Summary
Este protocolo descreve uma abordagem reprodutível para a cirurgia do nervo facial no modelo de rato, incluindo descrições de vários padrões induziveis de lesão.
Abstract
Este protocolo descreve métodos consistentes e reprodutíveis para estudar a regeneração e inibição axonal em um modelo de lesão do nervo facial de rato. O nervo facial pode ser manipulado ao longo de toda a sua extensão, desde seu segmento intracraniano até seu curso extratemporal. Existem três tipos primários de lesão nervosa utilizados para o estudo experimental de propriedades regenerativas: esmagamento nervoso, transsecção e abertura nervosa. A gama de possíveis intervenções é vasta, incluindo manipulação cirúrgica do nervo, parto de reagentes neuroativos ou células, e manipulações centrais ou de órgãos finais. As vantagens deste modelo para estudar a regeneração nervosa incluem simplicidade, reprodutibilidade, consistência entre espécies, taxas de sobrevivência confiáveis do rato e um tamanho anatômico aumentado em relação aos modelos murina. Suas limitações envolvem uma manipulação genética mais limitada versus o modelo do rato e a capacidade regenerativa superlativa do rato, de modo que o cientista do nervo facial deve avaliar cuidadosamente os pontos de tempo para recuperação e se traduzir resultados para animais superiores e estudos humanos. O modelo de rato para lesão do nervo facial permite parâmetros funcionais, eletrofisiológicos e histomorfométricos para a interpretação e comparação da regeneração nervosa. Assim, possui um enorme potencial para promover a compreensão e o tratamento das consequências devastadoras da lesão do nervo facial em pacientes humanos.
Introduction
A lesão do nervo craniano na região da cabeça e do pescoço pode ser secundária às etiologias congênitas, infecciosas, idiopáticas, iatrogênicas, traumáticas, neurológicas, oncológicas ou sistêmicas1. O nervo craniano VII, ou nervo facial, é comumente afetado. A incidência de disfunção do nervo facial pode ser significativa, pois afeta de 20 a 30 por 100.000 pessoas a cada ano2. Os principais ramos motores do nervo facial são os ramos temporal, zigomático, bucal, mandibular marginal e cervical; dependendo do ramo envolvido, as consequências podem incluir incompetência oral ou baba, secura da córnea, obstrução do campo visual secundária à ptose, disartria ou assimetria facial2,3. A morbidade a longo prazo inclui o fenômeno da sincinese, ou movimento involuntário de um grupo muscular facial, com tentativa de contração voluntária de um grupo muscular facial distinto. A sincinese ocular-oral é a mais comum da regeneração aberrante como sequela da lesão do nervo facial e causa comprometimento funcional, constrangimento, diminuição da autoestima e má qualidade de vida3. A lesão aos ramos individuais dita as funções que estão seletivamente comprometidas.
O tratamento clínico da lesão do nervo facial não é bem padronizado e está precisando de mais pesquisas para melhorar os resultados. Esteróides podem aliviar o inchaço agudo do nervo facial, enquanto o Botox é útil para os movimentos sincinéticos temporizados; mas, as principais opções reconstrutivas no armamentário do praticante envolvem intervenção cirúrgica através de reparação nervosa, substituição ou reanimação3,4,5,6. Dependendo do tipo de lesão do nervo facial sustentada, o cirurgião do nervo facial pode utilizar uma série de opções. Para uma transsecção simples, a reanastomose nervosa é útil, enquanto o reparo do cabo-enxerto é mais adequado para um defeito nervoso; para uma restauração da função, o cirurgião pode escolher procedimentos de reanimação facial estática ou dinâmica. Em muitos casos de lesão do nervo facial e posterior reparação, mesmo nas mãos de cirurgiões nervosos faciais experientes, o melhor resultado ainda resulta em assimetria facial persistente e comprometimento funcional7.
Esses resultados subótimos estimularam extensas pesquisas sobre a regeneração do nervo facial. Amplos tópicos de interesse incluem aperfeiçoar e inovar técnicas de reparação nervosa, determinar o efeito de vários fatores de regeneração nervosa e avaliar o potencial de inibidores neurais específicos para ajudar a combater o resultado a longo prazo da sincinese8,9,10,11. Embora os modelos in vitro possam ser usados para avaliar algumas características de fatores pró-crescimento ou inibidores, a verdadeira pesquisa translacional sobre este assunto é melhor realizada através de modelos animais traduzíveis.
A decisão de qual modelo animal utilizar pode ser desafiadora, pois os pesquisadores utilizaram tanto animais de grande porte, como ovinos e modelos de pequenos animais, como camundongos12,13. Embora modelos de animais de grande porte ofereçam visualização anatômica ideal, seu uso requer equipamentos especializados e pessoal não disponível facilmente ou facilmente. Além disso, impulsionar um estudo para demonstrar efeito pode ser altamente proibitivo de custos e potencialmente não dentro do escopo viável de muitos centros científicos. Assim, o modelo animal pequeno é mais utilizado. O modelo do camundongo pode ser utilizado para avaliar uma série de desfechos relacionados à cirurgia do nervo facial; no entanto, o comprimento limitado do nervo pode restringir a capacidade do cientista de modelar certos padrões, como lesões de grande lacuna14.
Assim, o protótipo de murina de rato emergiu como o modelo workhorse através do qual o cientista pode realizar procedimentos cirúrgicos inovadores ou utilizar fatores inibidores ou pró-crescimento e avaliar o efeito em uma ampla gama de parâmetros de desfecho. A anatomia do nervo facial do rato é previsível e facilmente abordada de forma reprodutível. Sua escala maior, em comparação com o modelo do mouse, permite a modelagem de uma ampla gama de defeitos cirúrgicos, variando de transsecção simples a lacunas de 5 mm15,16. Isso permite ainda a aplicação de intervenções complexas no local do defeito, incluindo a colocação tópica do fator, injeções intraneurais do fator e a colocação de isoenxertos ou pontes17,18,19,20,21,22,23.
A natureza dócil do rato, sua anatomia confiável e sua propensão à regeneração nervosa eficaz permitem a coleta de muitas medidas de desfecho em resposta aos padrões cirúrgicos acima mencionados da lesão24. Através do modelo de rato, o cientista do nervo facial é capaz de avaliar respostas eletrofisiológicas a lesões, desfechos histológicos nervosos e musculares através da imunohistoquímica, desfechos funcionais através do movimento de rastreamento da almofada vibrissal e avaliação do fechamento dos olhos, e alterações micro e macroscópicas por meio de microscopia fluorescente ou confocal, entre outras11,22,23,25,26,27,28,29. Assim, o protocolo a seguir irá delinear uma abordagem cirúrgica para o nervo facial do rato e os padrões de lesão que podem ser induzidos.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Todas as intervenções foram realizadas de acordo com as diretrizes dos Institutos Nacionais de Saúde (NIH). O protocolo experimental foi aprovado pelo Comitê de Cuidados e Uso de Animais Institucionais (IACUC) da Universidade de Michigan antes da implementação. Foram utilizados ratos sprague-dawley adultos de dez semanas de idade.
1. Antes do dia da operação
- Garanta um estoque adequado de instrumentos cirúrgicos esterilizados, medicamentos analgésicos, medicamentos anestésicos e oxigênio antes do dia de operação. Consulte Tabela de Materiais para obter uma lista completa.
2. Configuração pré-operatória
- Garantir um espaço de trabalho adequado, incluindo espaço para pelo menos dois indivíduos (o cirurgião e um assistente).
NOTA: Há necessidade de uma mesa de operação dedicada, espaço para a configuração da máquina de anestesia e espaço de armazenamento adequado para suprimentos esterilizados e de backup. - Calibrar um microscópio operacional para uso durante os procedimentos. Certifique-se de que o cirurgião tem a capacidade de ajustar as alças do microscópio e os botões de zoom/foco colocando uma tampa esterilizada sobre as alças/botões
NOTA: Utilizamos papel alumínio esterilizado sobre as alças/botões.
3. Anestesia e preparação
- Coloque o animal na câmara de anestesia e induza anestesia geral através de 1,8% de isoflurano e 0,9 L/min de oxigênio.
- Confirme um plano adequado de anestesia através de uma avaliação da respiração espontânea e uma avaliação da consciência, avaliando a resposta da careta do animal a uma pitada do dedo do dedo.
- Aplique lubrificante ocular bilateralmente para se proteger contra irritação ou ressecação da córnea.
- Raspe o local operacional com uma navalha ou cortador automático.
- Estabeleça um método para identificação de ratos neste momento, seja através de uma etiqueta de ouvido ou etiqueta/marcação de cauda.
- Administrar uma injeção subcutânea de 0,05 mg/kg de buprenorfina ao longo das costas do animal para profilaxia contra dor pós-operatória.
4. Abordagem cirúrgica e padrões de lesões
- Transfira o animal para a mesa de operação e continue o fluxo de gás através de um nariz. Certifique-se de que uma almofada de aquecimento esteja posicionada sob o animal e o campo estéril para manter a temperatura corporal.
- Coloque a gaze esterilizada (enrolada e presa com fita) para usar como rolo de pescoço para o rato; isso proporcionará uma exposição aprimorada do campo cirúrgico. Observe que o posicionamento adequado do animal é primordial para a identificação e dissecção eficiente dos nervos.
- Prepare a pele facial do animal para o procedimento. Use cloroxidina ou uma solução à base de iodo para esfregar o local cirúrgico 3x, alternando com 70% de etanol, para garantir a desinfecção.
- Planeje e marque a incisão cirúrgica se desejar. Manipule o ouvido ipsilateral em uma direção anterior-posterior para determinar a dobra natural da pele pós-auricular.
- Forme uma incisão de 4-5 mm no vinco pós-auricular usando uma tesoura de íris afiada ou uma lâmina número 15. Isso pode ser expandido posteriormente no procedimento, conforme necessário.
- Dissecar sem rodeios através da fáscia subcutânea imediata e colocar um retrátil micro-Weitlaner para aumentar a exposição. Note que pode haver vasos sanguíneos de pequeno calibre nesta área; estes são melhor evitados retraindo-se superior ou inferiormente através do retrátil Weitlaner.
- Identifique o músculo dizstrico anterior enquanto ele viaja em uma direção inferior-superior em direção à sua inserção ao longo da base do crânio.
- Espalhe suavemente através da barriga muscular ao longo de seu ponto de inserção para revelar o tendão da barriga anterior. Note que o tendão aparece como um processo branco filmado emanando do músculo com uma inserção sólida na base do crânio.
- Após a identificação do músculo póstrico anterior e seu tendão, ajuste o retrátil Weitlaner para retrair ainda mais a barriga muscular. Note-se que a região posteriormente exposta é o espaço tridimensional onde está o tronco principal do nervo facial.
NOTA: Esta região é limitada superior mente e medialmente pela base do crânio, lateralmente pelo músculo dizstrico anterior, posteromedialmente pelo canal auditivo, e inferiormente pelas estruturas do pescoço, incluindo a artéria temporal superficial. - Após a exposição adequada, identifique o tronco principal do nervo facial à medida que viaja inferiormente por baixo do tendão do músculo digastric, onde ele sai do forame estilomastóide da base do crânio. Note que o nervo aparece como um cordão branco perolado, envolto na fáscia parótida-massetérica do animal. Pratique cautela ao expor ainda mais o nervo, pelas seguintes razões.
- Evite dissecção agressiva, ou spreads perpendiculares, para se proteger contra lesões neuropraxia mediadas por estiramento.
- Evite dissecção agressiva posterior e medialmente direcionada para se proteger contra violar os tecidos finos sobrepostos ao canal auditivo, pois isso poderia introduzir a flora do ouvido médio no campo cirúrgico.
- Evite danificar a artéria temporal superficial através de uma dissecção ampla mediana e inferiormente dirigida. Note que uma lesão será identificada por sangramento pulsante.
- Se a artéria estiver ferida, aplique pressão imediata com um aplicador de ponta de algodão ou gaze estéril através de fórceps. Agentes hemostáticos ou selante de fibrina líquida podem ser colocados nas proximidades. Tenha em mente que o animal pode exigir uma injeção subcutânea de 0,9% de solução salina estéril para estabilização de fluidos.
- Rastreie o tronco principal distalmente dissecando ao longo do nervo em uma direção inferior, distalmente a partir da saída do forame estilmastóide.
- Estender a incisão original para permitir uma exposição completa do nervo e seus ramos. Tome cuidado para evitar uma ruptura da glândula parótida, pois isso pode resultar em sialocele pós-operatória.
- Induzir os padrões de lesão desejados da seguinte forma.
- Para uma lesão de esmagamento, use fórceps de joalheria de superfície lisa para agarrar firmemente o nervo e comprimi-lo9. Aplique pressão constante e reprodutível no nervo por um período de 30 s para garantir uma lesão de esmagamento adequada.
- Para uma simples transsecção, segure a fáscia sobreposta ao nervo, ou o epineúrio imediato, com fórceps de dentes finos, e use microtesouras afiadas para transcicar o nervo de forma limpa no ponto desejado com um único corte. Tome cuidado para evitar o excesso de tração no nervo com os fórceps.
- Para um modelo de lacuna nervosa, crie a lacuna nervosa desejada usando um método semelhante à lesão de transsecção simples. Use o eixo esterilizado de um aplicador com ponta de algodão para o comprimento do espaço nervoso desejado intraoperatório para garantir a similaridade do padrão de lesão entre os animais.
5. Fechamento da ferida
- Irrigar a ferida com soro retumae e secá-la com gaze estéril.
- Aproxime as bordas da pele de forma simples e subcuticular com suturas absorvíveis, ou use cola de pele ou clipes de ferida, que também são aceitáveis para o fechamento da ferida. Coloque um ponto enterrado tomando uma mordida profunda para superficial de uma borda da pele e, em seguida, uma subsequente mordida superficial-profunda da borda da pele oposta.
6. Recuperação pós-operatória
- Administrar uma injeção subcutânea de analgésico anti-inflamatório não esteróide (como 0,05 mg/kg de buprenorfina e 0,5 mg /kg de Carprofinen) para o controle da dor pós-operatória. Coloque a injeção nas costas do animal.
- Cesse a administração do agente anestésico e permita que o animal inale oxigênio por mais 1 min.
- Coloque o animal em um aquecedor (através de uma lâmpada de calor), gaiola asséptica desprovida de material de cama para evitar a ingestão acidental. Observe que o animal normalmente demonstrará sinais de recuperação dentro de 1-2 min e pode parecer desorientado, com uma recuperação retardada da função da perna traseira.
- Devolva os animais para suas gaiolas na unidade habitacional adequada e administre analgésicos pós-operatórios no dia pós-operatório #1 para garantir a profilaxia contínua contra a dor.
- Monitore os animais 2x por dia para avaliar se há sinais de desnutrição, irritação corneana ou infecção no local cirúrgico, e mantenha registros cirúrgicos apropriados.
- Administre 0,9% de soro fisiológico estéril de forma subcutânea se houver perda significativa de peso.
- Aplique a pomada lubrificante ocular diariamente até que o reflexo de piscar do animal seja restabelecido.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Após o procedimento cirúrgico inicial, existem dois tipos principais de medidas de desfecho: medidas seriais no animal vivo e medidas que requerem sacrifício do animal. Exemplos de medidas seriais incluem ensaios eletrofisiológicos, como uma medição potencial de ação muscular composta30, avaliações do movimento muscular facial através de laser assistido ou videografia significa9, ou mesmo imagens ao vivo repetitivas de recrescimento do nervo facial em animais transgênicos fluorescentes31,32. A Figura 1 ilustra imagens ao vivo do tronco principal do nervo facial em um rato thy1-GFP transgênico adulto. Uma lesão de esmagamento foi realizada no ramo mandibular marginal, aproximadamente 2-3 mm distal até o ponto de ramificação do primeiro pes. Utilizando o software de imagem MetaMorph, fomos capazes de quantificar a intensidade fluorescente em qualquer ponto ao longo do curso do nervo facial. Em particular, é possível quantificar a fluorescência proximal e distal a um local de lesão, avaliando seriamente o retorno da fluorescência como um marcador para a regeneração nervosa. A Figura 2 ilustra o retorno gradual da fluorescência (medida como uma razão de fluorescência distal à fluorescência proximal através de um simples local de transsecção) nos pontos de tempo de 1, 2, 3 e 4 semanas no rato Thy1-GFP.
A análise histomorfométrica do nervo adequado ou muscular requer sacrificar o animal após um período de tempo predeterminado para demonstrar o efeito desejado entre os grupos. A Figura 3 demonstra imagens transversais da divisão mandibular marginal. Esta técnica requer manuseio cuidadoso de tecidos, armazenamento, preparação, secção e coloração para permitir uma análise histomorfométrica em vários grupos. Se realizada adequadamente, esta técnica permite a quantificação do diâmetro axonal, quantidade de detritos, fibra nervosa, porcentagem de medidas nervosas e de densidade.
Figura 1: Anatomia do nervo facial demonstrada no rato Thy1-GFP 1 semana após uma lesão de esmagamento no nervo mandibular marginal. O local da lesão por esmagamento é demonstrado pela seta branca. As seções do nervo são rotuladas como ramos MT (tronco principal), B (bucal) e MM (mandibular marginal). A barra de escala representa 1,5 mm. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 2: Quantificação do retorno da fluorescência como razão da intensidade fluorescente do local imediatamente distal à lesão da transsecção sobre a intensidade do local proximal à lesão da transsecção. Quatro animais foram estudados, e uma lesão por esmagamento foi modelada. O gráfico é plotado como proporção média ± erro padrão da média. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 3: Seção transversal axial do ramo mandibular marginal do nervo facial do rato após a coloração com azul toluidina. A barra de escala representa 100 μm. Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
O modelo de lesão do nervo facial de rato emergiu como o sistema mais versátil para a avaliação de fatores neurotróficos devido à sua acessibilidade cirúrgica, padrão de ramificação e significância fisiológica27,29,33,34,35,36. A combinação de demonstração de vídeo e aplicação de dados de animais transgênicos abre novas possibilidades para o estudo científico de fenômenos regenerativos nervosos. Este modelo permite a caracterização sistemática e detalhada da resposta neural ao trauma, influências neurotróficas, influências imunomodulatórias e outros aspectos do microambiente. Embora o objetivo principal do estudo clínico do nervo facial esteja relacionado com a recuperação da função motoneuron, o modelo também pode ser usado para entender melhor os eventos na junção neuromuscular, nuances do transporte axonal e a interação das influências axonais-gliais27,36,37,38,39,40,41,42,43,44. Estudo mecanicista utilizando nervo facial tem levado paradoxalmente a importantes percepções relacionadas à inflamação central e doenças neurodegenerativas, como a doença de Alzheimer e a doença de Parkinson45,46,47. Lá, as implicações médicas do trabalho realizado nesse modelo têm implicações notáveis para melhor compreensão e, eventualmente, melhoria do atendimento clínico para pacientes acometidos por distúrbios do sistema nervoso periférico e central que afetam tanto as células de suporte quanto os tecidos neuronais.
Há uma curva de aprendizado inicial com a realização de cirurgia do nervo facial no modelo de rato. Embora não seja necessário que o cientista seja treinado cirurgicamente, eles devem estar confortáveis trabalhando sob um microscópio operacional e utilizando a visão binóculo. O cientista deve ainda estar confortável trabalhando com sua mão não dominante, pois ajustar a retração com o retrátil Weitlaner na mão contralateral pode melhorar significativamente a visualização. Isso é particularmente verdadeiro para identificar o tronco principal do nervo facial, pois é possível que o cirurgião novato perca marcos e fique desorientado no espaço tridimensional onde o nervo sai da base do crânio. No entanto, uma vez que a experiência é adquirida e o cirurgião é consistentemente capaz de identificar o tendão do músculo digastric, então os procedimentos são bastante diretos. Quando o procedimento - uma simples transsecção do nervo pode levar até 30 min quando o cientista está aprendendo inicialmente, nas mãos de um cirurgião experiente, pode ser tão conveniente quanto 5 min de incisão para fechamento da ferida. Com um assistente experiente gerenciando a preparação e a anestesia dos animais, bem como reabastecendo suprimentos conforme necessário, é viável operar em vários animais em uma única sessão. Se forem realizadas manobras intraoperatórias complexas, como uma injeção intraneural estereotaxic, então o tempo necessário aumentará.
Este grupo tem experiência em trabalhar com os ratos Adultos Lewis e Sprague-Dawley e o rato adulto Thy1-GFP. Esses modelos demonstraram impressionante resiliência, tanto intraoperatória quanto pós-operatória. Seria prudente dar tempo para a aclimatação do animal (tipicamente 1 semana) se encomendado a partir de uma instalação separada, conforme manda o Guia do NIH para O Cuidado e Uso de Animais de Laboratório, pois operar muito cedo após uma transferência poderia resultar em estresse excessivo e má saúde pós-operatória. Com lesão unilateral do nervo facial, o rato não demonstra sinais indesejáveis de desnutrição ou irritação corneana no pós-operatório. Além disso, toleram períodos repetitivos de anestesia muito bem48, já que protocolos anteriores têm exigido análises eletrofisiológicas seriais do retorno da função de bigode até eventual sacrifício. Embora os operadores devam tentar manter a esterilidade intraoperatória com o melhor de suas habilidades, não notamos infecções pós-operatórias com nenhum dos animais operados. Na ocasião, o animal tentará arranhar seu local de incisão; no entanto, ele normalmente retorna ao status de linha de base com o recrescimento do cabelo dentro de 1-2 semanas pós-operatório. Se a glândula parótida for ferida ou removida inadvertidamente, o sialocele resultará, o que pode exigir a anestesia repetida para a drenagem.
Modificações podem ser feitas no local da lesão, tipo de lesão ou intervenção realizada. A lesão pode ser induzida em qualquer ponto ao longo do curso do nervo facial, desde a transsecção do nervo facial intracraniano até a lesão no tronco principal ou em qualquer um de seus ramos periféricos49. Os padrões amplos de lesão incluem lesão por esmagamento, transsecção simples com ou sem reparo, e defeito de lacuna com ou sem reparo ou ponte11. A gama de possíveis intervenções é exaustiva. Resumidamente, a intervenção pode ser realizada no nível do nervo adequado17, no local da lesão23, ou no órgão final muscular50. A lista de possíveis parâmetros de desfecho é igualmente longa. Os parâmetros histomorfométricos do cavalo de trabalho incluem quantificação axial da contagem nervosa, densidade nervosa e porcentagem de nervo, entre outros. Medidas adicionais incluem análises histológicas de seções longitudinais para ilustrar a extensão da regeneração e quantificação da junção neuromuscular para demonstrar a reinervação da musculatura facial alvo51. Novos métodos de avaliação de desfechos continuam a ser desenvolvidos22. Por exemplo, Hadlock et al. demonstraram um método complexo para avaliar a contratura de zonas faciais independentes através de reações induzidas por perfume ou puff; isto tem potencial para a avaliação e eventual tratamento da regeneração sincinética problemática11.
Como em qualquer modelo animal, há limitações na tradução dos resultados para pacientes humanos. Os modelos de rato e rato exibem o potencial regenerativo superior inerente ao sistema nervoso dos roedores; esta propriedade permite que o roedor demonstre resultados regenerativos que não poderiam ser alcançados em humanos e animais superiores24. Portanto, o cientista do nervo facial deve selecionar cuidadosamente os pontos de tempo apropriados para a avaliação da regeneração e recuperação dos nervos; se um ponto de tempo prolongado for selecionado, a janela estreita de oportunidade onde grupos experimentais podem demonstrar o efeito de sua intervenção única pode ser perdida24.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Os autores não têm nada para revelar.
Acknowledgments
A S.A.A. é financiada pela Academia Americana de Plástica Facial e Cirurgia Reconstrutiva Leslie Bernstein Grants Program.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1.8% isoflurane | VetOne | 13985-030-40 | |
| 11-0 nylon microsutures | AROSuture | TK-117038 | |
| 4-0 monocryl suture | VWR | 75982-084 | |
| Buprenorphine SR | ZooPharm | MIF 900-006 | |
| Carprofen | Sigma-Aldrich | MFCD00079028 | |
| Chlorhexidine | VWR | IC19135805 | |
| Jeweler forceps | VWR | 21909-458 | |
| Micro Weitlaner retractor | VWR | 82030-146 | |
| Micro-scissors | VWR | 100492-348 | |
| Mini tenotomy scissors | VWR | 89023-522 | |
| Number 15 scalpel blade | VWR | 102097-834 | |
| Operating microscope | Leica | ||
| Petrolatum eye gel | Pharmaderm | B002LUWBEK | |
| Sterile water | VWR | 89125-834 | |
| Tissue adhesive | Vetbond, 3M | NC9259532 | |
| Water conductor pad | Aqua Relief System | ARS2000B | |
| Bupivacaine | Use as a local analgesic |
References
- Chan, J. Y. K., Byrne, P. J. Management of facial paralysis in the 21st century. Facial Plastic Surgery. 27 (4), 346-357 (2011).
- Razfar, A., Lee, M. K., Massry, G. G., Azizzadeh, B. Facial Paralysis Reconstruction. Otolaryngologic Clinics of North America. 49 (2), 459-473 (2016).
- Couch, S. M., Chundury, R. V., Holds, J. B. Subjective and objective outcome measures in the treatment of facial nerve synkinesis with onabotulinumtoxinA (Botox). Ophthalmic Plastic and Reconstructive Surgery. 30 (3), 246-250 (2014).
- Wei, L. A., Diels, J., Lucarelli, M. J. Treating buccinator with botulinum toxin in patients with facial synkinesis: A previously overlooked target. Ophthalmic Plastic and Reconstructive Surgery. 32 (2), 138-141 (2016).
- Cooper, L., Lui, M., Nduka, C. Botulinum toxin treatment for facial palsy: A review. Journal of Plastic, Reconstructive and Aesthetic Surgery. 70 (6), 833-841 (2017).
- Choi, K. H., et al. Botulinum toxin injection of both sides of the face to treat post-paralytic facial synkinesis. Journal of Plastic, Reconstructive and Aesthetic Surgery. 66 (8), 1058-1063 (2013).
- Yang, X. N., et al. Peripheral nerve repair with epimysium conduit. Biomaterials. 34 (22), 5606-5616 (2013).
- Banks, C. A., et al. Long-term functional recovery after facial nerve transection and repair in the rat. Journal of Reconstructive Microsurgery. 31 (3), 210-216 (2015).
- Hadlock, T. A., Kowaleski, J., Lo, D., MacKinnon, S. E., Heaton, J. T. Rodent facial nerve recovery after selected lesions and repair techniques. Plastic and Reconstructive Surgery. 125 (1), 99-109 (2010).
- Hadlock, T., et al. The effect of electrical and mechanical stimulation on the regenerating rodent facial nerve. Laryngoscope. 120 (6), 1094-1102 (2009).
- Hadlock, T., et al. Functional assessments of the rodent facial nerve: A synkinesis model. Laryngoscope. 118 (10), 1744-1749 (2008).
- Diogo, C. C., et al. The use of sheep as a model for studying peripheral nerve regeneration following nerve injury: review of the literature. Neurological Research. 39 (10), 926-939 (2017).
- Wanner, R., et al. Functional and Molecular Characterization of a Novel Traumatic Peripheral Nerve–Muscle Injury Model. NeuroMolecular Medicine. 19 (2-3), 357-374 (2017).
- Olmstead, D. N., et al. Facial nerve axotomy in mice: A model to study motoneuron response to injury. Journal of Visualized Experiments. (96), e52382 (2015).
- Maeda, T., Hori, S., Sasaki, S., Maruo, S. Effects of tension at the site of coaptation on recovery of sciatic nerve function after neurorrhaphy: Evaluation by walking-track measurement, electrophysiology, histomorphometry, and electron probe X-ray microanalysis. Microsurgery. 19 (4), 200-207 (1999).
- Zhang, F., Inserra, M., Richards, L., Terris, D. J., Lineaweaver, W. C. Quantification of nerve tension after nerve repair: Correlations with nerve defects and nerve regeneration. Journal of Reconstructive Microsurgery. 17 (6), 445-451 (2001).
- Macfarlane, B. V., Wright, A., Benson, H. A. E. Reversible blockade of retrograde axonal transport in the rat sciatic nerve by vincristine. Journal of Pharmacy and Pharmacology. 49 (1), 97-101 (1997).
- Stromberg, B. V., Vlastou, C., Earle, A. S. Effect of nerve graft polarity on nerve regeneration and function. Journal of Hand Surgery. 4 (5), 444-445 (1979).
- Sotereanos, D. G., et al. Reversing nerve-graft polarity in a rat model: The effect on function. Journal of Reconstructive Microsurgery. 8 (4), 303-307 (1992).
- Whitlock, E. L., et al. Ropivacaine-induced peripheral nerve injection injury in the rodent model. Anesthesia and Analgesia. 111 (1), 214-220 (2010).
- Lloyd, B. M., et al. Use of motor nerve material in peripheral nerve repair with conduits. Microsurgery. 27 (2), 138-145 (2007).
- Kawamura, D. H., et al. Regeneration through nerve isografts is independent of nerve geometry. Journal of Reconstructive Microsurgery. 21 (4), 243-249 (2005).
- Brenner, M. J., et al. Repair of motor nerve gaps with sensory nerve inhibits regeneration in rats. Laryngoscope. 116 (9), 1685-1692 (2006).
- Brenner, M. J., et al. Role of timing in assessment of nerve regeneration. Microsurgery. 28 (4), 265-272 (2008).
- Heaton, J. T., et al. A system for studying facial nerve function in rats through simultaneous bilateral monitoring of eyelid and whisker movements. Journal of Neuroscience Methods. 171 (2), 197-206 (2008).
- Magill, C. K., Moore, A. M., Borschel, G. H., Mackinnon, S. E. A new model for facial nerve research: The novel transgenic Thy1-GFP rat. Archives of Facial Plastic Surgery. 12 (5), 315-320 (2010).
- Guntinas-Lichius, O., et al. Factors limiting motor recovery after facial nerve transection in the rat: Combined structural and functional analyses. European Journal of Neuroscience. 21 (2), 391-402 (2005).
- Skouras, E., et al. Manual stimulation, but not acute electrical stimulation prior to reconstructive surgery, improves functional recovery after facial nerve injury in rats. Restorative Neurology and Neuroscience. 27 (3), 237-251 (2009).
- Bischoff, A., et al. Manual stimulation of the orbicularis oculi muscle improves eyelid closure after facial nerve injury in adult rats. Muscle and Nerve. 39 (2), 197-205 (2009).
- Schulz, A., Walther, C., Morrison, H., Bauer, R. In vivo electrophysiological measurements on mouse sciatic nerves. Journal of Visualized Experiments. (86), e51181 (2014).
- Placheta, E., et al. Macroscopic in vivo imaging of facial nerve regeneration in Thy1-GFP rats. JAMA Facial Plastic Surgery. 17 (1), 8-15 (2015).
- Moore, A. M., et al. A transgenic rat expressing green fluorescent protein (GFP) in peripheral nerves provides a new hindlimb model for the study of nerve injury and regeneration. Journal of Neuroscience Methods. 204 (1), 19-27 (2012).
- Grosheva, M., et al. Early and continued manual stimulation is required for long-term recovery after facial nerve injury. Muscle and Nerve. 57 (1), 100-106 (2018).
- Grosheva, M., et al. Comparison of trophic factors' expression between paralyzed and recovering muscles after facial nerve injury. A quantitative analysis in time course. Experimental Neurology. 279, 137-148 (2016).
- Grosheva, M., et al. Local stabilization of microtubule assembly improves recovery of facial nerve function after repair. Experimental Neurology. 209 (1), 131-144 (2008).
- Angelov, D. N., et al. Mechanical stimulation of paralyzed vibrissal muscles following facial nerve injury in adult rat promotes full recovery of whisking. Neurobiology of Disease. 26 (1), 229-242 (2007).
- Tomov, T. L., et al. An example of neural plasticity evoked by putative behavioral demand and early use of vibrissal hairs after facial nerve transection. Experimental Neurology. 178 (2), 207-218 (2002).
- Streppel, M., et al. Focal application of neutralizing antibodies to soluble neurotrophic factors reduces collateral axonal branching after peripheral nerve lesion. European Journal of Neuroscience. 15 (8), 1327-1342 (2002).
- Peeva, G. P., et al. Improved outcome of facial nerve repair in rats is associated with enhanced regenerative response of motoneurons and augmented neocortical plasticity. European Journal of Neuroscience. 24 (8), 2152-2162 (2006).
- Pavlov, S. P., et al. Manually-stimulated recovery of motor function after facial nerve injury requires intact sensory input. Experimental Neurology. 211 (1), 292-300 (2008).
- Guntinas-Lichius, O., et al. Transplantation of olfactory ensheathing cells stimulates the collateral sprouting from axotomized adult rat facial motoneurons. Experimental Neurology. 172 (1), 70-80 (2001).
- Guntinas-Lichius, O., Angelov, D. N., Stennert, E., Neiss, W. F. Delayed hypoglossal-facial nerve suture after predegeneration of the peripheral facial nerve stump improves the innervation of mimetic musculature by hypoglossal motoneurons. Journal of Comparative Neurology. 387 (2), 234-242 (1997).
- Sinis, N., et al. Electrical stimulation of paralyzed vibrissal muscles reduces endplate reinnervation and does not promote motor recovery after facial nerve repair in rats. Annals of Anatomy. 191 (4), 356-370 (2009).
- Kiryakova, S., et al. Recovery of whisking function promoted by manual stimulation of the vibrissal muscles after facial nerve injury requires insulin-like growth factor 1 (IGF-1). Experimental Neurology. 222 (2), 226-234 (2010).
- Banati, R. B., et al. Early and rapid de novo synthesis of Alzheimer βA4-Amyloid precursor protein (APP) in activated microglia. Glia. 9 (3), 199-210 (1993).
- Blinzinger, K., Kreutzberg, G. Displacement of synaptic terminals from regenerating motoneurons by microglial cells. Zeitschrift für Zellforschung und Mikroskopische Anatomie. 85 (2), 145-157 (1968).
- Rieske, E., et al. Microglia and microglia-derived brain macrophages in culture: generation from axotomized rat facial nuclei, identification and characterization in vitro. Brain Research. 492 (1-2), 1-14 (1989).
- Matsumoto, K., et al. Peripheral nerve regeneration across an 80-mm gap bridged by a polyglycolic acid (PGA)-collagen tube filled with laminin-coated collagen fibers: A histological and electrophysiological evaluation of regenerated nerves. Brain Research. 868 (2), 315-328 (2000).
- Mattsson, P., Janson, A. M., Aldskogius, H., Svensson, M. Nimodipine promotes regeneration and functional recovery after intracranial facial nerve crush. Journal of Comparative Neurology. 437 (1), 106-117 (2001).
- Yian, C. H., Paniello, R. C., Gershon Spector, J. Inhibition of motor nerve regeneration in a rabbit facial nerve model. Laryngoscope. 111 (5), 786-791 (2001).
- Angelov, D. N., et al. Nimodipine accelerates axonal sprouting after surgical repair of rat facial nerve. Journal of Neuroscience. 16 (3), 1041-1048 (1996).
