Articolo metodologico

Generazione di vettori ricombinanti Herpesvirus aviaria con CRISPR/Cas9 Gene Editing

DOI:

10.3791/58193

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7 gennaio 2019

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1The Pirbright Institute & UK-China Centre of Excellence for Research on Avian Diseases, 2Binzhou Animal Science and Veterinary Medicine Academy & UK-China Centre of Excellence for Research on Avian Diseases

In questo articolo

Sommario

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Herpesvirus dei tacchini (HVT) è ampiamente usato come una piattaforma di vettore per la generazione di vaccini ricombinanti contro un certo numero di malattie aviarie. Questo articolo viene descritto un approccio semplice e rapido per la generazione di vaccini ricombinanti HVT-vectored utilizzando un sistema di Cre-Lox e integrato NHEJ-CRISPR/Cas9.

Abstract

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Herpesvirus dei tacchini (HVT) è un vettore virale ideale per la generazione di vaccini ricombinanti contro un certo numero di malattie aviarie, come l'influenza aviaria (AI), malattia di Newcastle (ND) e bursite infettiva (IBD), utilizzando artificiali batterici del cromosoma ( Mutagenesi di BAC) o i metodi convenzionali di ricombinazione. Il cluster regolarmente intervallate palindromi ripetizioni (CRISPR) / Cas9 sistema ha usato con successo in molte impostazioni per gene editing, tra cui la manipolazione di diversi genomi di grandi virus a DNA. Abbiamo sviluppato una rapida ed efficiente CRISPR/Cas9-mediata del genoma editing pipeline per generare ricombinante HVT. Per massimizzare l'uso potenziale di questo metodo, vi presentiamo qui informazioni dettagliate sulla metodologia di generare HVT ricombinanti esprimenti la proteina VP2 di IBDV. La cassetta di espressione VP2 è inserita nei HVT genoma tramite un NHEJ (unirsi nonhomologous fine)-via di riparazione dipendente. Una cassetta di espressione della proteina (GFP) fluorescenza verde viene collegata all'inserto per una visualizzazione semplice e poi rimosso tramite la Cre-LoxP sistema. Questo approccio offre un modo efficace per introdurre altri antigeni virali nel genoma HVT per il rapido sviluppo di vaccini ricombinanti.

Introduzione

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Malattia di Marek (MD) è una malattia linfoproliferativa di polli indotto dal sierotipo 1 (aviario Herpesvirus 2 [GAHV-2]) del genere Mardivirus nella sottofamiglia Alphaherpesvirinae. Mardivirus comprende anche due sierotipi non patogeni: sierotipo 2 (GaHV-3) e sierotipo 3 (MeHV-1, storicamente conosciuta come HVT) che sono utilizzati come vaccini contro MD. Vaccino vivo HVT (ceppo FC-126) è la prima generazione di vaccino MD usato nei primi anni 1970 ed è ancora utilizzato ampiamente nelle formulazioni di vaccino bivalente e polivalente per fornire una maggiore protezione contro MD. HVT è inoltre ampiamente usato come un vettore di vaccino per indurre la protezione contro una serie di malattie aviarie, grazie alla sua versatilità e sicurezza sia in ovo e somministrazione sottocutanea incubatoio e capacità di fornire un'immunità permanente. La strategia per generare vaccini ricombinanti HVT si basa su entrambi convenzionale ricombinazione omologa in cellule infettate da virus, sovrapposto cosmide DNAs o BAC mutagenesi2. Tuttavia, questi metodi sono generalmente molto tempo e laborioso, che richiede la costruzione di vettori di trasferimento, il mantenimento del genoma virale in Escherichia coli, purificazioni di placca e la rimozione della sequenza di BAC e selezione indicatore il virus modificato3,4.

CRISPR/associati (Cas9) è il gene più popolare strumento di editing negli ultimi anni grazie alla sua versatilità e la specificità. Il sistema CRISPR/Cas9 è stato utilizzato con successo nella generazione efficiente di cellule geneticamente modificate e modelli animali5,6,7,8,9,10, come così come la manipolazione di diversi grandi virus a DNA genomi11,12,13,14,15,16,17, 18,19,20. Dopo la segnalazione di un metodo semplice ed efficace utilizzando il sistema CRISPR/Cas9 per modificare il genoma HVT21, abbiamo sviluppato una pipeline per la generazione rapida ed efficiente di ricombinante HVT22.

Al fine di estendere l'applicazione potenziale di questo metodo, descriviamo la metodologia dettagliata per la generazione di ricombinante vaccino HVT che esprimono il gene VP2 di IBDV al luogo del UL45/46 in questo rapporto. L'approccio combina NHEJ-CRISPR/Cas9 per inserire il gene VP2 taggato con gene reporter GFP e un sistema di Cre-LoxP per rimuovere la cassetta di espressione di GFP successivamente. Rispetto al tradizionale ricombinazione e BAC recombineering tecniche, dimostriamo che NHEJ-CRISPR/Cas9 insieme ad un sistema Cre-Lox è un approccio rapido ed efficiente per generare vaccino ricombinante HVT.

Protocollo

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1. preparazione di espressione Cas9/gRNA e costrutti di donatore

  1. Costruzione di plasmidi di espressione Cas9/gRNA
    1. Progettare una sequenza di gRNA targeting per regione intergenica fra geni UL45 e UL46 di HVT come descritto in precedenza22. Allineare la sequenza di destinazione Guida-RNA contro il genoma HVT per escludere qualsiasi potenziale fuori bersaglio sequenze nel genoma HVT. Sintetizzare e clonare la sequenza di gRNA targeting UL45/46 regione e sg-A sequenza da dati pubblicati23 in pX459-V2 come descritto in precedenza22. Verificare la sequenza clonata gRNA di Sanger sequenziamento utilizzando il primer U6-Fwd24.
  2. Costruzione del plasmide donatore
    1. Per generare un plasmide di donatore contenente la cassetta di espressione VP2 taggata con una cassetta di reporter GFP rimovibile, progettare i oligos donatore-F e donatore-R contenente i seguenti elementi (Figura 1A e Figura 3A): una sg-A sequenza di destinazione alle due estremità, un sito di PacI fiancheggiata da due sequenze LoxP per la GFP reporter cassetta clonazione e l'asportazione e due siti di SfiI per la clonazione della cassetta di espressione VP2.
    2. Clonare la sequenza in un vettore pGEM-T-facile e, quindi, duplicare le cassette di gene GFP e VP2 nel vettore risultante per generare il plasmide di donatore designato come pGEM-sgA-GFP-VP222.
      Nota: Qualsiasi vettore di clonazione può essere utilizzato per la costruzione del plasmide donatore.
  3. Preparazione del DNA del plasmide
    1. Preparare sia donatore plasmide e plasmidi di espressione Cas9/gRNA DNAs utilizzando un kit di estrazione del DNA commerciale secondo le istruzioni del produttore.

2. CRISPR/Cas9-mediata Knock-in: transfezione e infezione

  1. Il giorno prima di transfezione, preparare fibroblasti di embrione di pulcino (CEFs) per la transfezione/infezione, utilizzando embrioni 10 - giorno-vecchi in medium M199 completate con 5% siero bovino fetale (FBS), 10% Triptosio fosfato brodo, 100 U/mL penicillina-streptomicina, e fungizone 0,25 µ g/mL. 6 cellule di seme 1.3 x 10 per bene in tutti i pozzetti di una piastra a 6 pozzetti in 2,5 mL di terreno.
    Nota: Le cellule CEF possono essere mantenute per 3 d a 4 ° C.
  2. Transfect cellule CEF (preparati in fase 2.1) con 0,5 µ g di UL45/46-gRNA, 0,5 µ g di sg-A e 1 µ g di pGEM-sgA-GFP-VP2 utilizzando un reagente di transfezione appropriato secondo le istruzioni del produttore. Incubare le cellule per 12 h in un incubatore (a 38,5 ° C con 5% CO2).
  3. posttransfection 12 h di plasmidi Cas9/gRNA e donatore, diluire lo stock di virus HVT con terreno di coltura M199 a 1 x 105 pfu/mL. Aggiungere 130 µ l di virus diluito in ciascun pozzetto delle cellule trasfettate e impostare un pozzetto delle cellule untransfected come controllo negativo con la stessa quantità di virus. Incubare le cellule transfettate/infetti per 3 d a 38,5 ° C con 5% CO2. Espletare tutte le procedure utilizzando il comune codice di pratica (JCoPR) approvato dai finanziatori.

3. raccolta e purificazione del Virus ricombinante HVT

  1. Ordinamento delle cellule fluorescenza-attivato
    1. Preparare due piastre da 96 pozzetti preconfigurate con 2 x 104 cellule CEF per bene il giorno prima dell'ordinamento.
    2. Tripsinizzano transfected/infetti CEFs 3 d postinfection. Aspirare il mezzo da ogni pozzetto e sciacquare strato di cellule con tampone fosfato salino (PBS). Aggiungere 1 mL di tripsina-EDTA 0,05% (0,48 mM) a tripsinizzano le cellule nell'incubatrice 38,5 ° C per circa 5 min.
    3. Risospendere e trasferire le cellule in una provetta da microcentrifuga da 1,5 mL con 50 µ l di FBS. Centrifuga a 200 x g per 5 min.
    4. Risospendere le cellule in 1 mL di PBS con 1% FBS. Contare i numeri di cellulare utilizzando un emocitometro e regolare il numero di cellule a 1 x 106 cellule/mL.
      Nota: Le cellule possono essere tenute su ghiaccio per 1-2 h.
    5. Trasferire le cellule un polistirolo ordinamento tubo attraverso il tappo del filtro. Ordinare le singole celle che esprimono GFP in piastre da 96 pozzetti seminate con CEFs utilizzando il classificatore celle secondo le istruzioni del fabbricante. Incubare le cellule ordinate per 5D a 38,5 ° C con 5% CO2.
      Nota: Un passaggio del virus ricombinante può essere necessaria prima dell'ordinamento se ci sono troppe cellule GFP-espressione singole e poche piastre di GFP-positive nel pozzo originale.
  2. Passaggio di virus ricombinanti
    1. Preparare piastre da 6 pozzetti seminate con 1.3 x 106 cellule CEF per bene il giorno prima del passaggio. 5D postsorting, controllare le piastre da 96 pozzetti con un microscopio a fluorescenza. Contrassegnare i pozzetti contenenti una singola placca di GFP-positive.
      Nota: Vedere la Figura 2A per una targa rappresentanza di GFP-positive.
    2. Tripsinizzano ogni GFP-positive bene con 50 µ l di tripsina-EDTA per 3 min, aggiungere 50 µ l di terreno di coltura, risospendere e trasferire le cellule in un pozzetto di una piastra a 6 pozzetti con CEFs. Questa sarà la prima generazione di ricombinante HVT.
    3. Raccogliere la prima generazione di virus ricombinante 3 d più tardi, bloccare giù un flaconcino di ciascuno in 1 mL di congelamento medio contenente 10% siero fetale del vitello (FCS), 10% di dimetilsolfossido (DMSO) e terreno di coltura 80% e memorizzare i virus in azoto liquido.
      Nota: Il tempo del raccolto varia da 2-4 d a seconda della capacità di importo e la proliferazione del virus.
    4. Raccogliere 1 x 105 celle di ogni prima generazione di virus, centrifugare li e scartare il surnatante. Conservare le cellule a-20 ° C per l'estrazione del DNA.
  3. Rilevamento di genomica inserimento da reazione a catena della polimerasi
    1. Per l'estrazione di DNA, sbrinamento e risospendere il pellet cellulare dal punto 3.2.4 con 50 µ l di tampone di schiacciamento (10 mM Tris-HCl [pH 8], 1mM EDTA, 25 mM NaCl e proteinasi K 200 µ g/mL) e lisare i campioni a 65 ° C per 30 min e , quindi, a 95 ° C per 2 min inattivare la proteinasi K.
    2. Eseguire una reazione a catena della polimerasi (PCR) con 3' giunzione gli iniettori (tabella 1) utilizzando 1 µ l di campione di DNA. Per ogni campione, preparare la seguente miscela di reazione di 20 µ l su ghiaccio: 2x PCR Master Mix (10 µ l), primer di 10 µM a Monte (0,5 µ l), 10 µM a valle primer (0,5 µ l), mascherina del DNA (1 µ l) e acqua priva di nucleasi (8 µ l). Il programma di amplificazione è: 95 ° C per 2 min; 95 ° C per 30 s, 55 ° C per 30 s e 72 ° C per 40 s per 35 cicli; 72 ° C per 7 minimo carico 2 µ l dei prodotti di amplificazione in un pozzetto del gel di agarosio 1% per elettroforesi del gel.
      Nota: Vedere la Figura 2A per un risultato rappresentativo della giunzione 3' PCR.

4. l'asportazione del Gene Reporter fluorescenti tramite la Cre-lox sistema

  1. Per rimuovere il gene GFP dal virus ricombinante, transfect 2 µ g di plasmide di espressione di Cre ricombinasi nella piastra 6 pozzetti preconfigurata con cellule CEF, usando un reagente di transfezione seguendo le istruzioni del fabbricante.
  2. posttransfection di 12 h, sbrinamento un flaconcino di virus ricombinante da azoto liquido, Risospendere delicatamente, semi 50 µ l in ogni pozzetto di cellule trasfettate e impostare un pozzetto come controllo negativo con la stessa quantità di virus. Incubare per 3 d a 38,5 ° C con 5% CO2.

5. placca purificazione

  1. Ordinamento delle cellule fluorescenza-attivato
    1. Due piastre da 96 pozzetti seme con 2 x 104 cellule CEF per bene il giorno prima dell'ordinamento.
    2. Seguire le procedure descritte in un postinfection di 72 h di passaggio 3.1 (dal passaggio 4) per preparare le cellule infettate per l'ordinamento. Ordinare le celle singole nonfluorescence in piastre da 96 pozzetti seminate con CEFs.
  2. Passaggio dei virus ricombinanti e conferma di PCR
    1. Scegliere 5-10 nonfluorescence singole placche 5D postsorting, li tripsinizzano con 50 µ l di tripsina-EDTA a 38,5 ° C per 3 min e aggiungere 50 µ l di terreno di coltura per risospendere le cellule.
      Nota: Vedere la Figura 2B per una targa rappresentanza di GFP-negativo.
    2. Passare la metà delle cellule in ogni pozzetto di una piastra a 6 pozzetti preconfigurata con CEFs come la seconda generazione.
    3. Centrifugare le cellule rimanenti di ogni clone a 200 x g per 5 min, scartare il surnatante e risospendere le cellule con 50 µ l di tampone per estrazione del DNA di schiacciamento.
    4. Eseguire PCR con 5' giunzione primer (tabella 1) utilizzando 1 µ l della mascherina del DNA con la stessa condizione di reazione di PCR come descritto al punto 3.3.2.
      Nota: Vedere la Figura 2B per un risultato rappresentativo della 5' giunzione PCR.
    5. Base ai risultati PCR, scegliere tre-cinque cloni positivi di HVT ricombinante per ulteriori passaggi e verifica.

6. Verifica del ricombinante HVT

  1. Analisi di immunofluorescenza indiretta
    1. Infettare CEFs con la seconda generazione di ricombinante che HVT ottenuti dal punto 5.2 della piastra a 24 pozzetti seminato con 2,5 x 105 CEFs il giorno prima dell'infezione. Rimuovere un postinfection di 48 h del terreno di coltura cellulare e aggiungere 500 µ l di paraformaldeide al 4% in PBS per fissare le cellule. Incubare la piastra a temperatura ambiente per 30 min e, quindi, rimuovere il fissativo e lavare lo strato delle cellule 3 x con PBS.
      Nota: Le cellule possono essere conservate a 4 ° C a questo passaggio per diverse settimane.
    2. Rimuovere il PBS e aggiungere 500 µ l di 0.1% Triton X-100 per permeabilize le cellule per 15 min. lavare la cella di strato 3 volte con PBS.
    3. Legame non specifico di blocco con l'aggiunta di tampone bloccante (5% di siero bovino in PBS) per 1 h.
    4. Diluire l'anticorpo monoclonale anti-VP2 di anticorpo primario HH7 - o HVT-infettati del siero di pollo a 1: 200 in tampone bloccante, aggiungere 200 µ l per pozzetto e incubare a temperatura ambiente in 1 h. lavare la cella e il livello 3 volte con PBS.
    5. Diluire l'anticorpo secondario goat anti-mouse IgG Alexa 568 o anti-pollo di capra IgG Alexa 488 a 1: 200 in tampone bloccante, aggiungere 200 µ l per pozzetto, incubare a temperatura ambiente per 1 h e lavare le cellule 3 x con PBS. Verificare che l'espressione della proteina sotto il microscopio di fluorescenza.
      Nota: Vedere la Figura 4 per un rappresentante VP2 risultato di colorazione.
  2. Sequenziamento del gene VP2
    1. Amplificare la sequenza di DNA che attraversa la regione intergenica UL45 e UL46 con alta fedeltà DNA polimerasi e primer UL45-F1 e UL46-R1 (tabella 1) per rilevare l'inserimento di tutto.
    2. Preparare la seguente miscela di reazione di 50 µ l: 5 µ l di 10 x Pfx Mix di reazione, 1,5 µ l di 10 µM a Monte e mix di primer a valle, 1 µ l di miscela del dNTP 10mm, 1 µ l di 50mm MgSO4, 1 µ l della mascherina del DNA e 0,5 µ l di polimerasi del DNA Pfx e aggiungere acqua priva di nucleasi a 50 µ l. Il programma di amplificazione è: 95 ° C per 2 min; 95 ° C per 15 s, 55 ° C per 30 s e 68 ° C per 3 min per 35 cicli. Caricare tutto il prodotto PCR di gel per elettroforesi del gel di agarosio all'1%.
    3. Purificare il prodotto PCR seguendo le istruzioni di un kit di purificazione del gel del DNA. Invia 10 µ l di prodotto della PCR (30 ng / µ l) per una società di sequenziamento per confermare il knock-del gene VP2.

7. stabilità del Virus ricombinante

  1. Cellule CEF seme 2.6 x 106 in ciascuna beuta T25 il giorno prima dell'espansione del virus.
  2. Scongelare almeno tre cloni positivi dal punto 5.2; aggiungere un flaconcino di cellule/virus in ciascuna beuta T25. Incubare a 38,5 ° C con 5% CO2 fino a quando si osserva un effetto citopatico 50%.
  3. Raccogliere le cellule in 2 mL di terreno di coltura; infettare 50 µ l di una nuova staffa T25 preconfigurata con cellule CEF per la prossima generazione. Mantenere il passaggio del virus ricombinante per almeno 15 generazioni. Analizzare ogni generazione di virus mediante PCR per la presenza della sequenza VP2 e di analisi di immunofluorescenza indiretta (IFA) per VP2 espressione valutare la stabilità dei virus ricombinante.

Risultati

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La strategia utilizzata per la generazione del vaccino ricombinante HVT è descritto in Figura 1, che include come il plasmide di donatore è costruito (Figura 1A) e le procedure per generare il ricombinante HVT (Figura 1B ). Cinque a trenta piastre di GFP-positive circondate da placche di selvaggio-tipo possono essere osservate in gene bussare-in pozzi sotto il posttransfection d 3 microscopio di fluorescenza e - infezione. Il virus purificato ottenuto dopo la cernita di singola cellula (Figura 2A) è stato analizzato da 3' giunzione PCR, che mostra un prodotto PCR delle dimensioni previste (Figura 2A, pannello inferiore). Dopo l'asportazione del reporter GFP di Cre ricombinasi, oltre il 50% delle placche perso loro espressione di GFP. La placca purificata dopo l'asportazione di GFP (Figura 2B) ordinando cella singola è stato ulteriormente confermata da 5' giunzione PCR, che mostra il prodotto di PCR di giuste dimensioni (Figura 2B, pannello inferiore). La figura 3 Mostra i risultati del sequenziamento della entrambi giunzione prodotti di PCR con diversi elementi colorati. Nella Figura 4, l'espressione della proteina è stata confermata mediante IFA con anticorpo monoclonale specifico del VP2 e del siero anti-HVT pollo. Come previsto, le cellule infettate con il parental HVT possono solo essere macchiate dal siero anti-HVT (verde), mentre cellule ricombinanti HVT-infettati chiaramente ha mostrato l'espressione del gene VP2 (rosso).

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Figura 1: strategia per la generazione di un recombinant HVT-vectored vaccino. (A), questo pannello mostra una rappresentazione schematica della clonazione strategia per donatore costruzione del plasmide. Gli elementi chiavi includono due siti di destinazione Cas9 (sgA) per il rilascio di insert, una cassetta GFP reporter affiancato con sequenze LoxP per l'asportazione di GFP e la cassetta di espressione VP2. (B), questo pannello mostra una panoramica della strategia di un gene knock-in due fasi. Il frammento di inserto della GFP e le cassette di espressione VP2 è rilasciato tramite fenditura Cas9/sgA e inserito nel genoma HVT presso UL45/46 loci via NHEJ-CRISPR/Cas9. Il virus ricombinante GFP-positive è quindi ordinato e purificato dalla cella singola fluorescenza-attivato delle cellule ordinano (FACS). Successivamente, il gene reporter GFP è asportato da Cre ricombinasi e il virus ricombinante è purificato e caratterizzato. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

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Figura 2 : Verifica del ricombinante HVT. (A) questo pannello mostra una targa di GFP-positive (HVT-GFP-VP2) visualizzata sotto il microscopio a fluorescenza (pannello superiore) e la verifica di PCR di HVT-GFP-VP2 con primer VP2-F & UL46-R1 per la giunzione di 3'. (B) questo pannello mostra una targa (HVT-VP2) visualizzata dopo l'asportazione di GFP di HVT-GFP-VP2, usando la Cre ricombinasi e verifica di PCR di HVT-VP2 con gli iniettori UL45-F1 e VP2-R1 per la giunzione di 5'. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

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Figura 3 : Analisi del virus ricombinante HVT di sequenza. (A) le sequenze degli elementi chiave in diversi colori in questo pannello sono la regione intergenica HVT tra UL45/46 con la sequenza di destinazione gRNA sottolineata e una freccia che indica il luogo di fenditura Cas9, la cassetta di espressione VP2 con fine sequenze corsivo minuscolo, la sequenza di sg-A destinazione in rosso con la freccia che indica il luogo di fenditura Cas9, la sequenza del sito LoxP in verde e due sequenze di SfiI siti in blu. (B) questo pannello mostra i risultati del sequenziamento delle giunzioni 5' e 3' e una presentazione schematica di HVT-VP2 con elementi chiave con i corrispondenti colori presentati in sequenze. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

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Figura 4 : Caratterizzazione del ricombinante HVT-VP2. Questo pannello mostra la conferma della riuscita espressione di VP2 in CEFs infetti da analisi di immunofluorescenza indiretta (IFA) con l'anticorpo monoclonale anti-VP2 HH7 (rosso). HVT infezione è confermata dall'IFA con siero di pollame infetto HVT (verde). La barra della scala = 20 µm. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Discussione

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Il sistema CRISPR/Cas9 è diventato uno strumento prezioso nel gene di editing. Le tecnologie tradizionali per ricombinante sviluppo vettoriale HVT, come ricombinazione omologa13 e BAC mutagenesi tecnologia25, solitamente coinvolgono diversi giri di vettore di clonazione e selezione, nonché lo screening su larga scala, che può richiedere diversi mesi. Il protocollo descritto qui utilizzando una strategia di NHEJ-CRISPR/Cas9-base combinata con il sistema Cre-Lox e ordinamento cella singola è un approccio più conveniente, efficiente e veloce nella generazione di vaccino ricombinante. Utilizzando questa pipeline, il virus ricombinante può essere ottenuto all'interno di solo 1-2 settimane24e fasi di purificazione di placca possono anche essere ridotta ad una separazione con un unico arrotondamento mediante fluorescenza-attivato delle cellule ordinamento17. L'intero processo, dalla costruzione di design e donatore di gRNA per ottenere il virus HVT ricombinante purificato, può essere raggiunto entro 1 mese. I passaggi critici per la generazione di HVT ricombinante successo includono la selezione di gRNA ad alta efficienza per il targeting del genoma virale per assicurare efficiente fenditura per l'inserimento del gene estraneo, l'efficienza di trasfezione elevata per massimizzare le possibilità per Cas9 / gRNAs e il virus di incontrare nella stessa cella per la modifica e l'intervallo di 12 ore tra la transfezione dei plasmidi donatore e gRNA e l'infezione virale per consentire Cas9 e gRNA di esprimersi ad un livello ragionevole, prima che il virus entra nelle cellule.

La limitazione per la generazione di HVT ricombinante è che la complessità dell'identificazione di GFP-positive cloni di giunzione PCR. Le cassette di GFP-VP2 potrebbero essere inserite in un orientamento. La giunzione che PCR descritto qui è solo per l'identificazione dell'inserto con l'orientamento di senso. In caso di inserimento in orientamento antisenso, PCR utilizzando le coppie di primer descritte non funzionerebbe e i primer interni potrebbero essere scambiati per questo scopo. Un altro potenziale problema è che il costrutto di donatore può essere utilizzato solo per l'inserimento di un gene del virus stesso a causa dell'esistenza della sequenza LoxP rimanente dopo la rimozione di GFP dal trattamento Cre. Un nuovo costrutto di donatore con una variante LoxP sequenza potrebbe essere invece utilizzato per uno scopo di inserimento più.

Le due vie per riparare le rotture del doppio filamento (DSBs) create da Cas926,27NHEJ e HDR (omologia-regia di riparazione). NHEJ è più efficiente poiché si verifica durante il ciclo cellulare28, considerando che HDR è meno efficiente e si verifica solo durante fasi da S e G229,a6,30. Abbiamo sfruttato il più efficiente via di riparazione NHEJ qui per introdurre geni estranei nelle località di destinazione. Sebbene la NHEJ riparazione può introdurre indels unendo utilizzate o danneggiate estremità di DNA attraverso un processo meccanicistico flessibile di omologia-indipendente31,32 tra la sequenza di spaccati donatore e DNA genomico, il indels può avvenire solo presso i siti di fenditura di sgA e la cassetta di espressione genica stranieri non è interessata. Un altro vantaggio di questo approccio è che NHEJ è libera dalla restrizione della costruzione del braccio di omologia, facendo la clonazione passo molto semplice. Questo richiede un grande potenziale per l'applicazione di NHEJ per l'inserimento del gene estraneo. L'introduzione di un sito di destinazione universale gRNA sia termina del gene estraneo cassetta rende il processo più rapido come il modello di donatore potrebbe essere costruito immediatamente senza la necessità per la selezione di specifici gRNA. La spina dorsale del plasmide donatore contenente siti di destinazione di sgA, siti LoxP e PacI e SfiI siti possa anche essere condivisi ampiamente tra geni diversi reporter, cassette di espressione genica stranieri e vettori di virus diversi, dando a questo nuovo approccio il vantaggio di personalizzazione.

L'inserto che harboring HVT VP2 è stato usato per descrivere il protocollo in questo manoscritto; Tuttavia, lo stesso approccio consente di inserire più geni virali alle posizioni differenti genomiche del genoma HVT utilizzando il gRNA sequenza corrispondente desiderata per lo sviluppo di vaccini ricombinanti a HVT vectored multivalenti di targeting. Altri ceppi di vaccino MDV, ad esempio SB-1 e CVI988, altri herpesvirus aviaria, compreso il virus della laringotracheite infettiva e anatra enterite virus e anche altri virus a DNA aviaria, come pox virus e adenovirus, possono anche essere progettati utilizzando lo stesso approccio per lo sviluppo di vaccini ricombinanti multivalente. Lo sviluppo di nuovi vaccini polivalenti basato su vettori, utilizzando la piattaforma di sistema CRISPR/Cas9 descritta qui sarà molto utile per l'industria di pollame proteggere contro le malattie multiple di pollame.

Dichiarazioni

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Gli autori non hanno nulla a rivelare.

Ringraziamenti

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Gli autori ringraziano Pippa Hawes per aiutare con l'imaging confocale. Questo progetto è stato sostenuto dalla biotecnologia e Biological Sciences Research Council (BBSRC) concede BBS/E/I/00007034 e 1/L014262/BB.

Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Terreno M199, tecnologia Earle's SaltsLife 11150059terreno di coltura cellulare
Siero fetale bovinoSigmaF0926terreno di coltura cellulare
Penicillina e streptomicinaTecnologia Life15140148antibiotici
FungizoneSigma1397-89-3brodo antifunigal
di triptosio fosfatoSigmaTerrenodi coltura cellulare
Ceppo HVT Fc126Laboratorio di malattie aviarie e oncologia VirusHVT wildtype
pX459-v2AddgenePlasmide #62988Cas9 e vettore di espressione del gRNA
pGEM-T Easy Vector SystemspromegaA1360clonaggio vettoriale donatore
Efficienza di subclonaggio DH5α Cellule competentiInvitrogen18265-017trasformazione
PacINEBrR0547Sclonazione vettoriale donatrice
SfiINEBR0123Sclonazione vettoriale donatrice
T4 DNA LigasiNEBM0202Sclonazione
QIAprep Spin Miniprep KitQIAGEN27106estrazione plasmidi
TransIT-X2MirusMIR 6004trasfezione
Coltura cellulare Piastra a 6 pozzettiThermofisher140675coltura cellulare
GoTaq Master MixesPromegaM7123giunzione PCR amplificazione
Platino Pfx DNA polimerasiThermofisher11708021PCR amplificazione dell'inserto completo
Anticorpo IgY (H+L) di capra, Alexa Fluor 488InvitrogenA-11039colorazione a immunofluorescenza
Anticorpo IgG anti-topo di capra, Alexa Fluor 568InvitrogenA-11004colorazione a immunofluorescenza
Microscopio a scansione laser confocaleLeica Microsystems LeicaTCS SP5 LASAFimmunofluorescenza
FACS cell sorterBD biosciencesBD FACSSsortazionedi singole cellule
Paraformaldeide (4% in PBS)Santa cruz biotecnologiaSC-281692fissazione cellulare
Triton X-100GeneTexGTX30960permeabilizzazione
T8782

Riferimenti

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Witter, R. L., Solomon, J. J. Experimental infection of turkeys and chickens with a herpesvirus of turkeys (HVT). Avian Diseases. 16 (1), 34-44 (1972).
  2. Baigent, S. J., et al. Herpesvirus of turkey reconstituted from bacterial artificial chromosome clones induces protection against Marek's disease. Journal of General Virology. 87, Pt 4 769-776 (2006).
  3. Messerle, M., Crnkovic, I., Hammerschmidt, W., Ziegler, H., Koszinowski, U. H. Cloning and mutagenesis of a herpesvirus genome as an infectious bacterial artificial chromosome. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 94 (26), 14759-14763 (1997).
  4. Zhao, Y., Nair, V. Mutagenesis of the repeat regions of herpesviruses cloned as bacterial artificial chromosomes. Methods in Molecular Biology. 634, 53-74 (2010).
  5. Ma, Y., et al. Generating rats with conditional alleles using CRISPR/Cas9. Cell Research. 24 (1), 122-125 (2014).
  6. Mali, P., et al. RNA-guided human genome engineering via Cas9. Science. 339 (6121), 823-826 (2013).
  7. Niu, Y., et al. Generation of gene-modified cynomolgus monkey via. Cas9/RNA-mediated gene targeting in one-cell embryos. Cell. 156 (4), 836-843 (2014).
  8. Ran, F. A., et al. Double nicking by RNA-guided CRISPR Cas9 for enhanced genome editing specificity. Cell. 154 (6), 1380-1389 (2013).
  9. Yin, H., et al. Genome editing with Cas9 in adult mice corrects a disease mutation and phenotype. Nature Biotechnology. 32 (6), 551-553 (2014).
  10. Zhang, Y., et al. CRISPR/Cas9 mediated chicken Stra8 gene knockout and inhibition of male germ cell differentiation. PLoS One. 12 (2), 0172207(2017).
  11. Bi, Y., et al. High-efficiency targeted editing of large viral genomes by RNA-guided nucleases. PLoS Pathogens. 10 (5), 1004090(2014).
  12. Bierle, C. J., Anderholm, K. M., Wang, J. B., McVoy, M. A., Schleiss, M. R. Targeted mutagenesis of guinea pig cytomegalovirus using CRISPR/Cas9-mediated gene editing. Journal of Virology. 90 (15), 6989-6998 (2016).
  13. Suenaga, T., Kohyama, M., Hirayasu, K., Arase, H. Engineering large viral DNA genomes using the CRISPR-Cas9 system. Microbiology and Immunology. 58 (9), 513-522 (2014).
  14. Xu, A., et al. A simple and rapid approach to manipulate pseudorabies virus genome by CRISPR/Cas9 system. Biotechnology Letters. 37 (6), 1265-1272 (2015).
  15. Yuan, M., et al. Efficiently editing the vaccinia virus genome by using the CRISPR-Cas9 system. Journal of Virology. 89 (9), 5176-5179 (2015).
  16. Yuen, K. S., et al. CRISPR/Cas9-mediated genome editing of Epstein-Barr virus in human cells. Journal of General Virology. 96, Pt 3 626-636 (2015).
  17. Liang, X., et al. A CRISPR/Cas9 and Cre/Lox system-based express vaccine development strategy against re-emerging Pseudorabies virus. Scientific Reports. 6, 19176(2016).
  18. Zou, Z., et al. Construction of a highly efficient CRISPR/Cas9-mediated duck enteritis virus-based vaccine against H5N1 avian influenza virus and duck Tembusu virus infection. Scientific Reports. 7 (1), 1478(2017).
  19. Peng, Z., et al. Pseudorabies virus can escape from CRISPR-Cas9-mediated inhibition. Virus Research. 223, 197-205 (2016).
  20. Tang, Y. D., et al. Live attenuated pseudorabies virus developed using the CRISPR/Cas9 system. Virus Research. 225, 33-39 (2016).
  21. Yao, Y., Bassett, A., Nair, V. Targeted editing of avian herpesvirus vaccine vector using CRISPR/Cas9 nucleases. Journal of Vaccine and Technologies. 1, (2016).
  22. Tang, N., et al. A simple and rapid approach to develop recombinant avian herpesvirus vectored vaccines using CRISPR/Cas9 system. Vaccine. 36 (5), 716-722 (2018).
  23. He, X., et al. Knock-in of large reporter genes in human cells via. CRISPR/Cas9-induced homology-dependent and independent DNA repair. Nucleic Acids Research. 44 (9), 85(2016).
  24. Ran, F. A., et al. Genome engineering using the CRISPR-Cas9 system. Nature Protocols. 8 (11), 2281-2308 (2013).
  25. Petherbridge, L., et al. Cloning of Gallid herpesvirus 3 (Marek's disease virus serotype-2) genome as infectious bacterial artificial chromosomes for analysis of viral gene functions. Journal of Virological Methods. 158 (1-2), 11-17 (2009).
  26. Hsu, P. D., Lander, E. S., Zhang, F. Development and applications of CRISPR-Cas9 for genome engineering. Cell. 157 (6), 1262-1278 (2014).
  27. Sander, J. D., Joung, J. K. CRISPR-Cas systems for editing, regulating and targeting genomes. Nature Biotechnology. 32 (4), 347-355 (2014).
  28. Panier, S., Boulton, S. J. Double-strand break repair: 53BP1 comes into focus. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 15 (1), 7-18 (2014).
  29. Wang, H., et al. One-step generation of mice carrying mutations in multiple genes by CRISPR/Cas-mediated genome engineering. Cell. 153 (4), 910-918 (2013).
  30. Yang, H., et al. One-step generation of mice carrying reporter and conditional alleles by CRISPR/Cas-mediated genome engineering. Cell. 154 (6), 1370-1379 (2013).
  31. Jinek, M., et al. A programmable dual-RNA-guided DNA endonuclease in adaptive bacterial immunity. Science. 337 (6096), 816-821 (2012).
  32. Lieber, M. R. The mechanism of double-strand DNA break repair by the nonhomologous DNA end-joining pathway. Annual Review of Biochemistry. 79, 181-211 (2010).

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