Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Cancer Research
Click here for the English version

Cancer Research

En ortotopisk endometriecancer modell med retroperitoneal lymfadenopati tillverkad av in vivo propagerade och odlade VX2 celler

Published: September 12, 2019 doi: 10.3791/59340
Automatic Translation
1,2, 3, 4, 5, 6, 5,6, 5,7,8, 7,9,11, 10, 5,11
1Institute of Medical Science, University of Toronto, 2Department of Obstetrics and Gynecology, University of Toronto, 3Guided Therapeutics Laboratory, TECHNA Institute, University Health Network, 4Department of Pathology, Princess Margaret Cancer Center, University Health Network, 5Department of Medical Biophysics, University of Toronto, 6Princess Margaret Cancer Center, University Health Network, 7Techna Institute, University Health Network, 8Department of Surgery, University of Toronto, 9Department of Otolaryngology, Head and Neck Surgery, University of Toronto, 10Division of Gynecologic Oncology, University of Toronto /Princess Margaret Cancer Center, University Health Network, 11Princess Margaret Cancer Center, University Health Network

Summary

Detta protokoll presenterar en standardiserad metod för att odla VX2 celler i kulturen och att skapa ett ortoämne VX2 modell av endometriecancer med retroperitoneal lymfkörtel metastaser i kaniner. Ortoämnet endometriecancer modeller är viktiga för den prekliniska studien av nya Imaging modaliteter för diagnos av lymfkörteln metastaser.

Abstract

Endometriecancer är den vanligaste gynekologiska malignitet i Nordamerika och incidensen stiger över hela världen. Behandling består av kirurgi med eller utan adjuvant terapi beroende på lymfkörtelengagemang som bestäms av lymfadenektomi. Lymfadenektomi är ett Morbid förfarande, som inte har visat sig ha en terapeutisk nytta hos många patienter, och därmed en ny metod för att diagnostisera lymfkörtel metastaser krävs. För att testa nya avbildnings agenter behövs en tillförlitlig modell av endometriecancer med retroperitoneala lymfnodmetastaser. Den VX2 endometriecancer modellen har beskrivits ofta i litteraturen; Det finns dock en betydande variation när det gäller metoden för modell etablering. Dessutom har inga studier rapporterat om användningen av odlade VX2 celler för att skapa denna modell eftersom endast celler som sprids in vivo tidigare har använts. Häri presenterar vi en standardiserad kirurgisk metod och postoperativ övervakningsmetod för inrättandet av VX2 endometriecancer modellen och rapportera om den första användningen av odlade VX2 celler för att skapa denna modell.

Introduction

Endometriecancer, eller cancer i livmoderslemhinnan, är den näst vanligaste gynekologiska malignitet i världen och den vanligaste malignitet i utvecklade nationer1. Incidensen av endometriecancer har stadigt ökat, ökar med 2,3% per år mellan 2005-2013 med en motsvarande 2,2% ökning av dödlighet1,2,3. Diagnosen lymfkörteln metastaser är av största vikt eftersom närvaron av positiva lymfkörtlar är en stark negativ prediktor för överlevnad4,5,6,7 och kan vägleda administrationen av adjuvant terapi8,9,10,11,12,13. Lymfkörtel metastaser diagnostiseras för närvarande genom kirurgiskt avlägsnande av lymfvävnaden överliggande de stora blodkärlen i bäckenet och buken. Detta förfarande, känd som en lymfadenektomi, är kontroversiellt på grund av motstridiga överlevnadsdata från två stora prövningar14,15,16,17,18 och den kända risk för intraoperativ15,19,20 och postoperativ morbiditet21,22,23. Eftersom nuvarande icke-invasiva avbildning modaliteter inte har erforderlig känslighet och specificitet för att ersätta lymfkörtel dissektion24, det har varit en push att utveckla nya diagnostiska Imaging tekniker. För att testa dessa nya tekniker i en preklinisk miljö krävs en tillförlitlig modell av endometriecancer med retroperitoneal lymfnodmetastaser.

Den kanin VX2 tumör modell är en väletablerad modell som har använts i stor utsträckning för att studera flera humana solida organtumörer 25 inklusive lung26, huvud och hals27,28, lever29, njure30, Ben31,32, Brain33, bukspottkörteln34 och livmodern35,36,37. Den VX2 modellen utvecklades ursprungligen i 1940 av Kidd och Rous38 genom att framgångsrikt transplanterade en cottontail kanin papillomvirus upptäcktes av shope i 193339. Sedan dess, den VX2 modellen har bibehållits in vivo, vilket kräver seriell passage i quadriceps muskeln av vita nya Zeeland kaniner40. På senare tid har dock flera grupper framgångsrikt vuxit VX2 celler in vitro40,41,42 och visat den balanserade tumorigenecity av den odlade cell linjen31, 42,43. VX2 tumörer är histologiskt definieras som anaplastiskt skivepitelcancer cell karcinom44 och innehåller körtelfunktioner som liknar adenocarcinom26. Tumörer kännetecknas av enkel implantation, snabb tillväxt och Hyper-vascularity44,45 och tillförlitligt metastasize, oftast till regionala och avlägsna lymfkörtlar45. Likheter i livmoder vaskulär och lymfatiska anatomi46 samt ortotopisk tillväxt webbplats se till att metastaserande mönster av kanin VX2 carcinoma härmar den av mänskliga endometriecancer, vilket gör VX2 modellen en tillförlitlig modell för att studera mänskliga metastaserande sjukdom. Dessutom, histologiska funktioner såsom onormal mikrovaskulär proliferation47 , samt immunologiska48 och genetiska likheter49,50 mellan människor och kaniner tyder på att tumören mikromiljö kan återspegla den mänskliga endometriecancer.

Flera grupper har rapporterat om användningen av VX2 att skapa en modell av endometriecancer med retroperitoneala metastaser med en hög rapporterade andelen framgångsrika36,51,52; Det finns dock en betydande variation inom den aktuella litteraturen med hänsyn till metoden för att skapa modeller. Cell suspension doser så låga som 4 x10 5 celler/livmoderhorn 51 och så hög som 5 x 109 celler/livmoder horn37,53 har rapporterats utan standard konsensus om den erforderliga VX2 cellulära dosen. Samt, en mängd olika inokuleringsmetoder har rapporterats inklusive mikro-kirurgisk implantation av tumör i livmodern myometrium36, injektion av VX2 cellsuspension37,44,52 , 53 och i vissa fall, tillsats av livmoder horn suturering före innoympning52. Slutligen har inga grupper rapporterat användningen av odlade VX2 celler för att skapa denna modell. Sålunda, syftet med denna studie är att demonstrera en framgångsrik standardiserad metod för VX2 modellskapande och att rapportera den första användningen av odlade VX2 celler för att skapa en modell av endometriecancer med retroperitoneala metastaser i en kanin.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Djupa bukväggen stängning: identifiera spetsen av peritonealsnitt och ta tag i peritoneum, rectus muskler och fascia med vävnad forceps. Alla djurstudier utfördes i Animal Resource Center (ARC) godkända anläggningar i universitetets hälso-och sjukvårds nät och i enlighet med godkända djur användnings-och vårdprotokoll (AUP #3994/#4299). VX2 cell line erhölls från Dr Aken ' s Lab på University Health Network.

1. skapandet av in vitro-VX2 cellinjer

  1. Skörda VX2 tumören från kanin lårets muskler och tillväxt i mus flank.
    1. Tina frysta VX2 tumör block (1 cm x 1 cm), färs på en kultur tallrik med hjälp av en skalpell blad och Sila genom ett 70 μm filter genom att lägga till små mängder av Hanks balanserad saltlösning (HBSS) sekventiellt för att säkerställa att alla celler är ansträngda för en slutlig volym av 1 mL.
    2. Räkna celler och späd med 0,9% fosfatbuffrad saltlösning till en koncentration av 1 x 107/ml och placera på is i ett sterilt rör.
      Obs: tumör block erhölls från en Lab medarbetare från tidigare förökning av VX2 tumörer i kanin quadriceps muskler.
    3. Anesthetize en kvinnlig vit nya Zeeland kanin (vikt 2.5-3.5 kg) med 2-5% inhalerade isofluran, ta bort pälsen överliggande injektionsstället och rengör injektionsstället med povidon-jod lösning. Injicera 500 μL av den beredda VX2 cellsuspensionen (5 x 106 celler/ml) i quadriceps muskeln av kanin. Övervaka kanin kliniskt för tumörtillväxt börjar på dag 10.
    4. Euthanize kaninerna efter tumörer når 1-1.5 cm i diameter (mätt externt med bromsok) med en veterinär godkänd metod. Bekräfta eutanasi genom att kontrollera vitala tecken inklusive hjärtfrekvens och andningsfrekvens. Punktskatter på tumören med hjälp av sterila instrument efter rengöring av området med Betadine lösning.
    5. I ett biologiskt säkerhetsskåp med sterila instrument, finhacka tumören i små bitar (0,2 cm) på en 10 cm vävnad kultur skålen med hjälp av en skalpell blad. Passera tumörfragment genom en 70 μm cell SIL med 1 mL HBSS som beskrivs i steg 1.1.1. Räkna celler och späd med 0,9% saltlösning för att få 7,5 x 105 celler i 200 μl.
    6. Anesthetize hane nicka scid gamma möss (vikt 25 g) med 4% isofluran vid 1 L/min och underhålla anestesi med 2% isofluran. När möss är sövda, injicera 200 μL av lösningen från steg 1.1.5 i den subkutana vävnaden i musens flank med hjälp av en 27 gauge nål.
  2. Skörd och passaging av VX2 celler in vitro
    1. Övervaka xenograft tillväxt kliniskt två gånger i veckan tills tumörer når 1 cm i diameter med hjälp av bromsok.
    2. Euthanize möss genom att placera i en CO2 kammare eller utför cervikal dislokation efter anesthetizing med 4% isofluran gas. Accis tumörer under sterila förhållanden i ett biologiskt säkerhetsskåp.
    3. Finhacka tumörer med en skalpell i 1-2 mm bitar i en 6 cm vävnad kultur skålen som innehåller 3 mL av Dulbecco modifierade Eagle medium (DMEM)/Ham: s F12 + 10% foster bovin serum (FBS) media.
    4. Lämna tumör fragment ostört i en 37 ° c inkubator med 5% CO2 för två dagar tills cellerna börjar växa ut från tumör bitarna. Därefter kontrollera odlade plattor dagligen av ljus mikroskopi för cell confluency. Vid nå 70% confluency, trypsinize celler genom att tillsätta 1 mL 0,05% trypsin till kolven och placera tillbaka i 37 ° c inkubator för 5 min.
    5. Neutralisera trypsin med 6 mL DMEM/Hams F12 + 10% FBS medium, samla celler och centrifugera vid 4 ° c i 5 min vid 300 x g. Avlägsna supernatanten och återsuspendera pelleten i 3,5 mL av nya DMEM/Hams F12 + 10% FBS media. Utsäde färskt 6 cm kollagen I belagda plattor med 1,6 x 106 celler per tallrik för att uppnå cirka 50% cell seedning densitet.
      Anmärkning: 50% celltäthet hänvisar till de celler som tar upp 50% av ytan av plattan när den är fäst.
    6. Tidig passaging: Upprepa ovanstående process (trypsinizing, seedning) tills cellerna har blint 5 gånger och sedan bedöma cell linje renhet med PCR med hjälp av en kvantitativ PCR-analys för att skilja kanin genomiskt DNA från mus genomisk DNA (se steg 1.3.1-1.3.4).
      Anmärkning: efter 8 passager, celler kan spridas på icke-kollagen belagda regelbundet anhängare vävnad kultur plattor.
    7. Passage, trypsinize och frys alikvoter av celler i DMEM/skinka F12 + 30% FBS + 10% DMSO vid en koncentration av 2 x 106 per injektionsflaska. Förvara celler i flytande kväve tills de behövs för experiment.
  3. Bekräftelse av VX2 ursprunget för överlevande celler:
    1. Skapa ett standard botemedel från renad genomisk mus och kanin-DNA (steg 1.3.2 och steg 1.3.3). Använd primers som är inriktade på artspecifika sekvenser inom den andra öppna läsramen av linjen-1 retrotransposon element.
      Anmärkning: primer sekvenser för CRPV E6 är: 5 '-GATCCTGGACCCAACCAGTGand 5 '-CCTGCCGGTCCCTGATTTAT. FODRA-1 retrotransposon beståndsdelar användes. Primer sekvenser för kanin linje-1 är: 5 '-TCAGGAAACCCCAGAAAGTATGC och 5 '-TTTGATTTCTTGAATGACCCAGTGT primer sekvenser för Mouse LINE-1 är: 5 '-AATGGAAAGCCAACATTCACGTG och 5 '-CCTTCCTTGACCAAGGTATCATTG
    2. För att skapa en standardkurva för CRPV E6, rengör VX2 tumör cells lysate (steg 1.1.1) med hjälp av ett kommersiellt kit enligt tillverkarens protokoll. Kvantifiera detta DNA med hjälp av en kommersiell analys. Utför 6 seriella utspädningar från 225 PG/μL till 0,925 PG/μL i låg EDTA-TE-buffert. För att skapa en standardkurva för mus genomiskt DNA, späd 100 μg kommersiellt mus genomiskt DNA i låg EDTA-TE buffert i 5 utspädningar från 125 PG/μL ner till 0,0125 PG/μL.
    3. Placera 4 μL från varje utspädd lösning från proverna från steg 1.3.2 i brunnar och kör prover i en PCR-termocykelapparat. Använd CQ-värdena från varje körning tillsammans med DNA-beloppen per brunn för att beräkna en standardkurva med hjälp av inställningarna för automatisk tröskel för termocyklern Software.
    4. Använd vanliga qPCR-procedurer för att utföra PCR med 40 cykler av 2-stegs cykel (98 ° c och 60 ° c) på en termocycler. Fastställa tröskelvärden, och ställa in delta CT värden på > 35 för att säkerställa att det finns minimal mus förorening i kanin VX2 cellinjer. Den totala volymen av varje reaktion var 10 μL, bestående av 5 μL 2x Mastermix, 1 μL framåt + omvänd primers med slutlig primer koncentration i reaktion vid 250 nM, och 4 μL DNA-prov.
      Anmärkning: se referenser54,55 för information om hur du utför PCR. Tröskelvärden fastställs, och delta CT värden är inställda på > 35 för att säkerställa att det finns minimal mus förorening i kanin VX2 cellinjer. Den rekommenderade nivån av VX2 DNA för tillförlitlig detektion med qPCR är 1-10 PG.

2. VX2 cellkultur och skapandet av cellsuspension

  1. Tina injektionsflaskor innehållande VX2 celler (frysta i steg 1.2.7) i ett vattenbad vid 37 ° c i 1 minut och överför celler till ett koniskt centrifugeringsrör med 10 mL odlingssubstrat (1:1 DMEM/F-12 + 10% FBS och 1% penicillin-streptomycin). Centrifugera i 8 min vid 107 x g, Kassera supernatanten och återsuspendera cellpelleten i 9 ml media.
  2. Överför återsuspenderade celler till en stor odlings kolv. Inkubera celler utan att skaka vid 37 ° c. Kontrollera celler dagligen för sammanflödet med hjälp av ljusmikroskopi och ändra kultur Media var tredje dag.
  3. Skapandet av odlade VX2 cellsuspension för injektion
    1. Trypsinize celler genom att lägga till 3 mL 0,25% trypsin till kolv när cellerna har nått 80% Confluence. Placera kolven i inkubator (37 ° c) i 5 min. överföringslösning till ett koniskt centrifugrör och Centrifugera i 8 min vid 107 x g och ta sedan bort supernatanten.
    2. Tvätta cell pellets 3 gånger med 9 mL fosfatbuffrad saltlösning, Centrifugera och avlägsna supernatanten enligt ovan. Räkna cellerna och späd med 0,9% fosfatbuffrad saltlösning till en koncentration av 4 x 107 celler/ml och placera i ett sterilt koniskt centrifugerör på isen.
  4. Skapande av in vivo propagerade VX2 cellsuspension för injektion
    1. Tina frysta VX2 tumör block (1 cm x 1 cm), färs på en kultur tallrik med hjälp av en skalpell blad och Sila genom ett 70 μm filter som i steg 1.1.1. Tillsätt små mängder av HBSS sekventiellt för att säkerställa att alla celler är ansträngda för en slutlig volym av 1 mL. Räkna celler och späd med 0,9% fosfatbuffrad saltlösning till en koncentration av 1 X107/ml och placera på is i ett sterilt rör.
      Obs: tumör block erhölls från en Lab medarbetare från tidigare förökning av VX2 tumörer i kanin quadriceps muskler.

3. kirurgisk modell etablering

  1. Etablering av kirurgisk anestesi och preoperativ förberedelse
    1. Pre-medicate kvinna vit nya Zeeland kaniner (2,5-3,5 kg) 1 h före det planerade kirurgiska ingreppet med injektioner av Acepromazin (1 mg/kg IM) och meloxikam (0,2 mg/kg SQ). Anesthetize en kvinnlig vit nya Zeeland kanin (vikt 2.5-3.5 kg) med 2-5% inhalerade isofluran, ta bort pälsen överliggande injektionsstället och rengör injektionsstället med povidon-jod lösning.
    2. Intubera sövda kaniner med hjälp av en larynx mask luftvägarna (LMA) och säkra på plats med tejp, upprätthålla djup anestesi genom att titrera inhalerad isofluran dos mellan 2-5%. Övervaka kirurgisk anestesi regelbundet under hela förfarandet genom att kontrollera vitala tecken (andningsfrekvens, kapillär påfyllning, syremättnad om tillgängligt) och övervakning för tecken som tyder på smärta (rörelse, abstinens från stimuli, ljud) eller ljus anestesi (rörelse, tugga på LMA röret).
      Obs: detta bör göras av någon med erfarenhet övervakning kirurgisk anestesi.
    3. Placera en 22-gauge öron-venkateter i marginella dorsala ven. Administrera cefazolin (20 mg/kg) intravenöst 10 min före kirurgiskt hudsnitt.
    4. Klipp håret över bäckenet och buken innan du placerar kaninen på operationsbordet, placera sedan kaniner i en rygg position på operationsbordet. Rengör Operations fältet med hjälp av en 3-stegs kirurgisk hud prep (Betadine tvål, klorhexidin lösning, Betadine lösning). Drapera det kirurgiska området med laparotomi draperier efter mark-märkning toppen av blygdbenet, lämnar en 5 cm x 5 cm område i nedre delen av buken utsätts.
  2. Skapandet av laparotomi snitt och identifiering av livmoder hornen
    1. Sätt på dig ett kirurgiskt lock och ansiktsmask. Skrubba händerna med hjälp av klorhexidin eller Betadine kirurgisk Scrub lösning. Använda steril teknik, sätta på en steril klänning och sterila kirurgiska handskar.
    2. Med hjälp av en # 11-Blade skalpell, gör en 2,5 cm lång snitt 1 cm kranial till bäckenbensfogen pubis genom huden och subkutan vävnad av kanin buken. Incise rectus fascia och dissekera rectus musklerna i sidled för att exponera den underliggande peritoneum. Ange bukhinnan kraftigt efter att under ytan är klar av tarm eller andra buk organ.
    3. Lokalisera livmoder hornen identifiera urinblåsan och sopa en handskar finger fint, posteriort och lateralt över spetsen av urinblåsan.
      Obs: om det behövs kan hela urinblåsan tömmas med digitalt tryck. När ligger, ta livmoder hornen genom buken snittet att vila på bukväggen.
    4. Med hjälp av en 3-0 flätad absorberbara sutur, utföra en enda sutur ligering av varje livmoder horn cirka 1,5-2,0 cm distalt till livmoderhalsen. Placera suturen bara mediala till livmoder artärerna, som löper längs den laterala aspekten av varje horn. Fäst suturerna tätt för att ockludera de distala livmoder hornen (figur 1).
  3. Myometrial VX2 inympning
    1. Med hjälp av en 27-gauge nål, injicera 0,5 mL av den tidigare beredda VX2 cellsuspensionen från endera steg 2.3.2 (för odlade VX2 modell) eller 2,4 (för in vivo propagerade VX2 modell) till myometrium av varje livmoder horn proximalt till suturen plats (mellan suturen plats och livmoderhalsen). Injicera under 1 minut och se till att cellerna inte injiceras i den underliggande livmoderhålan. Anesthetize djur med inhalerad isofluran (2-5%) och en anestesi maskin med en Bain krets.
    2. Tryck på injektionsstället för kan i 30 s efter injektion för att minimera läckage av celler. Inspektera injektions-och sutur platser för hemostas och placera livmoder hornen tillbaka in i buken.
  4. Stänga det kirurgiska snittet
    1. Djupa bukväggen stängning: identifiera spetsen av peritonealsnitt och ta tag i peritoneum, rectus muskler och fascia med vävnad forceps.
      1. För att göra detta, ankare suturen på en Apex av snittet genom suturering ytliga till djupt på ena sidan av snittet och djupt till ytliga på den andra. Knyt en knut. Med hjälp av den bifogade suturen, gör kör stygn vinkelrätt mot snittet genom lagren av bukväggen arbetar steg-vis längs snittet från sida till sida. Knyt suturen och skär.
    2. Ytliga bukväggen stängning: identifiera spetsen av huden snitt och sutur buken huden med hjälp av begravda kör subcuellt 3-0 resorberbara Poly-filament sutur. Applicera kirurgiskt lim på det slutna snittet för att motsätta sig hudens kanter.
      1. För att göra detta, ankare suturen på en Apex av snittet, genom suturering djupt till ytliga på ena sidan av snittet och ytliga till djupt på den andra. Knyt en knut. Med hjälp av bifogade suturer, gör kör stygn i dermal skikt parallellt med snittet arbetar steg-vis längs snittet från sida till sida. Knyt suturen och skär.
  5. Postoperativ vård
    1. Uppvaknande från anestesi: Stäng av isofluran när snittet är stängd och låt kaninen andas syre genom mask medan övervakning för tecken på uppvaknande (t. ex., spontana rörelser, ögonöppnande och tugga rörelser på larynx mask luftvägarna). Extubat kanin när dessa tecken noteras och ge syre genom mask och en varm filt tills kaninerna är alert och kunna sitta självständigt.
    2. Postoperativ övervakning: övervaka kaniner två gånger om dagen i 4 dagar och dagligen i ytterligare 10 dagar efter operationen. För att övervaka, bedöma deras allmänna tillstånd, deras mat och vattenintag, urin och fekal produktion, smärtbedömning, vikt, vitala tecken (hjärtfrekvens, respiration Rate) och deras kirurgiska området letar efter svullnad, erytem, urladdning eller dehiscence.
    3. Postoperativ smärtkontroll: administrera meloxikam dagligen (0,2 mg/kg SQ) för 48 h postoperativt och därefter efter behov baserat på smärtbedömning. Administrera buprenorfin omedelbart postoperativt och var 12: e timme (0,01-0,05 mg/kg SQ) under 24 timmar och därefter efter behov baserat på smärtbedömning
    4. Antibiotika (enrofloxacin 5mg/kg IM) kan administreras dagligen i sju dagar efter operationen för att förhindra sårinfektion som rekommenderas av din veterinär. Administrera subkutana vätskor (15 mL SQ) två gånger om dagen som behövs för uttorkning och mjuka livsmedel eller andra kosttillskott ges dagligen som behövs för viktminskning.

4. övervakning av tumörtillväxt

  1. Klinisk övervakning: övervaka kaniner varje 2 dagar för kliniska tecken på tumörtillväxt börjar på postoperativa dag 14. Kliniska tecken på tumörtillväxt kan inkludera minskat oralt intag, letargi, ömhet i buken, påtaglig buken massa och förlust av cecotrophy.
  2. Avbildning och invasiv övervakning
    1. CT Imaging: på postoperativ dag 21-28, pre-medicate, anesthetize, och intubera kaniner som tidigare beskrivits i 3.1.1-3.1.2. Placera kaniner i en dorsala position i en preklinisk CT scanner och få bilder av bäckenet och buken efter administrering av 10 ml intravenöst Johexol jopamidol kontrastmedel.
    2. Kirurgisk övervakning: överföra kaniner till operationssalen efter avbildning medan fortfarande under narkos. Placera, prep och drapera kaniner som tidigare beskrivits i steg 3.1.4 och utföra en upprepad laparotomi snitt cirka 1,5 cm i längd genom det tidigare snittet. Identifiera och livmoder hornen och noggrant undersöka för tumör. Stäng snittet och tillhandahåll postoperativ vård som tidigare beskrivits i steg 3.5.2-3.5.4.
    3. Kanin Modellanvändning: om kaniner har visat sig ha tumörer vid tidpunkten för kirurgisk övervakning, använda kanin endometriecancer modeller för planerade experiment. Använd kaniner som skapats från in vivo förökade celler för ytterligare experiment vid 4-veckors efterympning och använda kanin modeller som skapats från odlade VX2 celler vid cirka 5-6 veckor efter inympning att redogöra för långsammare tumörtillväxt. Euthanize kaninerna efter tumörer når 1-1.5 cm i diameter (mätt externt med bromsok) med en veterinär godkänd metod. Bekräfta eutanasi genom att kontrollera vitala tecken inklusive hjärtfrekvens och andningsfrekvens. Punktskatter på tumören med hjälp av sterila instrument efter rengöring av området med Betadine lösning.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Tjugoåtta kaniner användes för att skapa endometriecancer modellen. Kaniner hade en genomsnittlig vikt på 2,83 kg (2,71-3.58 kg) vid tidpunkten för experimentet. Livmodertumörer växte framgångsrikt i 21 kaniner för en övergripande modell framgång på 75%. Innan införandet av livmodern suturering i protokollet, var andelen framgångsrika 57% jämfört med 81% efter livmoder suturering lades. Livmoder suturering lades till protokollet efter den 7: e kanin som svar på den initiala låga modellen framgång. Fem modeller skapades från odlade VX2 celler (försök i 8 kaniner, 63% framgång) och 16 kanin modeller skapades från in vivo propagerade celler (försökte i 22, 73% framgång). I modeller som skapats från in vivo propagerade VX2 celler, en cell dos av 5 x 106 per livmoder horn användes i alla djur och det genomsnittliga antalet dagar från inympning till experiment var 29 dagar (intervall 24-31). I modeller som skapats från odlade VX2 celler användes ett eskalerande dos protokoll för att bestämma lämplig inokuleringsdos. Doser på 2,5 x 106 celler och 5 x 106 celler per livmoder horn var misslyckade och en dos på 10 x 106 celler per livmoder horn var framgångsrik i en kanin emellertid, tumörtillväxt var långsam på 57 dagar från inympning att experimentera. En dos av 20 x 106 celler per livmoder horn var framgångsrik i 4 kaniner i en genomsnittlig tid av 45 dagar (intervall 36-51 dagar) från inympning att experimentera och bestämdes därför som den optimala injektion dosen. Dessa data sammanfattas i tabell 1. På PCR-analys efter passage 5, de odlade VX2 cellerna var mycket positiva för både kanin linje-1 och CRPV-E6 med endast spårmängder av mus LI NE-1 identifierades (< 0,01 PG/μL). Celler växte sedan i cellkulturen men tillväxten var långsam med en genomsnittlig tid på 7 dagar (6-9 d) för att uppnå kolven sammanväxta.

Alla modeller resulterade framgångsrikt i metastaserad omvandling av retroperitoneala lymfkörtlar (figur 2). Nitton kaniner hade patologiskt bekräftade lymfkörteln metastaser och 11 hade patologiskt bekräftade extra-nodal buk metastaser. En kanin hade inte distinkt lymfkörtlar borttaget; emellertid, det hade en stor börda av intraabdominell sjukdom där lymfkörtel metastaser antogs, och en kanin dog före experimentet. Tumörer och metastatiska lymfkörtlar från odlade VX2 celler verkade liknar tumörer från in vivo sprids VX2 celler på histologi (figur 3), med täta hematoxylin färgade celler invaderande muskler och bildar glandular-liknande strukturer med många patologiska mitotiska siffror.

Med hjälp av en roman Imaging agent, den Porphysome, 81 lymfkörtlar identifierades intra-operativt och kirurgiskt avlägsnas för histologisk analys. 74 lymfkörtlar lämnades bäcken lymfkörtlar, 5 var rätt bäcken lymfkörtlar och 2 var rätt para-aortic lymfkörtlar. Lymfkörtlar avlägsnas från kaniner med in vivo propagerade VX2 tumörer var signifikant större och mer nekrotiska än de som avlägsnas från kaniner med odlade VX2 tumörer med en genomsnittlig volym av 0,99 cm3 (intervall 0,12-3,89) kontra 0,59 cm3 (0,01- 2,92) (p = 0.037). Liksom, kaniner med in vivo propagerade tumörer hade större mer nekrotiska livmodertumörer än kaniner med odlade cell tumörer med en genomsnittlig längd 5.6 cm (4-6.8 cm) och medelbredd på 5,2 cm (3,3-9 cm) kontra 3.6 cm (2-5 cm) och 4.56 cm (3-7 cm) respektive. Slutligen, kanin modeller tillverkade av in vivo propagerade VX2 celler hade mer extra-nodal buk metastaser än kanin modeller gjorda av odlade celler med 91% av alla metastaser som finns i in vivo förvisade kaniner.

Figure 1
Figur 1: livmoder suturering. Svart pil = suturer, röd pil = livmoder horn. Vänligen klicka här för att se en större version av denna siffra.

Figure 2
Figur 2: VX2 tumör (A) intrauterin tumör. Svart pil = tumör, röd pil = livmoder horn (B) metastatisk vänster bäcken lymfkörtlar. Svart pil = metastaserande lymfkörtlar. Vänligen klicka här för att se en större version av denna siffra.

Figure 3
Figur 3: Histologi av odlade celler VX2 tumör (A) H & E färgning visar tumör infiltration av omgivande muskler (10X förstoring, Scale bar = 300 μm) (B) pancytokeratin färgning visar tätt färgning tumörceller som motsvarar områden av tumör på H & E (10X förstoring, skala = 300 μm). Svart pil = VX2 tumör. Vänligen klicka här för att se en större version av denna siffra.

Modell typ In vivo VX2 tumör modell Kultiverad VX2 tumör modell
Antal framgångsrika modeller 16 5
Antal försök till modeller 22 8
Modell framgång 73% 63%
Tid från inympning till experiment 29 dagar (24-31) 45 dagar (36-51)
Lyckad injektion dos 1 x 107 40 x 106
(5x106 per livmoder horn) (20 x 106 per livmoder horn)
Total framgång 75%
Total Framgångsfrekvens före livmoder suturering 57%
Total framgång efter livmoder suturering 81%

Tabell 1: modelldata, inklusive Försöksförhållanden, antalet djur som används och andelen framgångsrika. 2 kaniner används initialt för odlade cell tumörer modeller där tillväxten misslyckades användes senare för in vivo tumörmodeller

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Häri har vi rapporterat en standardiserad kirurgisk metod för inrättandet av en VX2 endometriecancer modell och rapporterade om den första användningen av odlade VX2 celler för att skapa denna modell. Tumören ta hastighet av 75% är lägre än 100% procentsatsen tidigare rapporterats i litteraturen35,37,53,56; emellertid, THW 90% frekvens av patologiskt bekräftade lymfkörtel metastaser är förenligt med tidigare studier av denna modell35,53.

Införandet av livmoder suturering ökade betydligt modellen framgångsrika från 57% till 81% och vi anser att detta steg vara en integrerad del av det kirurgiska protokollet. Livmoder suturering var inte initialt utfördes på grund av motstridiga rapporter om användningen av suturering i litteraturen och farhågor om livmoder horn devascularization från bilateral livmoder artär ligering. Med tanke på den betydande förbättringen i ta takt med tillägg av livmoder suturering, vi hypotes att läckage av cellsuspensionen bort från injektionsstället kan ha bidragit till den initiala låga framgång. Anatomiskt innehållande cellsuspensionen i en liten del av livmoder hornet ser till att en hög lokal koncentration av celler utsätts för vaskulatur av myometrium som sannolikt förbättrar tumör engrafering. Dessutom noterades inga fall av livmoder horn nekros i experimentet. Att se till att cellsuspensionen injiceras i myometrium är också viktigt som intrauterin eller extra Myometrial injektioner kan också öka förlusten av cellsuspensionen. Livmoder myometrium hos kaniner är extremt tunn och sann intramyometrial injektion är svårt. På grund av detta, vi hypotes om att användningen av en cellulär matris byggnadsställning såsom Matrigel kan förbättra ta hastighet av celler som oavsiktligt injiceras i livmoderhålan. Trots dessa potentiella begränsningar, tror vi att cellsuspensionen metoden är överlägsen tidigare rapporterade mikrokirurgiska metoder36 där tumör block är ympade på livmoder myometrium eftersom denna metod är tekniskt utmanande. I jämförelse, metoden här är enkel, innehåller ofta använda tekniker och det är av dessa skäl, vi tror att det är mycket reproducerbara.

In vivo propagerade VX2 kanin modeller injicerades med en standard dos av 5 x 106 celler per livmoder horn som baserades på en medarbetare erfarenhet med VX2 kanin modeller. Denna dos är signifikant lägre än vad som rapporterats i litteraturen där cell doser så höga som 1 x10 8 av Harima et al.52 och 5 x 109 av både Huang37,53 och Xu35 användes. Med tanke på den korta tidsram som modellen var etablerad och den höga graden av både lymfkörtel och extra-nodal metastaser, vi tror inte att användningen av en högre dos skulle ha förbättrat modellen. En högre dos kan ha främjat ännu snabbare och aggressiv tumör spridning som skulle försämra nyttan av modellen. 83% av de in vivo propagerade VX2 modellerna hade extra-nodal sjukdom vid tidpunkten för experiment och detta är det förvånande att andra grupper inte rapportera utvecklingen av bukmetastaser vid 30 dagar. En möjlig förklaring till denna skillnad kan vara oavsiktlig intravaskulär inokulering27 på grund av högt tryck eller hög hastighet injektion som kan resultera i snabbare avlägsen metastaserad spridning. Vi hypotesen därför att hastigheten på injektionen kan vara en faktor i graden av metastaser vilket är anledningen till att vi rekommenderar en långsam injektion hastighet i protokollet.

Jämförelsevis, trots den högre injektion dosen (20 x 106 per livmoder horn), endast 40% av odlade VX2 modell kaniner utvecklat extra-nodal sjukdom och alla metastaserande insättningar var märkbart mindre och mindre nekrotisk i dessa kaniner. Vi har inte någon litteratur att direkt jämföra resultaten eftersom detta är den första rapporterade användningen av odlade VX2 celler för att skapa denna modell. Emellertid, resultaten är förenliga med studier av andra odlade VX2 tumörer där höga inokulering doser krävdes och tumörtillväxt noterades för att vara långsam27,31. Genom detta experiment har vi identifierat den optimala insprutnings dosen på 20 x 106 celler per livmoder horn vilket resulterade i tillförlitlig tillväxt och metastaser hos 80% av kaniner med hjälp av ett eskalerande dos protokoll. Det är möjligt att en ännu högre dos av odlade VX2 celler skulle resultera i snabbare metastatisk spridning men eftersom VX2 cellerna växte långsamt i kulturen, var det utmanande att odla tillräckligt med celler för att försöka en högre dos. Detta är en begränsning av studien och har identifierat detta som ett potentiellt område för framtida utredning. Vi anser dock att den långsammare tillväxttakten i den odlade cell modellen är fördelaktig eftersom vi tror att det kan replikera det kliniska scenariot av endometriecancer mer tillförlitligt, eftersom endometriecancer i allmänhet är en långsamt växande sjukdom som metastaser först för att bäcken lymfkörtlarna och resulterar i sena avlägsna metastaser. Det ursprungliga valet för att sprida VX2 celler i möss tillåts för en snabbare vändning, och billigare underhållskostnader; men alternativt, cellerna kunde ha härletts direkt från quadriceps muskeln av kaniner.

Vi anser att den nära postoperativa övervakningen av tecken och symtom på tumörtillväxt är en viktig aspekt av protokollet. Enligt vår erfarenhet, när kaniner utvecklar metastaserande sjukdom, de utvecklas snabbt till att vara kliniskt sjuk, framför allt i in vivo propagerade gruppen. Denna snabba, aggressiva tillväxt belystes av en kanindöd från metastaserad sjukdom efter en försening på endast 2 dagar från det planerade experiment datumet. Medan hastigheten på VX2 modell etablering har ansetts vara en styrka, som liknande musmodeller (dvs., HEC-1 endometriecancer modell med lymfkörtel metastaser i möss) kan ta upp till dubbelt så lång tid att etablera57, dessa fynd visar också att bestämning av den optimala experimentella tidpunkten är av största vikt. Resultaten korrelerar med tidigare studier där tumörtillväxt och lymfkörteln utvidgningen ökade signifikant efter postoperativ dag 2137,53; men vi tror att det kommer variationer med avseende på VX2 cellinjer används och uppmuntra grupper att förstå deras specifika experimentella timing. Denna tidslinje gäller inte för våra odlade VX2 modeller och har identifierat detta som ett område som kräver ytterligare studier. För att vara säker på tumörtillväxt valde vi att använda både noninvasiv och invasiv tumör övervakning under protokollet. En annan framtida inriktning kan dock vara att förfina det postoperativa avbildnings protokollet för att undvika behovet av en andra invasiv procedur.

Sammantaget har vi rapporterat en enkel, standardiserad metod för att skapa en modell av endometriecancer med retroperitoneal lymfadenopati hos kaniner. Genom detta protokoll har vi tagit itu med den betydande variationen inom VX2 litteraturen med avseende på cell dos, kirurgisk teknik och postoperativ modell övervakning. Vi inser att en ytterligare begränsning av studien är att med hjälp av en VX2 cellinjer i stället för en mänsklig xenograft vi inte helt imitera tumörbiologi och mikromiljö av mänsklig cancer. Men vi hoppas att andra grupper kommer att använda odlade VX2 celler för att skapa sina modeller som vi tror att denna celltyp kan modellera mänskliga endometriecancer mer tillförlitligt genom sin långsammare tillväxt och minskad benägenhet att metastasize. Vi uppmuntrar andra grupper till denna snabba och enkla modell av livmodern härledda retroperitoneala lymfkörtel metastaser att studera roman Imaging terapier för att hjälpa patienter med metastaserande endometriecancer.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Författarna har inget att avslöja.

Acknowledgments

Denna studie finansierades av Terry Fox Research Institute (PPG # 1075), den kanadensiska Institute of Health Research (Stiftelsen Grant #154326), den kanadensiska cancer fonden Research Institute (704718), naturvetenskap och teknik Forskningsrådet i Kanada, Сanada Stiftelsen för innovation och Princess Margaret cancer Foundation.

Jag skulle vilja tacka Dr Marguerite Akens för att tillhandahålla den initiala VX2 celler för inrättandet av den ursprungliga VX2 modellen och frysta VX2 tumör blocken. Jag skulle vilja tacka Marco DiGrappa för att hjälpa till att utföra inledande VX2 cellkultur experiment och Lili Ding för att hjälpa till med VX2 cellkultur.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
11-blade scalpel, Sterile, Disposible Aspen Surgical (VWR) 80094-086
22-gague ear vein catheter CDMV 14332
3-0 absorbable poly-filament suture (Polysorb) Covidien 356718
3-0 braided absorbable suture (Polysorb) Covidien 356718
70uM cell strainer, Individually wrapped, Nylon Falcon 352350
Acepromazine (Atravet) CDMV 1047
Betadine soap (Poviodone iodine 7.5%) CDMV 4363
Betadine solution (Poviodone iodine 10%) UHN Stores 457955
Buprenorphine McGill University
Cefazolin UHN in-patient pharmacy No Cat # Needed
Chlorhexidine solution CDMV 119872
Corning BioCoatCellware, Collagen Type I, 100mm dishes Corning 354450 brand not important
Corning BioCoatCellware, Collagen Type I, 24-well plates Corning 354408 brand not important
Corning BioCoatCellware, Collagen Type I, 6-well plates Corning 354400 brand not important
Corning Matrigel Basement Membrane Matrix, *LDEV-free, 10 mL Corning 354234
DMEM/HAM F12 1:1 Life Technologies 11320 brand not important
DMSO Caledon Lab Chem 1/10/4100
Enrofloxacin (Baytril injectable) CDMV 11242
Falcon Tube Corning Centri-Star 430828
Fetal Bovine Serum, Qualified, Canadian Origin, 500ml Life Technologies 12483020 brand/source not important
Isoflurane UHN in-patient pharmacy No Cat # Needed
Isohexol contrast GE Healthcare 407141210
Meloxicam (Metacam 0.5%) CDMV 104674
Normal Saline House Brand (UofT Medstore) 1011
PBS Multicell or Sigma 331-010-CL or D8537-500mL
Penicillin/Streptomycin (100mL; 10000U Penicillin, 10000ug Streptomycin) Corning-Cellgro CA45000-652
Sterile Hanks Balanced Salt Solution (-Ca++, -Mg++, -Phenol Red) T.C.M.F (Dr Bristow) 28-Jan-11
Surgical Glue (Tissue Adhesive) 3M Vetbond 14695B
Trypsin (0.25%), Proteomics Grade Sigma T-6567-5X20UG
Trypsin-EDTA, 0.05%, 100ml Wisent Inc 325-542-EL brand not important

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Ferlay, J., et al. Cancer incidence and mortality worldwide: Sources, methods and major patterns in GLOBOCAN 2012. International Journal of Cancer. 136, E359-E386 (2015).
  2. Canada, S. Canadian Cancer Statistics Special topic: Pancreatic cancer. , (2017).
  3. Siegel, R. Cáncer Statistics. Cáncer Journal. 67, 7-30 (2017).
  4. Creasman, W. T., et al. Surgical pathologic spread patterns of endometrial cancer. A Gynecologic Oncology Group Study. Cancer. 60, 2035-2041 (1987).
  5. Morrow, C. P., et al. Relationship between surgical-pathological risk factors and outcome in clinical stage I and II carcinoma of the endometrium: A gynecologic oncology group study. Gynecologic Oncology. 40, 55-65 (1991).
  6. Hicks, M., et al. The National Cancer Data Base report on Endometrial carcinoma in African-American women. Cancer. 83, 2629-2637 (1998).
  7. Barrena Medel, N. I., et al. Comparison of the prognostic significance of uterine factors and nodal status for endometrial cancer. American Journal of Obstetrics and Gynecology. 204, 1-7 (2011).
  8. Randall, M. E., et al. Randomized phase III trial of whole-abdominal irradiation versus doxorubicin and cisplatin chemotherapy in advanced endometrial carcinoma: A gynecologic oncology group study. Journal of Clinical Oncology. 24, 36-44 (2006).
  9. Galaal, K., Al Moundhri, M., Bryant, A., Lopes, A. D., Lawrie, T. A. Adjuvant chemotherapy for advanced endometrial cancer. Cochrane Database of Systematic Reviews. 2014, 2-4 (2014).
  10. Orr, J. W., Holimon, J. L., Orr, P. F. Stage I corpus cancer: is teletherapy necessary? American Journal of Obstetrics and Gynecology. 176, discussion 788-789 777-788 (1997).
  11. Ng, T. Y., Perrin, L. C., Nicklin, J. L., Cheuk, R., Crandon, A. J. Local recurrence in high-risk node-negative stage I endometrial carcinoma treated with postoperative vaginal vault brachytherapy. Gynecologic Oncology. 79, 490-494 (2000).
  12. Mohan, D. S., et al. Long-term outcomes of therapeutic pelvic lymphadenectomy for stage I endometrial adenocarcinoma. Gynecologic Oncology. 70, 165-171 (1998).
  13. Straughn, J. M., et al. Stage IC adenocarcinoma of the endometrium: Survival comparisons of surgically staged patients with and without adjuvant radiation therapy. Gynecologic Oncology. 89, 295-300 (2003).
  14. Panici, P. B., et al. Systematic pelvic lymphadenectomy vs no lymphadenectomy in early-stage endometrial carcinoma: Randomized clinical trial. Journal of the National Cancer Institute. 100, 1707-1716 (2008).
  15. ASTEC study group,, et al. Efficacy of systematic pelvic lymphadenectomy in endometrial cancer (MRC ASTEC trial): a randomised study. The Lancet. 373, 125-126 (2009).
  16. Kilgore, L., et al. Adenocarcinoma of the Endometrium: Survival comparisons of patients with and without pelvic node sampling. Gynecologic Oncology. 56, 29-33 (1995).
  17. Trimble, E. L., Kosary, C., Park, R. C. Lymph node sampling and survival in endometrial cancer. Gynecologic Oncology. 71, 340-343 (1998).
  18. Chan, J. K., et al. The outcomes of 27,063 women with unstaged endometrioid uterine cancer. Gynecologic Oncology. 106, 282-288 (2007).
  19. Cragun, J. M., et al. Retrospective analysis of selective lymphadenectomy in apparent early-stage endometrial cancer. Journal of Clinical Oncology. 23, 3668-3675 (2005).
  20. Piovano, E., et al. Complications after the treatment of endometrial cancer: A prospective study using the French-Italian glossary. International Journal of Gynecological Cancer. 24, 418-426 (2014).
  21. Abu-Rustum, N. R., et al. The incidence of symptomatic lower-extremity lymphedema following treatment of uterine corpus malignancies: A 12-year experience at Memorial Sloan-Kettering Cancer Center. Gynecologic Oncology. , 714-718 (2006).
  22. Todo, Y., et al. Risk factors for postoperative lower-extremity lymphedema in endometrial cancer survivors who had treatment including lymphadenectomy. Gynecologic Oncology. 119, 60-64 (2010).
  23. Beesley, V., Janda, M., Eakin, E., Obermair, A., Battistutta, D. Lymphedema after gynecological cancer treatment: Prevalence, correlates, and supportive care needs. Cancer. 109, 2607-2614 (2007).
  24. Haldorsen, I. S., Salvesen, H. B. What Is the Best Preoperative Imaging for Endometrial Cancer? Current Oncology Reports. 18, 1-11 (2016).
  25. Aravalli, R., Cressman, E. Relevance of Rabbit VX2 Tumor Model for Studies on Human Hepatocellular Carcinoma: A MicroRNA-Based Study. Journal of Clinical Medicine. 4, 1989-1997 (2015).
  26. Kreuter, K. A., et al. Development of a rabbit pleural cancer model by using VX2 tumors. Comparative Medicine. 58, 287-293 (2008).
  27. Li, S., Ren, G., Jin, W., Guo, W. Establishment and characterization of a rabbit oral squamous cell carcinoma cell line as a model for in vivo studies. Oral Oncology. 47, 39-44 (2011).
  28. Muhanna, N., et al. Multimodal Nanoparticle for Primary Tumor Delineation and Lymphatic Metastasis Mapping in a Head-and-Neck Cancer Rabbit Model. Advanced Healthcare Materials. 4, 2164-2169 (2015).
  29. Tong, H., Duan, L., Zhou, H., Feng, S. Modification of the method to establish a hepatic VX2 carcinoma model in rabbits. Oncology Letters. 15, 22-23 (2018).
  30. Bimonte, S., et al. Induction of VX2 para-renal carcinoma in rabbits: generation of animal model for loco-regional treatments of solid tumors. Infectious Agents and Cancer. 11, 1-8 (2016).
  31. Handal, J. A., et al. Creation of rabbit bone and soft tissue tumor using cultured VX2 cells. Journal of Surgical Research. 179, e127-e132 (2013).
  32. Pezeshki, P. S., et al. Bone targeted bipolar cooled radiofrequency ablation in a VX-2 rabbit femoral carcinoma model. Clinical and Experimental Metastasis. 32, 279-288 (2015).
  33. Wang, Y., et al. Magnetic resonance imaging-navigated argon-helium cryoablation therapy against a rabbit VX2 brain tumor. Experimental and Therapeutic. 9, 2229-2234 (2015).
  34. Zhang, W., et al. Laparotomy cryoablation in rabbit VX2 pancreatic carcinoma. Pancreas. 46, 288-295 (2017).
  35. Xu, L. -Q., Huang, Y. -W., Luo, R. -Z., Zhang, Y. -N. Establishment of the retroperitoneal lymph node metastasis model of endometrial VX2 carcinoma in rabbits and observation of its metastatic features. World Journal of Surgical Oncology. 13, 109 (2015).
  36. Duan, P., Lü, J. Q., Tu, Q. M., Yu, Z. K. Magnetic resonance evaluation of transplanted endometrial carcinoma and its lymph node metastasis in rabbits. Chinese Journal of Cancer Research. 19, 201-205 (2007).
  37. Huang, Y. -W., et al. VEGF-c expression in an in vivo model of orthotopic endometrial cancer and retroperitoneal lymph node metastasis. Reproductive Biology and Endocrinology. 11, 49 (2013).
  38. Kidd, J. G., Rous, P. A transplantable rabbit carcinoma originating in a virus-induced papilloma and containing the virus in masked or altered form. J Exp Med. 71 (6), 813-838 (1940).
  39. Shope, B. R. E., Hurst, B. E. W. Infectious papillomatosis of rabbits. , (1933).
  40. Galasko, C. S. B., Haynes, D. W. Survival of VX2 carcinoma cells in vitro. European Journal of Cancer. 12 (1965), 1025-1026 (1965).
  41. Osato, B. Y. T., Ito, Y. In vitro Cultivation And Immunofluorescent Studies Of Transplantable Carcinomas Vx2 And Vx7. , Laboratory of Viral Oncology, Research Institute, Aichi Cancer Center. Nagoya, Japan. (1967).
  42. Easty, D. M., Easty, G. C. Establishment of an in vitro cell line from the rabbit VX2 carcinoma. Virchows Archiv B Cell Pathology Including Molecular Pathology. 39, 333-337 (1982).
  43. Liu, X., et al. Establishment and characterization of a rabbit tumor cell line VX2. Zhonghua bing li xue za zhi Chinese Journal of Pathology. 34, 661-663 (2005).
  44. Parvinian, A., Casadaban, L. C., Gaba, R. C. Development, growth, propagation, and angiographic utilization of the rabbit VX2 model of liver cancer: a pictorial primer and “how to” guide. Diagnostic and Interventional Radiology. 20, 335-340 (2014).
  45. Pascale, F., et al. Modified model of VX2 tumor overexpressing vascular endothelial growth factor. Journal of Vascular and Interventional Radiology. 23, 809-817 (2012).
  46. Oshiro, H. The role of the lymphatic system in rabbit models for cancer metastasis research a perspective from comparative anatomy. Okajimas Folia Anatomica Japonica. , 6-7 (2014).
  47. Guan, L., Xu, G. Destructive effect of HIFU on rabbit embedded endometrial carcinoma tissues and their vascularities. Oncotarget. 8, 19577-19591 (2017).
  48. Oshiro, H., et al. Establishment of successively transplantable rabbit VX2 cancer cells that express enhanced green fluorescent protein. Medical Molecular Morphology. 48, 13-23 (2015).
  49. Graur, D., Duret, L., Gouyt, M. Phylogenetic position of the order Lagomorpha (rabbits, hares and allies). Nature. 379, 333-335 (1996).
  50. Bõsze, Z., Houdebine, L. M. Application of rabbits in biomedical research: A review. World Rabbit Science. 14, 1-14 (2006).
  51. Kyotani, S., et al. A study of cis-diamminedichloroplatinum(II) suppositories for the treatment of rabbit uterine endometrial carcinoma. Biological and Pharmaceutical Bulletin. 16, 55-58 (1993).
  52. Harima, Y., Harima, K., Hasegawa, T., Shikata, N., Tanaka, Y. Histopathological changes in rabbit uterus carcinoma alter transcatheter arterial embolization using cisplatin. Cancer Chemotherapy and Pharmacology. 38, 317-322 (1996).
  53. Huang, Y. W., et al. Tumor-induced VEGF-C overexpression in retroperitoneal lymph nodes in VX2 carcinoma-bearing rabbits. Drug Design, Development and Therapy. 9, 5949-5956 (2015).
  54. Bio-Rad. Real-Time PCR Applications Guide. , Bulletin 5279 (2006).
  55. Taylor, S., et al. A practical approach to RT-qPCR—publishing data that conform to the MIQE guidelines. BioRad Bulletin. , 5859 (2009).
  56. Rhee, T. K., et al. Rabbit VX2 Tumors as an Animal Model of Uterine Fibroids and for Uterine Artery Embolization. Journal of Vascular and Interventional Radiology. 18, 411-418 (2007).
  57. Takahashi, K., et al. Development of a mouse model for lymph node metastasis with endometrial cancer. Cancer Science. 102, 2272-2277 (2011).

Tags

Cancerforskning endometriecancer Ortoämne cancer modell VX2 cell Line lymfadenopati kanin modell kirurgisk modell cellkultur
En ortotopisk endometriecancer modell med retroperitoneal lymfadenopati tillverkad av in vivo propagerade och odlade VX2 celler
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Philp, L., Chan, H., Rouzbahman, M., … More

Philp, L., Chan, H., Rouzbahman, M., Rostami, A., Ding, L., Bratman, S. V., Akens, M. K., Irish, J. C., Bernardini, M. Q., Zheng, G. An Orthotopic Endometrial Cancer Model with Retroperitoneal Lymphadenopathy Made From In Vivo Propagated and Cultured VX2 Cells. J. Vis. Exp. (151), e59340, doi:10.3791/59340 (2019).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter