente più velocemente induzione e recupero tempo e più facile controllare la lunghezza e la profondità di anestesia19,20. Limitazioni per il metodo di anestesia per inalazione coinvolgono relativo requisito per attrezzature specializzate di vaporizzazione e alcuni cambiamenti di frequenza cardiaca e pressione sanguigna durante l'induzione, mantenimento e recupero 18,19.
Protocol
Questo studio è stato approvato dal animale cura Comitato di Brock University e condotto in conformità con le linee guida stabilite dal Consiglio canadese su Animal Care 21.
1. anestesia utilizzando Gas isoflurano
- Pre-riempire la camera di incubazione di vetro acrilico con alta qualità O2 ad un flusso continuo di circa 1-2 L/min da una macchina dell'anestetico (complementare figura 1).
- Trasferimento di ratto per la coda di camera di incubazione prima e chiudere il coperchio della camera di incubazione per creare una chiusura ermetica.
- Iniziare a riempire la camera di incubazione con isoflurano veterinaria-grado a 3-4% v/v disciolto in O2 ad un flusso continuo di 1-2 L/min (complementare figura 1).
Attenzione: Gas anestetici rifiuti possono influenzare negativamente i gestori. Un sistema di scavenger (cioè, un filtro al carbone o gas di scarico direttamente in una cappa aspirante) deve essere sempre a posto. - Quando il topo non è più in grado di resistere, trasferimento il topo a una maschera facciale o cono di naso che ricevono 1-3% isoflurane disciolto in O2 ad una portata di 1-2 L/min ratti soprattutto respirare attraverso il naso e così, fino a quando il naso è coperto dalla maschera o naso cono, ci sarà sufficiente anestesia consegna.
- Applicare oftalmica lubrificazione per le membrane delicate degli occhi per proteggerli da eventuali gas Escape isoflurano.
Nota: Assicurarsi che la lubrificazione oftalmica è senza Antibiotico, come questo può influenzare i risultati da un intervento. - Misurare palpebrale (occhio lampeggiante risposta alla stimolazione delicata dell'apertura palpebrale) e pedale riflessi (ritiro di arti posteriori in risposta a pizzicare); con l'aumento della profondità dell'anestesia, riflesso palpebrale sarà essere assenti prima del pedale riflessi (complementare figura 2).
- Quando viene raggiunto un adeguato livello di anestesia e il ratto ha perso i riflessi palpebrali e a pedale, mantenere il topo su 0,5-2% isoflurane disciolto in O2 ad una portata di 1-2 L/min.
- Monitorare continuamente la frequenza respiratoria del ratto durante l'intera procedura mantenendo una costante visual il ratto direttamente con un sistema di monitoraggio interno o attraverso il live video feed (complementare figura 3).
2. posizionamento e limitazione dell'arto posteriore del ratto
- Posare il ratto in posizione supina sul piano dello scanner in fibra di carbonio (complementare figura 4).
- Trattenere il piede destro in un malleabile, tubo della gomma piuma, con le dita che si estende dall'estremità del tubo. Applicare la cera dentale per mantenere il piede saldamente all'interno della schiuma e il tubo ben chiuso con nastro adesivo. Assicurarsi che il diametro del tubo che tiene il piede sia abbastanza per adattarsi saldamente il tubo di plastica.
- Far scorrere il tubo di plastica nel piano dello scanner a raggi x (complementare figura 5).
- Estendere l'arto posteriore del ratto finché è tesa. Non sovra-estendere la gamba da arrecare alcun danno al ratto (complementare figura 5) come questo può indurre il movimento involontario degli arti a causa di respirazione affannoso.
- Tirare la gamba sinistra (non sottoposto alla ricerca dell'arto) insieme con la coda fuori del campo di vista scansione e verso il torso, dalla gamba estesa da sottoporre a scansione.
- Fissare la gamba sinistra (non sottoposto alla ricerca dell'arto) e la coda in posizione con nastro adesivo. Non usare qualcosa di più o meno appiccicoso (cioè, nastro adesivo o nastro pittore) come questi materiali o danneggia il ratto quando sono rimossi (nastro adesivo) o non forniscono una stretta abbastanza forte (nastro pittore) (complementare figura 6).
- Fissare il corpo del ratto in posizione presso i fianchi, spalle e testa con il nastro adesivo. Fissare la maschera o il cono di naso al ratto (complementare figura 6).
Nota: Asciugare il lato adesivo del nastro adesivo per rimuovere la sua capacità di attaccare alla pelliccia del ratto. Non macchia le estremità del nastro adesivo, modo che può essere fissato saldamente per il piano di scansione. - Avvolgere il ratto nella IFP-trasparente per limitare la perdita di calore (complementare figura 6).
Nota: Quando si è sotto anestesia generale, ratti perdono calore rapidamente a causa della loro grande superficie a corpo peso rapporto 19,20. - Monitorare continuamente la frequenza respiratoria del ratto durante l'intera procedura mantenendo una costante visual il ratto (o direttamente o attraverso un live-video feed).
Nota: Qui messa a punto richiede 5 minuti, acquisizione di scansione è acquisizione impostazione-dipendente e tempo di recupero è 60 minuti. - Procedere per acquisire le immagini µCT.
Nota: Le specifiche esatte per l'acquisizione di scansione sono specifiche per ogni scanner tipo, software di sistema e la domanda di ricerche specifiche, tuttavia, diverse pubblicazioni metodologiche esistono in tutta la letteratura 1,2 , 9.
3. il recupero dall'anestesia
- Termine in vivo µCT scansione, fermare il flusso di isoflurane al ratto, ma mantenere un flusso di 1-2 L/min di O2.
- Quando il ratto riacquista il controllo del motore (1-2 min), rimuoverlo dal respiratore e consentirle di recuperare singolarmente in una gabbia collocata parzialmente su un rilievo di riscaldamento polivalente a basso calore. Ratti sono conosciuti per ridurre la loro temperatura corporea di 1 ° C quando sotto anestetico generale19. Non lasciare incustodito il ratto fino a quando ha riacquistato coscienza sufficiente per mantenere decubito sternale.
Nota: Le prove aneddotiche dal nostro gruppo di ricerca segnala che immediatamente successivo recupero dall'anestesia isoflurano, ratti cominciano a mangiare e quindi è importante avere loro cibo e acqua a loro disposizione durante il recupero. Anche se abbiamo osservato questo comportamento, ripetuto l'anestesia generale non causa un aumento significativo nel cibo assunzione o corpo peso 1,9.
Representative Results
Questo metodo di anestesia per il ratto e il posizionamento e la limitazione dell'arto posteriore per in vivo imaging µCT agevola l'acquisizione di alta qualità immagini appropriato per l'analisi di tibia micro-architettura. Corretto posizionamento dell'arto posteriore del ratto coinvolge la gamba completamente esteso e intero piede e caviglia, trattenuto in schiuma (Figura 1A) risultante in un'immagine acquisita di qualità sufficiente per l'analisi della (micro-architettura trabecolare e corticale Figura 1B). Posizionamento insufficiente e limitazione dell'arto posteriore (Figura 1) può produrre immagini con artefatti di movimento (Figura 1), mentre una coda che non viene completamente rimosso dalla scansione di campo (Figura 1E) interferirà con i raggi x attenuazione di campioni digitalizzati (Figura 1F) e alterare la BMD e tessuto misure di densità minerale (TMD). Uno di questi errori di posizionamento si tradurrà in una scansione di scarsa qualità che non dovrebbe essere ulteriormente analizzata. Raggiungimento immagini di scarsa qualità altereranno la quantificazione della rete trabecolare bene e struttura corticale dell'arto posteriore e produrranno dati inappropriati o inconcludenti14.
Figura 1. Immagini rappresentative di posizionamento dell'arto posteriore del ratto e corrispondenti immagini acquisite della tibia prossimale in sezione trasversale.
(A) il corretto posizionamento della dell'arto posteriore del ratto con la caviglia completamente trattenuta in schiuma, gamba estesa e coda staccò la tibia fornisce sufficiente qualità delle immagini in sezione trasversale (B) della tibia e trabecular e corticale micro-architettura. (C) posizionamento non corretto dell'arto posteriore del ratto con la gamba non completamente esteso e caviglia non completamente trattenuta in schiuma può causare artefatti di movimento (D), visti come striature in sezione trasversale. Oggetti (E) interferire con il campo di vista, come la coda non staccò la tibia (F) interferisce con attenuazione di raggi x dalla tibia e può portare a BMD alterata e TMD misure, sebbene non visivamente evidente. Nell'angolo inferiore sinistro nel pannello F Mostra una parte della coda nel campo visivo, che ha interferito con il fascio di raggi x che successivamente passò attraverso la tibia. Linee rosse tratteggiate nei pannelli a sinistra indicano la sezione trasversale presentata sui pannelli di destro. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Complementare figura 1. Isoflurano anestetico unità Isoflurano anestetico unità istituito per fornire 3-4% isoflurane disciolta in O2 ad una portata continua di 1-2 L/min per l'induzione dell'anestesia generale. Per favore clicca qui per scaricare questa figura.
Complementare nella figura 2. Garantire la profondità dell'anestesia. Riflessi pedali misura pizzicando le dita dei piedi del ratto che ricevono continue inalato anestetico attraverso una maschera facciale o cono di naso. La risposta al dolore è più evidente quando la gamba è leggermente estesa. Molto forte pizzichi o l'uso di forcipe o morsetti può indurre danni ai tessuti e pertanto non deve essere usato. Per favore clicca qui per scaricare questa figura.
Complementare nella figura 3. Schermo cattura di vista di fotocamera monitoraggio fisiologico feed live. Per favore clicca qui per scaricare questa figura.
Complementare figura 4. Ratto che pone in posizione supina sul piano dello scanner in fibra di carbonio. Per favore clicca qui per scaricare questa figura.
Complementare nella figura 5. Piede del ratto trattenuto in un tubo di gomma piuma malleabile destro. Piede destro del ratto è trattenuto in un tubo di gomma piuma malleabile con le dita che si estende fuori dal tubo (non in foto qui). Il tubo di gomma piuma è trattenuto in un supporto di plastica (fare riferimento alla Tabella di specifici materiali/attrezzature per informazioni più dettagliate). Per favore clicca qui per scaricare questa figura.
Complementare nella figura 6. Ratto fissato in posizione con la gamba destra estesa dritto. Il piede sinistro e coda è registrato dalla gamba destra (verso il torso), i fianchi sono protetti e il torso di ratto è avvolto in vet-wrap (blu) per limitare le perdite di calore. Per favore clicca qui per scaricare questa figura.
Discussion
Questo protocollo fornisce gli spettatori con la prima guida di riferimento dettagliata per l'anestesia adeguata, il posizionamento e la moderazione del ratto in vivo µCT scansione dell'arto posteriore. Queste linee guida consentono agli utenti di in vivo µCT sistemi di scansione per ottenere alta risoluzione e immagini di alta qualità della tibia che può essere elaborato per la quantificazione della microarchitettura ossea 3-dimensionale. Fasi critiche nel protocollo necessario per garantire il corretto posizionamento e trattenuta coinvolgono l'anestesia adeguata di ratto, nonché estendere l'arto lontano da tutte le altre strutture critiche fino a quando è tesa, ma non in una posizione innaturale. Per i risultati ottimali di imaging, è imperativo che il ratto anestetizzati ad un livello di completo relax, e che i riflessi palpebrali e pedali vengono persi. Inoltre, la scansione gamba dovrebbe essere estesa e il tutto il piede e la caviglia deve essere trattenuti in schiuma. I metodi descritti sopra per ottenere un posizionamento ottimale della scansione gamba farà in modo che: 1) degli arti posteriori dei ratti all'interno di uno studio sono costantemente orientati nella stessa direzione, permettendo così il fascio di raggi x per passare attraverso la stessa area di ciascuna gamba durante la rotazione intorno al campione; 2) sia volontaria che involontaria movimento dell'arto posteriore non si verificherà, riducendo così al minimo il potenziale per artefatti di movimento di interferire con la qualità delle immagini acquisite; 3) ostruzioni da oggetti (vale a dire, la coda) sono evitati, riducendo così al minimo il potenziale per gli effetti di volume parziale a produrre misurazioni imprecise di BMD e TMD. Queste linee guida possono essere modificate per ogni ratto individuo, come il tasso di metabolismo isoflurano e posizionamento può variare a seconda del ceppo e corpo formato 22. Le più comuni in vivo scansione macchine sono progettati per piccoli modelli animali (cioè, topi, ratti, conigli, porcellini d'India) e avrà tappe animale intercambiabili per consentire la scansione di diverse dimensioni degli animali. Di conseguenza, possono ospitare una vasta gamma di pesi corporei.
Anche se in vivo µCT scansione permessi per il topo a essere riposizionato e rianalizzati se le immagini acquisite dalla scansione iniziale sono di scarsa qualità, ripetuta scansione esporrà il topo a dosi aggiuntive di radiazione e isoflurano anestesia per un periodo prolungato di tempo. Esposizione a radiazioni ripetute mensile di 600 mGy focalizzata alla tibia del ratto più di quattro mesi non causa effetti negativi alle ossa micro-architettura rispetto alla controlaterale dell'arto posteriore 1, ma questo non accertare la sicurezza di due scansioni ripetute in successione immediata. Ulteriori limitazioni della tecnica descritti includono la necessità di estendere l'arto teso con le forze applicate ad esso per tenerlo ancora, che possono richiamare alcuni cambiamenti nella struttura ossea. Mentre la severità di limitazione della dell'arto durante la scansione dipenderà ogni obiettivo di ricerca, ricerche precedenti dal nostro laboratorio che coinvolgono mensile ripetute in vivo imaging di µCT di un arto è provocato da una differenza nella corticale micro-architettura parametro, eccentricità, rispetto per l'arto controlaterale che non subissero estensione ripetuti, stabilizzazione e scansione 1. L'eccentricità è una misura della forma ellittica dell'osso corticale e cambiamenti in risposta a alterato carico-cuscinetto. Pertanto, quando usando questo metodo di posizionamento e trattenente dell'arto posteriore per ripetuto µCT in vivo imaging, considerazione va fatta quando valutare e interpretare modifiche ai parametri di micro-architettura portante.
Mentre le suddette linee guida sono state fornite per l'imaging e l'analisi del tessuto osseo, lievi modifiche al protocollo devono essere effettuati quando la formazione immagine dei tessuti molli degli arti posteriori. In particolare, il modo in cui l'arto viene esteso dal torso e trattenuto deve tener conto, come l'attuale procedura misshapes l'orientamento dei tessuti molli (muscoli, tessuto adiposo) in posizionamento anormale per tutta la durata della scansione. Pertanto, quando estrapolando questo modello per l'uso nella formazione immagine del tessuto molle dell'arto posteriore, alcuni aggiustamenti dovrebbero essere fatto per la tecnica di contenimento per ridurre o eliminare le modifiche nel posizionamento dei tessuti in relazione l'uno con l'altro.
Inoltre, le linee guida sono state scritte specificamente basato sulle esperienze del nostro gruppo di ricerca, tuttavia, possono essere modificati per ospitare altri scanner µCT disponibili in commercio in vivo . Altri metodi suggeriti per posizionare e frenare l'arto posteriore potrebbero essere disponibili dal produttore del µCT in vivo sistema di scansione. Più commercialmente disponibili in vivo unità µCT riportate in polipropilene polistirene espanso, e tubi di plastica con cera dentaria per tenere una sporgente del piede come accettabile materiali e metodi per immobilizzare la gamba di scansione. Tuttavia, il metodo presentato in questo protocollo fornire più controllata e coerente posizionamento e moderazione della gamba digitalizzata e costantemente produce immagini di alta qualità. Le linee guida presentate nel presente metodo richiedono attrezzature specializzate necessarie per l'anestesia del ratto, come un vaporizzatore, tubi, maschere, alloggiamenti di induzione e ossigeno. Anche se l'attrezzatura è associato un costo leggermente superiore rispetto agli anestetici iniettabili, permette i ricercatori la possibilità di rapidamente e precisamente inducono anestesia a specifiche profondità della coscienza, che fornisce un vantaggio su alternativa metodi.
Utilizzando le linee guida delineate nel presente metodo video, i ricercatori che utilizzano tecnologie di alta risoluzione in vivo µCT a studiare il loro intervento di interesse sarà in grado di correttamente e costantemente orientare e trattenere dell'arto posteriore del ratto per alta imaging a raggi x di qualità. Questo fornirà un continuum nel campo dell'acquisizione di immagini in vivo µCT e servire come un passo verso l'ottimizzazione la coerenza e la precisione nell'ambito degli studi e abilitare i confronti tra gli studi nella letteratura. Allo stesso modo, questi protocolli e metodi possono essere espansa per l'uso in altre specie di roditori, tra cui topi, anche se alcune modifiche sarà richiesto 2,10. Ad esempio, il sistema di ritenuta del piede nel tubo della gomma piuma può includere la caviglia per minimizzare la possibilità di movimento delle gambe durante la scansione. Inoltre, il piede completo si inserisce nella schiuma titolare. Così, le dita non si estendono fuori dalla fine del titolare come fanno quando si fissa il piede di un ratto. Inoltre, il corpo del mouse non richiede la stessa moderazione con nastro come il ratto. Un cono di naso più piccolo può essere utilizzato per mantenere l'anestesia in topi durante la scansione. Se un più piccolo cono di naso non è disponibile, si può garantire un guanto di nitrile sopra il cono di naso disponibile e fare una piccola incisione nel guanto di fornire uno spazio che può andare bene il naso del mouse per fornire anestesia mantenendo una guarnizione intorno al naso.
Mentre la tibia prossimale è il principale sito di indagine delle modifiche alle ossa micro-struttura nel ratto, linee guida per il posizionamento corretto e coerente di altri siti scheletrici come il femore e le vertebre lombari dovrebbero essere studiate e stabilite per coerenza nella letteratura. Tuttavia, quando si intraprende la ricerca futura che coinvolgono l'imaging delle vertebre lombari, considerazioni vanno fatte come formazione immagine della spina dorsale fornisce esposizione alle radiazioni di organi circostanti e i tessuti.
Disclosures
Gli autori non hanno nulla a rivelare.
Acknowledgments
Gli autori riconoscono ricerca finanziamenti da una borsa di studio per la scoperta della NSERC (#05573) e la Fondazione canadese per l'innovazione (#222084) per il finanziamento in vivo micro-CT W.E. Ward è un Canada Research Chair in osso e lo sviluppo muscolare.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Isoflurane | Fresenius Kabi Animal Health | 108737 | |
| Vaporizer | Dispomed | 990-1091-3SINEWA | |
| Scavengers/Charcoal Filters | Dispomed | 985-1005-000 | |
| Micro-CT Scanner | Bruker microCT | SkyScan 1176 | |
| Dental wax | Kerr Dental Laboratory | 623 | |
| Foam (Backer Rod) | Rona | CF12086 | 1”x10’ |
| Plastic tube | Bruker microCT | SP-3010 | |
| Carbon-fiber bed | Bruker microCT | SP-3002 | |
| Vet Wrap/Bandage | Dura-Tech | 17473 | |
| Ophthalmic Gel | OptixCare | 006CLC-4256 | Antibiotic-free |
| Heating pad | Sunbeam | 000731-500-000 |
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