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Neuroscience

Localisation du Locus Coeruleus dans le cerveau de souris

Published: March 7, 2019 doi: 10.3791/58652
Automatic Translation
1, 2, 3, 1, 1, 4, 1
1Department of Physiology, Johns Hopkins University, School of Medicine, 2Department of Neuroscience, Johns Hopkins University, 3Department of Molecular and Medical Genetics, OHSU, 4X-ray science division, Advanced Photon Source, Argonne National Laboratory

ERRATUM NOTICE

Summary

Le locus coeruleus est un petit amas de neurones impliqués dans divers processus physiologiques. Nous décrivons ici un protocole visant à préparer les sections de cerveau de souris pour l’étude des protéines et des métaux dans ce noyau.

Abstract

Le locus coeruleus (LC) est un centre majeur de norépinéphrine produisant des neurones qui modulent un certain nombre de fonctions physiologiques. Des anomalies structurelles ou fonctionnelles de LC impact de plusieurs régions du cerveau, y compris le cortex, hippocampe et le cervelet et peuvent contribuer à la dépression, le trouble bipolaire, l’anxiété, ainsi que la maladie de Parkinson et la maladie d’Alzheimer. Ces troubles sont souvent associés à déséquilibre métal, mais le rôle des métaux dans LC n'est que partiellement compris. Des études morphologiques et fonctionnelles de LC sont nécessaires pour mieux comprendre les pathologies humaines et la contribution des métaux. Les souris sont un modèle expérimental largement utilisé, mais la souris LC est petite (~0.3 mm de diamètre) et difficiles à identifier pour un non-spécialiste. Nous décrivons ici un protocole étape par étape l’immunohistochimie pour localiser la LC dans le cerveau de souris. Dopamine-β-hydroxylase (DBH) et, subsidiairement, tyrosine hydroxylase (TH), les deux enzymes fortement exprimées dans le LC, sont utilisés comme marqueurs immunohistochimiques dans des tranches de cerveau. Les sections adjacentes aux parties contenant les LC peuvent être utilisées pour une analyse ultérieure, y compris histologie pour études morphologiques, tests métaboliques, ainsi que l’imagerie metal par microscopie de fluorescence de rayons x (XFM).

Introduction

Le locus coeruleus (LC) est une région importante dans le tronc cérébral et un important site de production de noradrénaline (na)1. Le LC envoie des projections dans tout le cerveau2 vers le cortex, l’hippocampe et le cervelet3 et régule les processus physiologiques majeurs, y compris le rythme circadien4,5, attention et mémoire6, insister sur7, les processus cognitifs8et émotion9,10. Dysfonctionnement de LC a été impliqué dans les troubles neurologiques et neuropsychiatriques11, y compris Parkinson maladie12,13,14, de la maladie d’Alzheimer14, dépression15 ,16,17, trouble bipolaire18,19et anxiété20,21,22,23, 24. compte tenu de ces rôles, l’analyse de LC est essentiel à l’étude de sa fonction ou la dysfonction.

Souris sont largement utilisés pour l’étude des processus physiologiques et physiopathologiques. En raison de leur petite taille, la souris LC a un diamètre moyen de ~ 300 μm, menant à mal à trouver la structure. Au cours de la coupe de cerveau, la LC peut facilement manquer dans les sections sagittales ou coronales. Les études disponibles décrivant l’identification de LC chez les animaux n’offrent pas un protocole étape par étape que non-spécialiste peut suivre1,25. Ainsi, pour donner des orientations pour la localisation de la LC, les auteurs décrivent un protocole que nous avons développées pour localiser cette région dans le cerveau de souris pour plusieurs applications (Figure 1, Figure 2, , Figure 3). Le protocole s’applique soigneusement contrôlées cerveau sectionnement et immunohistochemical détection de DHP26,27, ou alternativement TH24, les deux enzymes hautement enrichis dans le LC28. Une fois que LC est situé par immunohistochimie, tranches de cerveau adjacent peuvent être utilisés pour poursuivre ses études, y compris des analyses morphologiques et métaboliques, ainsi que des études d’imagerie metal via x-Ray fluorescence microscopy (XFM)29. Nous décrivons XFM à titre d’exemple dans ce protocole (Figure 3).

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Protocol

Études des animaux a été approuvé par Johns Hopkins University animalier et le numéro de protocole d’utilisation (ACUC) M017M385.

1. cerveau tranchage

  1. Pour immobiliser, anesthésier les souris par l’application d’isoflurane 3 %.
    1. Imbibez un tampon d’ouate avec gouttes d’isoflurane et le placer dans un tube de microcentrifuge de 15 mL. Placer le nez de l’animal dans le tube et lui permettre d’inhaler l’isoflurane. Vérifiez la profondeur de l’anesthésie en l’absence de réponse à orteil-pincée.
  2. Placez l’animal sur le dos et immobiliser en épinglant les extrémités vers le bas avec une épingle de T tout en ayant accès à son abdomen.
  3. Couper l’animal avec des ciseaux chirurgicaux en faisant un snip de la peau abdominale et couper à travers la peau dans la région du thorax. Cerner la peau à l’aide de goupilles de T. Ensuite rompre la membrane péritonéale jusqu'à la cage thoracique. Exposer au cœur de fissuration de la cavité thoracique et le diaphragme de coupe.
  4. Couper l’oreillette droite pour permettre au sang de circuler hors de l’animal. Insérer une seringue de 10 mL avec une aiguille de calibre 25 dans le ventricule gauche et perfuse avec 10 mL d’une solution saline tamponnée au phosphate (PBS).
    NOTE : Cela permet à la solution de couler à travers la circulation systémique et sortie par l’intermédiaire de l’oreillette droite.
  5. Retirer la seringue de 10 mL et insérer une aiguille de calibre 25, attachée à la seringue de 60 mL. Perfuse par le ventricule gauche avec 50 mL de paraformaldéhyde à 4 % froid glace (PFA).
    1. Préparer la glace froide 4 % PFA solution par dilution 10 % solution PFA en H2O et le refroidissement de la solution finale de PFA de 4 % à 4 ° C.
  6. Isoler la tête de la souris et enlever le cerveau du crâne.
    1. Couper la peau du cou et couper vers le regard d’exposer le crâne. Fendre le crâne de la nuque vers le nez et ensuite sur un globe oculaire à l’autre. Peler le crâne dehors et d’accise tout le cerveau.
  7. Incuber le cerveau chez 4 % PFA pendant 24 h à 4 ° C.
  8. Transvaser le cerveau avec une pince dans un tube conique de 50 mL, rempli de 25 mL de solution de saccharose 30 %. Gardez-le à 4 ° C pendant 48 à 72 heures, jusqu'à ce que le cerveau coule au fond du tube.
  9. Couper le cerveau avec une trancheuse de cerveau de souris adultes coronale de matrice dans le mésencéphale (~ 3 mm postérieure de bregma). Garder la partie du cerveau contenant du tronc cérébral.
    Remarque : Cela se traduira dans deux sections de cerveau – contenant plus du cortex (partie antérieure de la coupe) et celui contenant le tronc cérébral/cervelet (partie postérieure de la coupe). Utilisez la section du tronc cérébral pour les étapes suivantes.
  10. Intégrer la section du tronc cérébral avec la surface de coupe placée sur le fond d’un moule encastrement, entouré par la température de coupe optimale composée (OCT) ; déplacer le cerveau intégré à un congélateur à-80 ° C et congeler pendant au moins 12 h – jusqu'à une utilisation ultérieure.
  11. Coupe au cryostat : place l’enrobage moule contenant le cerveau en OCT dans le cryostat ; Il incuber dans le cryostat pendant plusieurs heures régler la température du bloc cerveau à celui du cryostat.
  12. Décollez le moule encastrement pour exposer le bloc OCT contenant le cerveau.
  13. Utiliser des lames de rasoir pour enlever l’excès d’OCT de la surface du bloc sans toucher le cerveau.
  14. Montez le bloc OCT sur le mandrin du cryostat, exposer la surface coupée du cerveau vers l’avant.
  15. Ajuster la surface coupée du cerveau afin qu’il est orienté parallèlement à des lames de rasoir le cryostat.
  16. Taillez le cerveau dès la médulla, coupe 100 µm sections rostralement.
  17. Garniture rostralement jusqu'à ce que le cervelet et le tronc cérébral coupé comme une tranche continue. Commencer à percevoir des tranches à 50 µm d’épaisseur.
    Remarque : Comme un galons rostralement du bulbe rachidien, le tronc cérébral et du cervelet coupera en deux sections distinctes. Dans les sections rostrales, le tronc cérébral et du cervelet fusionnera finalement au niveau du 4ème ventricule. Une fois les bords latéraux du 4ème ventricule sont bien formés, puis le cervelet et le tronc cérébral vont sortir comme une tranche continue.
    1. Recueillir les tranche de cerveau OCT-encerclé avec une pince et placez-le dans un puits d’une plaque de 24 puits rempli de PBS (Figure 2 a). Le LC sera plus importante lorsque le cervelet et le colliculus inférieur se rencontrer à ~-5.52 mm postérieure de bregma (Figure 1 b).
      Remarque : La partie la plus antérieure de LC disparaît une fois que le cervelet a été entièrement sectionné et entoure n’est plus le colliculus inférieur à ~-5.34 mm postérieure de bregma (Figure 1C).

2. immunohistochimie pour la Dopamine β-Hydroxylase ou de la Tyrosine Hydroxylase (Figure 2)

  1. Jour 1
    1. Laver les tranches sélectionnés trois fois pendant 5 min dans du PBS.
    2. Permeabilize pendant 24 h à 0,5 % de solution saline tamponnée au phosphate avec un détergent (PBSD) à 4 ° C.
      1. Diluer 125 µL de détergent dans 25 mL de PBS.
  2. Jour 2
    1. Laver les tranches trois fois pendant 5 min dans 0,5 % PBSD.
    2. Ajoutez l’anticorps primaire, les anti-DHP ou les anti-TH pendant 18 heures à une dilution de 1/500 à 0,5 % PBSD à 4 ° C.
  3. Jour 3
    1. Laver les tranches trois fois pendant 10 min dans 0,5 % PBSD.
    2. Ajouter l’anticorps secondaire souhaitée (488 âne anti-lapin pour fluorescence verte) à une dilution de 1/1000 chez 0,5 % PBSD pendant 16 h.
    3. Enrouler la plaque 24 puits en aluminium et place à 4 ° C.
    4. Laver les tranches trois fois pendant 5 min dans 0,5 % PBSD.
    5. Laver pendant 5 min dans du PBS.
    6. Transfert en tranches avec une brosse de crayon dans un récipient d’eau.
    7. Monter les tranches flottant dans l’eau sur les diapositives chargées.
    8. Lamelle couvre-objet sections avec supports de montage fixe (sans DAPI).
    9. Sécher les sections cerveau monté pendant 30 min à température ambiante.
    10. Tranches de cerveau d’image à un microscope confocal ou fluorescent avec paramètres pour détecter le signal de longueur d’onde de fluorophore anticorps secondaire approprié.
    11. Régler le microscope pour le plan focal de la tranche de cerveau et prendre une seule image à un grossissement de 10 X.
    12. Pour localiser une région LC possible dans la tranche de cerveau, utiliser le ventriculeth 4 d’orientation ; le cervelet est situé au-dessus du ventricule, pons et du tronc cérébral sont trouvent au-dessous de30.
    13. Pour localiser le code du travail, se concentrer sur les bords latéraux du 4ème ventricule ; la LC est originaire des bords de la 4ème ventricule et des points pour la protubérance / région du tronc cérébral (Figure 2 b, 2C).
    14. Suite à l’imagerie et la localisation de la LC dans certaines tranches de cerveau, stocker les diapositives contenant des tranches de cerveau à 4 ° C.

3. détection du code du travail dans des tranches de cerveau

  1. Pour localiser la section du cerveau contenant le LC, tranchez le cerveau de souris comme décrit ci-dessus et collecter des sections dans du PBS remplie 24 cupules, comme illustré à la Figure 2 a.
    1. Placer une partie de cerveau / puits afin de permettre la localisation correcte du code du travail.
  2. Recueillir un total de 48 tranches de cerveau qui sera immunocolorées par le cerveau.
    Remarque : Tous les puits des deux plats illustrés à la Figure 2 a contient des tranches de cerveau d’un animal.
  3. Réagissent chaque tranche de la troisième à la cinquième pour DHP, ou TH. Effectuer de préférence, immunohistochimie de ces tranches de cerveau qui sont adjacents à ceux qui sont analysés plus (par microscopie de fluorescence de rayons x, XFM).
    Remarque : Cette procédure permet la localisation exacte du code du travail dans les tranches de dosage final (Figure 2 a; étiquetés avec des nombres entre les puits).
  4. Ajuster le nombre de tranches de cerveau qui sont immunocolorées selon l’application, par exemple, si elles exigent l’emplacement exact du centre et du bord de la LC, ou juste une approximation.
  5. La suite de l’immunohistochimie, détecter des tranches de cerveau contenant LC via un modèle caractéristique d’expression sur les deux côtés du 4ème ventricule (Figure 2 b, 2C). Grossissement du signal DHP dans le LC des tranches de cerveau consécutives est illustré à la Figure 2d, 2e; l’image agrandie du code du travail qui est taché pour TH est illustré en Figure 2f.
  6. Utilisez les sections adjacentes à ces LC contenant pour poursuivre ses études - dans ce cas pour XFM pour quantifier les concentrations de métaux (Figure 3).
  7. Pour exécuter XFM, recueillir des tranches de cerveau coronale mince 10-30 µm (selon la configuration) sur mince film polymère avec laquelle ils peuvent être montés sur des supports de l’échantillon et imagés au synchrotron.
  8. Coupes de cerveau de magasin qui sont préparés sur mince film polymère pour XFM à température ambiante et exécuter XFM.

4. métal imagerie dans la LC via XFM

  1. Tranchez le cerveau de souris exemple tel que décrit ci-dessus, déterminer les LC et mesurer les concentrations de métaux par l’intermédiaire de XFM de ces tranches de cerveau contenant la LC.
  2. Image élémentaires distributions sur beamline 2-ID-E à l’Advanced Photon Source (Argonne National Laboratory, Argonne IL).
  3. Enregistrer les données « à la volée » comme décrit plus haut31.
  4. Déterminer les concentrations élémentaires dans des tranches de cerveau contenant la LC en utilisant le programme cartes32,33.

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Representative Results

Changements dans l’homéostasie du métal (par exemple, Cu, Fe, Zn et Mn) sont souvent observés dans les troubles neurologiques, y compris les changements dans la LC34,35. Ainsi, la détermination des concentrations de métaux dans le cerveau est nécessaire pour la compréhension des mécanismes de la maladie. Les sections de cerveau générées à l’aide du protocole décrit peuvent être utilisées pour quantifier les concentrations de Cu et d’autres métaux dans la LC et les comparer aux niveaux dans les régions à l’extérieur de la LC. (Figure 3). Dans notre exemple, la tranche de cerveau qui a été coupée par le biais de la LC, le phosphate, le potassium, le chlorure et le cuivre a été mesurée. Cuivre seul était particulièrement élevée dans le LC. Imagerie de XFM résolution plus élevée (non illustrée ici) peut également être effectuée pour la détection de distribution subcellulaire des concentrations de métaux. D’autres applications possibles du présent protocole sont la détection de l’abondance et la distribution intracellulaire de DHP (Figure 2 b2d, 2e), TH (Figure 2C, 2f) et autres protéines exprimées dans la LC individuellement ou dans le essais de coloration co, études de morphologie de la LC et de la densité neuronale.

Figure 1
Figure 1 : localisation de LC dans le tronc cérébral souris. (a) schéma montrant la région du tronc cérébral qui va être sectionné pour localiser la LC. (b), basé sur le cerveau Paxinos et Franklin atlas30, LC sera plus importante lorsque le colliculus inférieur et le cervelet rencontrer (mm-5,520 postérieure de bregma). L’image de gauche montre une coupe coronale coupée par le biais de la LC, tandis que l’image de droite montre la localisation des LC sur les bords latéraux du 4ème ventricule par coloration de Nissl. partie (c) la partie la plus antérieure de LC disparaît une fois que le cervelet a été entièrement sectionné et entoure n’est plus le colliculus inférieur (mm-5,340 postérieure de bregma). Nissl coloration sur l’image de droite montre que LC est seulement marginalement présent dans cette tranche coronale. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Figure 2
Figure 2 : détection de LC par immunomarquage cerveau tranches pour DHP ou TH. (un) un seul cerveau a été sectionné en 50 μm tranches autour du tronc cérébral et recueilli dans deux 24 cupules. Chaque 5ème au 8ème tranche de cerveau recueillies a été monté sur lamelle film couvert d’imagerie via XFM. Ces tranches sont étiquetés avec des nombres bleus entre les puits. Les tranches adjacentes flottant dans du PBS ont été immunomarquées pour le DHP détecter les LC (étiqueté avec la croix rouge sur wells). Cercles verts indiquent positif de tranches pour signal DHP et par conséquent contenant LC. (b) une tranche de cerveau coronale contenant LC a été immunomarquées avec le DHP et imagé sur un microscope confocal. L’image montre le signal fort dans la LC (en vert). (c) un coronale tranche contenant LC a été immunomarquées pour la tyrosine hydroxylase (TH) et imagé sur un microscope à fluorescence. Image montre un signal fort pour LC gauche et droite. (d) tranches ont été immunomarquées pour le DHP et tranches 7 (à gauche) et 9 (à droite) renferme la LC. Sections adjacentes ont été sélectionnées pour l’analyse XFM. (e), à la tranche 10 a également montré LC. Dans cette section, le LC gauche a été coupé par l’intermédiaire de son centre, tandis que la droite LC, est capturée à son extrémité antérieure. (f), une section contenant LC a été immunomarquées pour TH et imagé sur un microscope confocal. Image montre TH exprimant des neurones dans la LC en vert. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Figure 3
Figure 3 : imagerie de métal niveaux dans le LC. Le cerveau de souris mâles âgés de 12 semaines avec un masquage de ATP7B Cu que le transporteur a été isolé et préparé comme indiqué dans le présent protocole. Non teinté tranches adjacentes aux parties contenant les LC ont été prises et metal concentrations ont été mesurées par l’intermédiaire de XFM. Cu niveaux augmentaient plus précisément dans la LC (étiqueté avec flèches jaunes) par rapport à la région environnante du cerveau, tandis que d’autres éléments (P, K et Cl) n’avaient pas changés. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

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Discussion

Orienter correctement le spécimen est une étape cruciale dans le présent protocole. Parce que nous utilisons des caractéristiques anatomiques de la surface dorsale du cerveau pour localiser LC (frontière entre le cervelet et le colliculus inférieur), il est important que les sections aligner correctement. Cela nécessite des soins pour fixer correctement le cerveau dans la matrice de trancheuse de cerveau de souris. Nous recommandons de couper ~ 500 μm tissu plus antérieur et postérieur à LC pour éviter le manque du noyau. L’erreur la plus courante consiste à couper des sections trop peu qui se traduit par le manque de la LC entièrement. Ainsi, pour sa première fois suite à ce protocole, nous recommandons de couper plus de sections que nécessaire. Une étude attentive des images cérébrales atlas avant la coloration est très utile. L’apparence du tronc cérébral change sensiblement chaque microns quelques centaines et, avec une certaine expérience, il est possible de savoir quelles sections sont d’une valeur de coloration simplement par l’aspect macroscopique.

Au cours du processus de localisation de la LC, il pourrait y avoir des variations du signal selon la façon dont le cerveau était orienté au cours de la section. Lorsque vous coupez à travers le centre du code du travail, le signal est lumineux et couvre une zone plus vaste par rapport au bord de la LC, qui apparaîtra comme un signal sur une zone beaucoup plus petite. Dans le cas que les tranches coronales sont légèrement incliné, le LC d’un côté du 4ème ventricule est peut-être évident et celui de l’autre côté pourrait être visible dans une diapositive adjacente. Ainsi, on ne peut pas toujours s’attendre à l’apparition des deux régions de LC à intensité maximale au sein de la tranche d’un cerveau. Cet artefact peut être évité en coupant le cerveau exactement coronale dans la matrice de trancheuse de cerveau de souris et en incorporant soigneusement le cerveau dans le moule encastrement cubique avec OCT.

Immunomarquage, au moins avec l’anticorps anti-tyrosine hydroxylase, est extrêmement tolérante et, dans notre expérience, fonctionne sur les articles jusqu'à 100 μm d’épaisseur. Nous avons trouvé que la solution de blocage n’est pas nécessaire pour la coloration de signal-bruit élevé de LC, réduisant les coûts et en réduisant la quantité de temps nécessaire pour localiser les LC. Dans notre expérience, le protocole de coloration peut être accéléré – quoique avec réduit de qualité et une pénétrance de coloration – en réduisant la perméabilisation à 2 h, anticorps primaire pendant 8 h et un anticorps secondaire pendant 2 h. de plus, si l'on est simplement intéressé par la localisation (LC par exemple, pour la validation de l’injection d’un virus/traceur), sections de l’encéphale fixe peuvent être coupées avec une vibratome à 100 μm épaisseur.

Une des limites du présent protocole sont, par sa conception, requiere euthanasier l’animal et en enlevant le cerveau. Par conséquent, il n’est pas utile pour la localisation in vivo (p. ex., enregistrements électrophysiologiques). Une autre limitation est que ce protocole requiert la fixation PFA qui seraient susceptibles de modifier l’état natif du tissu. Ces modifications comprennent la teneur en éléments tels que cuivre, calcium, fer et zinc36. L’altération réelle de distribution métallique causée par la fixation de l’IFP peut être testée dans un échantillon, qui peut être exécuté en parallèle à un échantillon non fixée. Une comparaison de la distribution de métaux entre ces deux échantillons pourra fournir des preuves sur l’effet de la fixation de la PFA sur la répartition du métal qui présente un intérêt dans une étude de certain. Si la fixation de PFA doit être évitée, le principe général de ce protocole (localisation LC par immunomarquage et à l’aide de sections adjacentes pour expériences de suivi) peut être étendu à des coupes congelées sans fixation.

Notons que ce protocole est en grande partie un raffinement des méthodes existantes pour résoudre ce problème. La nouveauté existe dans l’adaptation des approches antérieures pour localiser un noyau très petit, facilement manqué. Nous espérons que ce protocole peut être facilement modifié et étendu selon besoin (par exemple, à l’aide des animaux transgéniques exprimant des fluorophores dans LC afin d’éviter l’immunomarquage).

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Disclosures

Aucun.

Acknowledgments

Nous remercions Abigael Muchenditsi pour l’entretien de la colonie de souris. Utilisation de l’Advanced Photon Source Argonne National Laboratory a été appuyée par le U.S. Department of Energy, Office of Science, Office d’énergie Sciences fondamentales, sous le numéro de contrat : AC02-DE-06CH11357. Nous remercions Olga Antipova et Dr Stefan Vogt pour assistance à l’utilisateur et l’aide à l’Advanced Photon Source. Ce travail a été financé par le National Institute of Health grant 2R01GM101502 de SL.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Adult mouse brain slicer matrix Zivic Instruments BSMAS001-1
Anti-rabbit secondary antibody, Alexa Fluor 488 (source - donkey) Thermo Fisher Scientific A-21206
Charged glass slides Genesee 29-107
Confocal microscope Zeiss LSM 800
Cryostat Microm GmbH HM 505E
Cryostat cutting blades Thermo Fisher Scientific MX35
Scissors Mini, 9.5cm Antech Diagnostcs 503241
DAPI (4',6-diamidino-2-phenylindole) Sigma-Aldrich D9542-10MG
Dopamine β-hydroxylase (DBH) antibody - inhouse production (source - rabbit) B. Eipper -
Dopamine β-hydroxylase (DBH) antibody - commercially availabe (source - rabbit) Cell Signaling 8586
Falcon tubes, 50ml USA Scientific 339652
Forane (isofluorane) Baxter NDC 1019-360-60
Forceps Micro Adson Antech Diagnostcs 501245
Hardset mounting media EM sciences 17984-24
Microscope Pascal LSM 5
Multi-well plates, 24 wells Thermo Fisher Scientific 930186
Optimal cutting temperature compound (OCT) VWR/ tissue tech 102094-106
Paraformaldehyde (PFA)/ formalin 10% Fisher Scientific SF98-4
Peel-A-Way disposable embedding molds Polysciences Inc. 18646A
Pencil brush
Phosphate buffered saline (PBS) Life Tech 14190250
Razor blades Amazon ASIN: B000CMFJZ2
Spatulas Antech Diagnostcs 14374
T pins Office Depot 344615
The Mouse Brain in Stereotaxic Coordinates, Paxinos and Franklin, 3rd Edition Amazon ISBN: 978-0123694607
Triton-X 100 (to prepare PBSD) Sigma-Aldrich T8787
Tween 20 Sigma-Aldrich P7949-500ml
Tyrosine hydroxylase (TH) antibody (source - rabbit) EMD Millipore AB152
Ultralene thin film for XRF SPEX Sample Prep 3525
Wide-field fluorescent microscope Zeiss Axio Zoom.V16

DOWNLOAD MATERIALS LIST

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Neurosciences numéro 145 cerveau locus coeruleus métaux immunohistochimie microscopie de fluorescence de rayons x la norépinéphrine cuivre DHP TH ATP7A ATP7B

Erratum

Formal Correction: Erratum: Localization of the Locus Coeruleus in the Mouse Brain
Posted by JoVE Editors on 04/08/2019. Citeable Link.

An erratum was issued for: Localization of the Locus Coeruleus in the Mouse Brain.  An author affiliation was updated.

The affiliation for Evan Maxey was updated from:

Department of Neuroscience, Johns Hopkins University

to:

X-ray science division, Advanced Photon Source, Argonne National Laboratory

Localisation du Locus Coeruleus dans le cerveau de souris
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Schmidt, K., Bari, B., Ralle, M.,… More

Schmidt, K., Bari, B., Ralle, M., Washington-Hughes, C., Muchenditsi, A., Maxey, E., Lutsenko, S. Localization of the Locus Coeruleus in the Mouse Brain. J. Vis. Exp. (145), e58652, doi:10.3791/58652 (2019).

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