Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Medicine
Click here for the English version

Medicine

Funksjonelle og fysiologiske metoder for evaluering av median nerveregenerering i rotten

Published: April 18, 2020 doi: 10.3791/59767
Automatic Translation
*1,2, *3, 4,5, 1, 6, 7, 7, 7, 7, 7, 3, 4,5, 1
1Anatomy Department, NOVA Medical School, 2Plastic and Reconstructive Surgery Department and Burn Unit, Centro Hospitalar de Lisboa Central, 3Physics Department, Faculty of Sciences and Technology, LIBPhys, 4Glycoimmunology, CEDOC, NOVA Medical School, 5UCIBIO, Life Sciences Department, Faculty of Sciences and Technology, Universidade NOVA de Lisboa, 6Tissue Repair Unit, CEDOC, NOVA Medical School, 7Pathology Department, Centro Hospitalar de Lisboa Central
* These authors contributed equally

Summary

Presentert er en protokoll for å produsere ulike typer median nerve (MN) lesjoner og reparasjon i rotten. I tillegg viser protokollen hvordan man evaluerer den funksjonelle utvinningen av nerven ved hjelp av flere ikke-invasive atferdstester og fysiologiske målinger.

Abstract

Hovedmålet med denne undersøkelsen er å vise hvordan man lager og reparerer ulike typer median nerve (MN) lesjoner i rotten. Videre presenteres ulike metoder for simulere postoperativ fysioterapi. Flere standardiserte strategier brukes til å vurdere motor- og sensorisk gjenoppretting ved hjelp av en MN-modell av perifer nervelesjon og reparasjon, og dermed tillate enkel sammenligning av resultatene. Flere alternativer er inkludert for å gi et postoperativt fysioterapilignende miljø til rotter som har gjennomgått MN-skader. Til slutt gir papiret en metode for å evaluere utvinningen av MN ved hjelp av flere ikke-invasive tester (dvs. gripetest, pin stikktest, stigetrinnsgangtest, tauklatringstest og gangsporanalyse) og fysiologiske målinger (infrarød termografi, elektroneuromyografi, fleksjonsstyrkeevaluering og flexor carpi radialis muskelvektbestemmelse). Derfor synes denne modellen spesielt hensiktsmessig å gjenskape et klinisk scenario, noe som letter ekstrapolering av resultater til den menneskelige arten.

Selv om isjiasnerven er den mest studerte nerven i perifer nerveforskning, presenterer analyse av rotten MN ulike fordeler. For eksempel er det en redusert forekomst av felles kontrakturer og automutilasjon av det berørte lemmet i MN lesjonsstudier. Videre er MN ikke dekket av muskelmasser, noe som gjør disseksjonen enklere enn isjiasnerven. I tillegg observeres MN-utvinning tidligere, fordi MN er kortere enn isjiasnerven. MN har også en parallell bane til ulnarnerven i armen. Derfor kan ulnarnerven lett brukes som nervetransplantat for å reparere MN-skader. Til slutt ligger MN hos rotter i forbenet, beslektet med det menneskelige øvre lem; hos mennesker er øvre lem stedet for de fleste perifere nervelesjoner.

Introduction

Perifere nervelesjoner forekommer regelmessig som følge av traumer, infeksjon, vaskulitt, autoimmunitet, malignitet og/eller strålebehandling1,2. Dessverre fortsetter perifer nervereparasjon å presentere klinisk uforutsigbare og ofte skuffende resultater3,4. Det er utbredt enighet om at betydelig grunnleggende og translasjonell forskning fortsatt er nødvendig for å forbedre utsiktene til de berørte4,5,6,7.

Rotte-MN viser store likheter medmennesker8,9 ( Figur1). Denne nerven stammer fra brachial plexus i aksillærregionen, og går ned i det mediale aspektet av armen, når albuen og forgrener seg til de fleste musklene i lufterommet i underarmen. MN når hånden, hvor den innervates thenar musklene og de to første lumske musklene samt til en del av rottens hånd hud9 (Figur 1).

Ved hjelp av rotte MN er det mulig å tilstrekkelig replikere perifere nervelesjoner hos mennesker10,11,12. Denne nerven har flere potensielle forskningsfordeler i forhold til den vanligvis brukte isjiasnerven. Fordi MN ligger i forbenet av rotter (beslektet med de menneskelige øvre lemmer), kan det bli skadet eksperimentelt med en mye mindre innvirkning på rottens velvære, sammenlignet med isjiasnerven, som innervates en betydelig del av bekkenlemmet13. I tillegg, hos mennesker forekommer de fleste kliniske lesjoner i øvre lem, noe som tilsvarer rottens forben10,11,12,14,15,16.

Dette papiret viser hvordan man produserer forskjellige typer MN-lesjoner i rotten. Videre presenteres ulike måter å simulere postoperativ fysioterapi på. Til slutt er tester for å evaluere funksjonell gjenoppretting av MN beskrevet. Det finnes flere standardiserte strategier tilgjengelig for å vurdere motor- og sensorisk gjenoppretting ved hjelp av en MN-modell av perifer nervelesjon og reparasjon, og dermed tillate en enkel sammenligning av resultater. MN-modellen er spesielt egnet til å gjenskape det kliniske scenariet, noe som letter ekstrapolering av resultater til den menneskelige arten.

Protocol

Alle prosedyrer som involverer dyreforsøk ble godkjent av Institutional Animal Care and Use Committee og Ethical Committee ved Nova University Medical School, Lisboa, Portugal (08/2012/CEFCM).

1. Median nervekirurgi

MERK: Følg aseptisk teknikk under operasjonen. Bruk personlige verneinstrumenter (PE) og bruk en steril kirurgisk kjole17. Autoklav alle nødvendige kirurgiske instrumenter før operasjonen (se Materialtabellen).

  1. Bruk 12 uker gamle Wistar-rotter. Gi dem ad libitum mat og vann med 12 h lyse-mørke sykluser 7 dager før operasjonen. Før anestesi, veie rotten for å bestemme mengden av bedøvelse som kreves.
  2. Bedøve rotten med en intraperitoneal injeksjon av en blanding av ketamin (40–80 mg/kg kroppsvekt) og xylazin (5–10 mg/kg kroppsvekt). Se etter dybden av anestesi ved mangel på respons på en tå klemme og ved å observere respirasjon rate gjennom hele prosedyren18,19. Gi ekstra analgesi hvis en respirasjonshastighet over 110 sykluser /min eller motorrespons på tåklemming observeres18,,20.
  3. Injiser 1 mg/kg meloksikam subkutant for å gi forebyggende analgesi20,21.
  4. For å unngå hornhinneslitasje under operasjonen, bruk oftalmisk gel til begge øynene.
  5. Bruk en hårfjerningskrem for å fjerne håret over det mediale aspektet til høyre. Når du er ferdig, vask med varm saltvann for å fjerne kremen17.
  6. Legg rotten i supineposisjon på en varmepute. Påfør en jod eller klorhexidinbasert kirurgisk skrubb over det operative området. La den stå i minst 15 s og tørk deretter med etanol. Gjenta programmet 3x. Sørg for at skrubben er i kontakt med huden i minst 2 min før du fortsetter med operasjonen.
    MERK: Kontakt infeksjonskontrollmyndigheten ved forskningsenheten din for alternative protokoller for å forhindre infeksjon på operasjonsstedet19.
  7. Drapere det kirurgiske området17.
    MERK: Utfør alle prosedyrer under strenge aseptiske forhold19.
  8. Øk huden i det mediale aspektet av høyre arm og brystregion til det dype fasciale planet, ved hjelp av et nummer 15 skalpellblad. Cauterize eventuelle blødende kar ved hjelp av en elektrisk cautery.
  9. Del forsiktig brachial fascia, som presenterer som en hvitaktig kappe som dekker musklene, ved hjelp av et termocauteri eller et par stump saks, pass på ikke å skade vaskulære og nervestrukturer i medial aspektet av armen.
  10. Åpne en saks rett under terminal innsetting av pectoralis store muskelen, for å erte denne muskelen bort fra den underliggende aksillære arterien og venen, samt fra terminalgrener av brachial plexus.
  11. Del innsettingav pectoralis store muskelmed en elektrisk cautery. Eksponere og seksjon pectoralis mindre muskel.
  12. Dissekere rett og slett MN fra brachialkarene og fra ulnarnerven fra aksillærregionen opp til albuen. Dette tillater eksponering av de forskjellige terminalgrenene av brachial plexus, nemlig median, ulnar, radial, aksillær og muskel-skjelettnervene (Figur 2).
  13. Skill forskjellige eksperimentelle grupper som beskrevet nedenfor.
    1. Opprett Sham-gruppen ved bare å dissekere MN.
    2. Lag Crush-gruppen ved å komprimere MN i den midterste delen av armen for 15 s ved hjelp av en nummer 5 mikrokirurgi tang, eller et lignende instrument22,23.
    3. Lag Excision-gruppen ved hjelp av et par mikrokirurgisksaks for å avgiftse et 10 mm langt segment fra den sentrale delen av MN i armen. Ligate den proksimale stubben av nerven med en 8/0 Nylon sutur for å hindre aksonal vekst.
    4. Opprett Graft-gruppen ved hjelp av 10 mm lange segmentet av MN som er beskrevet i det siste trinnet, og roter den 180°. Suturer de proksimale og distale stubbene i den seksjonerte MN til nervetransplantatet ved hjelp av avbrutte 10/0 Nylonmasker.
  14. Lukk hudsåret ved hjelp av avbrutte 5/0 Nylonmasker10,24.
  15. Gi postoperativ analgesi med 7 ml kirsebær-flavored paracetamol blandet med 43 ml vann fra springen25 for å oppnå en konsentrasjon på 4,48 mg / ml i 50 ml plast vannflasker gjort tilgjengelig for rotter ad libitum i 3 dager25.

2. Bolig og fysioterapi

  1. La rotter ha kontakt med fysioterapiapparatene 2–4 uker før operasjonen, for å sikre en enklere og raskere tilpasning til treningsinnstillingene. Utfør øvelsene ved å følge prosedyrene nedenfor.
  2. En gang om dagen, plasser hver rotte inne i en individuell fysioterapi sfære, og deretter plassere sfæren i et rom med få hindringer. La rotten ambulate og utforske rommet fritt i en halv time.
  3. Hus rottene individuelt i ensomme bur med inkorporerte løpehjul for å hjelpe dem med å trene.
  4. Danner grupper på 4–5 dyr og huser disse gruppene i personlige bur. Tilpass burene ved å inkludere stiger, tau, løpehjul og andre miljømessige berikende elementer.
  5. Returner individuelle rotter til personlige bur dagen etter operasjonen.
  6. Gjenoppta fysioterapi øvelser 3 dager etter operasjonen.

3. Funksjonelle tester

  1. En uke før du begynner å utføre funksjonelle tester, gjør rotter kjent med matgodbitene som skal brukes som positiv forsterkning. Gi denne forsterkningen etter vellykket gjennomføring av hver test, før og etter operasjonen. Etter den første treningsperioden på 3 uker, gjenoppta alle tester 1 uke etter operasjonen.
  2. Utfør testene om kvelden, når rottene er naturlig mer aktive. Gjenoppta tester 1 uke etter operasjonen.
  3. Utfør gripetesten ved å plassere rotten på et rutenett og løft den med halen, slik at det griper rutenettet med forpotene11,,26. Tilordne en "Positiv" score hvis rotten kan ta tak i rutenettet med begge forpotene. Tilordne en "Negativ" score hvis rotten ikke kan ta tak i rutenettet med den skadde poten.
    MERK: En positiv gripetest indikerer at motorkomponenten i MN fungerer16,,27.
  4. Utfør en Pin Prick Test28,,29.
    1. Lag en plastplattform med et 4 mm x 4 mm firkantet rutenettmønster. Gi støtte til dette rutenettet med en 21 cm lang metallisk ramme.
    2. Plasser rotten på plattformen og dekk til risten med en 15,5 cm x 15,5 cm x 11 cm gjennomsiktig plastboks. Vent i noen minutter til normale aktiviteter (f.eks. utforskende og store grooming) avtar.
    3. Start testen når rotten står stille og står på sine fire poter.
    4. Ved hjelp av et speil, sett inn et asesiometer (f.eks. antall 4 Von Frey hår med en bøyekraft på 25 g) gjennom nettet og poke palmar aspektet av forpoten i huden territorium MN (Figur 1). Gjenta vurderingen 5x på hver forepaw alternativt, venter noen sekunder etter hver evaluering.
    5. Se etter bøying av Von Frey filament30 for riktig evaluering. Score uttakssvarene som følger: "0" for ingen uttaksrespons, "1" hvis rotten sakte fjerner poten fra filamentet, "2" hvis rotten raskt reagerer på stimulansen og fjerner poten eller slikker poten.
      MERK: Hvis ambulation og biting av filamentet observeres, gjenta stimulansen, fordi disse anses tvetydige svar.
  5. Treningsøktene
    MERK: Tren rottene daglig i 3 uker før du utfører operasjonen om kvelden i et lite lysmiljø. Treningsøktene anbefales spesielt for tauklatring, stigetrinn og gangspor tester. Disse kan gjøres i den rekkefølgen som presenteres før, starter med tauklatring test, stige rung, og til slutt gåspor test. La det samme dyret noen minutter hvile før en ny test.
    1. I løpet av den første uken, plasser rotten på den siste tredjedelen av stigen / tau / korridor, nær boksens inngang. Balsam dyret til å bevege seg mot boksåpningen ved å berøre og/eller trekke på spissen av halen. Gi rotten en matgodbit når den kommer inn i esken, slik at den noen sekunder med hvile før du gjentar testen. Gjenta det 5x hver dag i 5 dager.
    2. I løpet av den andre uken, plasser dyret på den andre tredjedelen av stigen / tau / korridor Gjenta trinnene i 3,5.1.
    3. I løpet av den tredje uken, plasser rotten på bunnen av stigen / tau / korridor, på motsatt side av boksens inngang. Gjenta trinnene i 3.5.1, men bare belønne dyret når det fullfører testen riktig.
  6. Utfør stigen rung test.
    MERK: Denne testen brukes til å vurdere forbensstyrke, stepping, plassering og koordinering31.
    1. Plasser rotten nederst på stigen (120 cm x 9 cm x 2 cm med 18 trinn 1,5 cm tykk, mellomrom 4 cm fra hverandre) og berør forsiktig rottens hale. Pass på at stigen er plassert ved en helling på 10° og fører til en 13,20 cm x 11 cm åpning på en mørk tre 31,5 cm x 35 cm x 35 cm boks.
    2. Start timeren når rotten begynner å klatre stigen og stopp timeren når rottens snout krysser boksens inngang.
    3. Registrer tiden og gjenta testen 3x, hver separert minst med et intervall på 1 min.
  7. Tau klatring
    MERK: Denne testen brukes til å vurdere gripestyrke, som er avhengig av MN-gjenoppretting32.
    1. Sett rotten på bunnen av tauet og overtale den til å klatre ved å berøre halen forsiktig. Start timeren når dyret begynner å klatre og stoppe det i det øyeblikket rottenes snout krysser plattformens inngang.
    2. For hver test registrerer du tiden det tar å klatre til plattformen og antall slips av den skadde poten mens rotten klatrer opp i tauet. Vurder testen som er gyldig hvis dyret ikke nøler under oppgaven eller ikke slutter å klatre. Gi rotten en matbit etter at du har utført oppgaven riktig.
    3. Registrer tiden og gjenta testen 3x, hver separert minst med et 1 minutters intervall.
  8. Gåspor
    MERK: Denne testen brukes til evaluering av forelimb motor utvinning33,34.
    1. Sett opp et apparat bestående av en begrenset gangvei 16,5 cm i høyde x 8,7 cm i bredde x 43 cm i lengde. Pass på at dette fører til en rektangulær 8,8 cm x 8,2 cm åpning i en av veggene i en svart tre 23 cm x 36 cm x 28 cm boks. Inkluder en vertikal skyvedør for å lukke boksens inngang raskt. Inkluder en avtagbar topp som skal brukes til å hente rotte33,34.
    2. Legg et stykke grafpapir på korridorens gulv. Ta rotta ved halen og la den holde en maleribørste gjennomvåt i metylenblått. Plasser rotten ved inngangen til korridoren for å få den til å gå inne i boksen. Fjern grafpapiret fra korridorens gulv og gjenta testen til et godt representativt inntrykk av begge forpotene er oppnådd.
    3. Fra de oppnådde utskriftene velger du en med klare påfølgende forpoteutskrifter, fotograferer dem i tiff- eller jpeg-format og måler følgende parametere ved hjelp av open access-programvaren FIJI35.
      MERK: Først kalibrerer du hvert bilde ved hjelp av markeringene i grafpapiret (Analyser | Angi skala) For det andre konverterer du hvert bilde til et 8-biters format (Bilde | Type | 8-biters). Deretter bruker du det rektangulære markeringsverktøyet til å velge poteutskriften. Beskjær denne delen av bildet (Bilde | Beskjær). I hvert bilde markerer du poteavtrykkene og fjerner bakgrunnen ved å terstre bildet (Bilde | Juster | Terskel).
      1. Mål holdningsfaktoren ved å måle potevisningsområdet. Bruk det rektangulære markeringsverktøyet til å velge poteutskriften og trykk på Ctrl + M.
      2. Mål utskriftslengdefaktoren ved å måle den lengste lengden på potevisningen (for trinn 3.8.3.2–3.8.3.6, bruk rettlinjevalgverktøyet for å velge de to fjerneste punktene og trykke på Ctrl + M).
      3. Mål fingerspredningsfaktoren ved å måle den bredeste bredden av poteinntrykket.
      4. Mål mellomliggende fingerspredningsfaktor ved å måle den bredeste bredden mellom andre og tredje fingre.
      5. Mål skrittlengden ved å måle avstanden mellom homologe punkter av påfølgende poteinntrykk på en gitt side.
      6. Mål basen av støtten ved å måle vinkelrett avstand mellom den sentrale delen av poteinntrykket og bevegelsesretningen29,,33,36.
        MERK: Utfør de to siste målingene i to par representative bilaterale potevisninger33.

4. Fysiologiske målinger

  1. Infrarød termografi (IRT)37,38,39.
    1. Sørg for at temperaturen i rommet der målingene skal utføres er mellom 18 °C –25 °C ved bruk av et normalt digitalt hydrotermometer med en termisk oppløsning på 0,1 °C. Sørg for at det ikke finnes betydelige varmekilder (f.eks. datamaskiner eller kjøleskap).
    2. Akklimatiser rottene ved å bringe dem til evalueringsrommet 2 timer før evalueringen. Før du starter eksperimentet, må du bedøve rotten som beskrevet ovenfor (trinn 1.3-1.6) eller følge institusjonens protokoll. Se etter mangelen på respons på en tåklemme før du starter eksperimentet.
    3. Slå på det infrarøde termografiske kameraet 15 min før oppkjøpet og ikke slå det av under evalueringene. Sett emissivitetsparameteren til kameraet slik at den samsvarer med rottens hud (ε = 0,98)37,40,41.
    4. Plasser rotten på dorsumpå en ren og stabil overflate med en polyetylensvamp. Sørg for at det ikke er reflekterende materialer og andre mulige kilder til gjenstander. Fest forpotene forsiktig i supinasjon med dobbel ansiktslimtape. Sett inn et digitalt termometer 2 cm inne i endetarmen for å overvåke rottens sentrale temperatur under alle evalueringer.
    5. Hold det termografiske kameraet i en 90° vinkel og 30 cm avstand fra rotten. Fokuser kameraet på hele dyrets kropp. Få tre infrarøde termografibilder plassert 30 s fra hverandre.
    6. Overfør de oppkjøpte termogramtilene til en datamaskin og analyser dem ved hjelp av analyseprogramvare. Definer temperaturen på plantaroverflaten til begge forpotene ved hjelp av en fast rektangulær interesseområde (f.eks. 9 x 11 piksler) i Plantar-territoriet til MN, for eksempel i midten av den første metacarpal fotputen (Figur 1). Bruk den gratis FLIR Tools-programvaren til å velge termografien ved å dobbeltklikke på den. På venstre verktøylinje velger du knappen "Legg til boksmåleverktøy"og tegn er et rektangel på 9 * 11 piksler over plantarområdet for begge forpotene. Når du justerer rektangelet, kan dimensjonen i piksler bekreftes. Utfør det på begge forpotene. På høyre side av bildet finner du maksimum, minimum og gjennomsnittstemperaturer.
    7. I løpet av den tidligere tegnede avkastningen høyreklikker du og velger eksport. Gjennomsnittlig, maksimum og minimale temperaturer, samt en matrise med temperaturer i avkastningen eksporteres deretter til et CSV-dokument. Disse dataene kan senere utforskes ved hjelp av dataanalyseprogramvare.
  2. Evaluering av elektroneuromyografisk (ENMG)
    1. Sett opp en elektrisk stimulator. Tape et par engangs akupunktur nåler (0,25 mm x 25 mm) med en ubetydelig impedans [<1 Ω]) og 25 mm mellom dem for å lage elektroder for stimulering. Koble nå stimulatoren og elektroden til en datainnsamlingsenhet for å ta innkommende signaler og konvertere dem til digitale signaler som kan behandles med dataprogramvaren.
    2. Utfør evalueringene i samme rom, og alltid under de samme kontrollerte miljøforholdene42,43,44. Klyp forpoten for å sikre at rottene er dypt bedøvet før du starter datainnsamling.
      MERK: Dyp anestesi er av avgjørende betydning for å minimere variasjon forbundet med spontane frivillige og/eller ufrivillige bevegelser av rotter43.
    3. Utsett MN på begge sider under det kirurgiske mikroskopet som beskrevet i trinn 1.8–1.13. Bruk et skalpellblad nummer 15 til å forlenge brachialsnittene i underarmene med et ventral midtlinjesnitt.
    4. Utsett det overfladiske aspektet av flexor digitorum sublimis muskler ved å skille den overliggende antebrachial fascia ved hjelp av iris saks. Sett inn den bakken nål i quadriceps femoris muskelen i venstre bakben for å koble signalet bakken plugg.
    5. Start med riktig forpote og plasser opptakselektrodene i flexor digitorum sublimis muskelmagen i forpoten og stimuleringselektroden proksimal til lesjonsstedet i MN. Fukt disse elektrodene med saltvann.
    6. Kontroller at programvaren er angitt som følger: kanalinngangsport 1 (CH1) – stimulator til 0–10 V; og kanalinngangsport 2 (CH2) - EMG til 30–1000 Hz. Start med å velge en stimuleringsamplitude på 10 mV og registrere sammensatte muskelvirkningspotensialer CMAP-prøverate på 50 kHz i en varighet på 40 000 ms. Øk gradvis stimuleringsamplituden i 10 mV-trinn til du når 2000 mV. Gjenta det samme for venstre pote42,,43,44.
      MERK: Signalet forsterkes til 1000 x og filtreres med et 30–1000 Hz-bånd. Stimuleringseffekten er satt for en enkelt puls med en varighet på 1 ms42,43,44.
    7. Åpne den innspilte filen i programvaren for opptaksapparatet.
      MERK: Som standard vil skjermen vise kulevinduer øverst i rødt, stimulatorpulser, og under i blått vil opptakeren ENMGs. Hvis du skyver det horisontale rullefeltet under tidsskalaen, kan visualiseringav hele posten visualiseres. De to hovedverktøyene, Zoom Zoom-verktøyet og I-Beam-verktøyet , er nederst til høyre i panelet. Ved hjelp av Zoom Zoom-verktøyeter det mulig å optimalisere visualiseringen av CMAP-ene og utforske grafikken. For å garantere en god tilpasning på visualiseringsskjermen, kan det være nødvendig å justere skjermen etter zooming. Hvis du vil gjøre dette, velger du Vis| Autoskalerbølgeskjemaer. I-stråleverktøyet tillater valg av bestemte områder av grafene og ytelsen til de ønskede målingene. På toppen av grafene er det tre små vinduer der målingene vises. P-P viser den gjennomsnittlige amplitudeverdien for det valgte området i volt (både i stimulatorposten og i ENMGs), mens Delta-T viser tidsintervallet for dette valget.
    8. Mål parametrene fra sammensattmuskelvirkningspotensial (CMPAer, beskrevet i tabell 1) ved hjelp av homonymous måleverktøy fra programvarepluggen i "Verktøykasse for uovervåket klassifisering av MUAP og virkningspotensialer i EMG"45.
    9. For hver rotte, bestemme en minimal verdi av stimuleringsspenning etter som CMAP amplitude ikke øker ytterligere. Start fra en 0,05 mV stimulans, og gi påfølgende økende stimuli i inkrementelle spenninger på 0,05 mV.
    10. Påfør en stimulans 20% over denne spenningen for å oppnå en overenmaksimal stimuleringsverdi.
    11. Når den sistnevnte verdien er bestemt og den tilsvarende stimulansen som er brukt, registrerer du de neste CMAP-parameterne.
  3. Fleksistyrkeevaluering
    1. Bruk de samme stimulator- og stimuleringselektrodene til å stimulere MN elektrisk som i trinn 4.2. Angi inngangskanalen CH1 som stimulator (0–10 V) og utgangsinnstillingene for stimulivarighet på 30 s med pulser på 1 ms varighet og 1 Hz frekvens. Koble et dynamometer, med en oppløsning på d = 0,001 N til en datamaskin.
      MERK: Sanntidsvisualisering av data kan oppnås ved å bygge en kraftplott per gang (I/s) ved hjelp av programvaren som tidligere er installert på datamaskinen og koblet til et dynamometer46.
    2. Plasser rotten som beskrevet i trinn 4.1.4. Plasser en 5/0 silkesutursløyfe gjennom det andre interosseous rommet til begge forpotene. Fest suturløkken til dynamometerkroken og forpoten på linje med dynamometeret uten å sette overdreven belastning på suturlinjen.
    3. Fest den kontralaterale poten med tape for å unngå falske bevegelsesforstyrrelser i dynamometeravlesningene.
    4. Sett dynamometeret til null ved ZERO å klikke på ZERO-knappen.
    5. Juster stimulatoren til en overlagsamplitudestimulering på 1,5 V ved å justere spenningsknuten.
    6. Åpne programvaren AFH-01 på PC-en. Åpne skilletegnet "Enhet" og velg enheten FH5. Opprett en ny fil ("Målinger1"er navnet som er angitt som standard) og gi nytt navn til filen.
    7. Plasser elektroden på den proksimale delen av MN, klikk på spill nederst i programmet, ta opp trekk på dynamometeret for 30 s.
    8. Importer verdiene som er innhentet til en dataanalyseprogramvare. Beregn maksimums- og gjennomsnittskraftverdiene og området under kurven (AUC) for styrken x tidsgrafen for hver evaluering.
    9. Gjenta for venstre forpote.
  4. Muskel vekt
    1. Euthanize rotter under generell anestesi ved exsanguination47,48.
    2. Høst flexor carpi radialis muskel fra begge underarmene, dissekere muskelen fra sin opprinnelse til sin distale sene innsetting, ved hjelp av en nummer 15 skalpell blad.
    3. Veie musklene med en presisjonskala9,49.

Representative Results

Totalt 34 rotter ble tilfeldig delt inn i følgende grupper: Sham (n = 17), Excision (n = 17) og Nerve Graft (n = 10) for operasjonen. Alle rotter overlevde kirurgi og den postoperative perioden uneventfully. En uke etter operasjonen og i de påfølgende 100 dagene gjennomgikk alle dyrene de funksjonelle testene beskrevet ovenfor en gang i uken. De representative resultatene av hver av disse testene er beskrevet nedenfor.

Gripe test

Prosentandelen av rotter med positiv respons i gripetesten var høyest for Sham-gruppen. Denne verdien økte gradvis over tid hos rotter fra Crush- og Nerve Graft-gruppene (Figur 3).

Pin Stikk Test

Rotter fra Sham-gruppen hadde de beste poengsummene i den kumulative pin-stikktesten i forhold til rotter fra Nerve Graft-gruppen. Begge hadde bedre score enn rotter i Excision-gruppen (Figur 4).

Stigen kjører test

Rottenes hastighet i stigen kjører test var høyest i Sham gruppen enn i rotter sendt til MN lesjon. Blant sistnevnte hadde tiden til å kjøre stigen en tendens til å avta over tid, parallelt MN utvinning (Figur 5).

Tau Test

Som i stigen kjører test, tiden rotter tok for å klatre tauet var kortere i Sham gruppen sammenlignet med gruppene der MN ble skadet. Rotters hastighet i denne testen økte når MN fikk lov til å gjenopprette (figur 6).

Analyse av gangspor

Analyse av turstier hadde en tendens til å vise endringer i morfologien til poteutskrifter (Figur 7). Disse endringene ble ofte mer uttalt i knusende skader enn i segmental nerve lesjoner50.

Infrarød termografi

Termografi var nyttig når du undersøkte temperaturforskjeller mellom forpotene i de første 30 dagene etter operasjonen. Temperaturforskjellene var mer merkbare hos rotter med en mer alvorlig skadet MN, slik som hos de fra avgiftsgruppen (figur 8 og figur 9).

Elektroneuromyografi

Tabell 1 oppsummerer den biologiske betydningen av elektroneuromyografimålingene, noe som gir representative resultater for de ulike eksperimentelle gruppene. Ulike mønstre ble observert med elektroneuromyografi. En normal CMAP var typisk for en rotte fra Sham-gruppen, mens en polyphasic CMAP var forbundet med en variabel grad av lesjon av MN, som i Crush og i Nerve Graft-gruppene (Figur 10). I excision-gruppen ble det ikke observert noen CMAT-er.

Håndleddet Fleksjon Styrke

Gitt at håndleddet fleksjon er hovedsakelig avhengig av MN, denne testen ble brukt til å evaluere motor utvinning i denne nerven territorium. Håndleddsfleksjonsstyrken var nærmest normal når restitusjonen var maksimal (Figur 11).

Muskelvekt og morfologi

Vekten og morfologien til flexor carpis radialis muskelen var avhengig av MN utvinning, da denne muskelen er innervert utelukkende av MN9,10. Dermed ble normal vekt og morfologi observert i Sham-gruppen. Et tap av vekt og muskeltrosme ble observert i crush, nerve transplantat,og excision grupper (Figur 12).

Figure 1
Figur 1: Skjematisk representasjon av anatomien til rottemens mediannerve.
(1) Opprinnelse og avslutning av mediannerven i rottehjernen (grønt område = primærmotorområde; blått område = primær sensorisk område). (2) Tverrgående del av ryggmargen ved C7 segmentnivå; (3) Aksillær nerve; (4) Muskel-skjelettnerve; (5) Radial nerve; (6) Median nerve; (7) Ulnar nerve; (8) Mediale kutan gren av armen; (9) Mediale kutan gren av underarmen; (10) Aksillær arterie; (11) Brachial arterie; (12) Median arterie; (13) Overfladisk radial arterie; (14) Ulnar arterie; (15) Motor gren av median nerve til pronator teres muskel; (16) Motor gren av median nerve til flexor carpis radialis muskel; (17) Motorgren av median nerven til flexor digitorum overfladiske muskel; (18) Motor gren av median nerve til flexor digitorum profundus muskel; (19) Sensorisk gren av median nerven til thenar-regionen; (20) Vanlig palmar arterie av den første interosseous plass; (21) Radial palmar digital arterie av det første sifferet; (22) Motorgren av median nerven til thenarmusklene; (23) Palmar arteriell bue; (24) Radial palmar digital nerve av det første sifferet; (25) Ulnar palmar digital nerve av det første sifferet; (26) Vanlig palmar arterie av den tredje interosseous plass; (27) Motorgrener av terminaldivisjonene i mediannerven til de tre første lumske musklene; (28) Ulnar palmar digitale nerver av andre, tredje og fjerde sifre; (29) Ulnar palmar digitale arterier til fjerde og femte sifre; (30) Radial palmar digitale nerver av andre, tredje og fjerde sifre; (31) Radial palmar digital arterie av femte siffer; (32) Hudterritorium av median nerven i forpoten (blåskygget region). Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 2
Figur 2: Fotografi av rottebenets høyre forben som viser den kirurgiske anatomien til mediannerven i armen og aksillære regioner.
Cr, kranial; Meg, medial Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 3
Figur 3: Prosentandel av rotter med en positiv gripetest i den forskjellige eksperimentelle gruppen over en periode på 100 dager etter operasjonen. Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 4
Figur 4: Nociception evaluering ved hjelp av kumulativ pin stikk test resultater i den opererte forpoten normalisert til den kontralaterale poten i de forskjellige eksperimentelle gruppene.
Vertikale stolper representerer 95 % konfidensintervaller. Vannrette linjer i den øvre delen av figuren angir statistisk signifikante forskjeller mellom eksperimentelle grupper, ***p<0.001. Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 5
Figur 5: Gjennomsnittlig hastighet i stigen kjører test i de ulike eksperimentelle grupper.
Vertikale stolper representerer 95 % konfidensintervaller. Stjerner i den øvre delen av figuren indikerer statistisk signifikante forskjeller mellom grupper, *p<0.001. Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 6
Figur 6: Gjennomsnittlig klatrehastighet i tautesten i Sham- og Excision-gruppene.
Vertikale stolper representerer 95 % konfidensintervaller. Stjerner i den øvre delen av figuren viser statistisk signifikante forskjeller mellom grupper, *p<0.05; **p<0.01. Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 7
Figur 7: Gåsporparametere i de ulike eksperimentelle gruppene.
Verdier på det opererte lemmet uttrykkes som prosentandeler av midler normalisert til det kontralaterale lemmet. (A) Holdningfaktor; (B) Utskriftslengde; (C) Finger spredningfaktor; (D) Mellomliggende finger spredningfaktor; (E) Skrittlengde; (F) Støttebase. Vertikale stolper representerer 95 % konfidensintervaller. Horisontale linjer i den øvre delen av figuren indikerer statistisk signifikante forskjeller mellom eksperimentelle grupper. D30, D60, D90 = 30, 60 og 90 dager etter operasjonen, *p<0,05; **p<0.01; p<0.001. Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 8
Figur 8: Gjennomsnittlig temperaturforskjell registrert ved infrarød termografi.
Boksen plott representerer temperaturforskjellen mellom palmar regionen av median nerve på den opererte siden (høyre side) og kontralateral side (venstre) i Sham (n = 17) og Excision (n = 17) grupper, * p <0,05; **p<0.01. Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 9
Figur 9: Typisk infrarød termografimønster av et dyr fra eksisjonsgruppen i løpet av de første 45 dagene etter operasjonen. Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 10
Figur 10: Typiske mønstre av Compound Muscle Action Potensialer (CMAp) fra et dyr fra Sham og Nerve Graft grupper 90 dager etter operasjonen. Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 11
Figur 11: Evaluering av håndleddsfleksjonsstyrke på begge forpotene 90 dager postoperativt i forskjellige eksperimentelle grupper.
Håndleddsfleksjonsstyrke ble vurdert ved hjelp av området under kurven (AUC) over en tidsperiode på 30 s og ved bruk av supratetanisk stimulering. Vertikale linjer betegner 95 % konfidensintervaller. Vannrette linjer i den øvre delen av figuren uthevestatistisk signifikante forskjeller mellom grupper, **p<0,01. Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 12
Figur 12: Flexor carpi radialis muskelvekt og makroskopisk utseende 100 dager etter operasjonen.
(A) Boksplott som viser normalisert flexor carpi radialis muskelvekt i forskjellige eksperimentelle grupper, ** p<0.01; p<0.001. (B) Fotografier av musklene på høyre og venstre side i Sham og Excision eksperimentelle grupper. Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Parameteren Parameter betydning Sham-gruppen Excision gruppe NG-gruppen
Nevrologisk stimuleringsterskel (%) Evaluering av nerveregenerering, da det er et minimalt antall nervefibre som kreves for å produsere enten en CMAP eller en synlig muskelsammentrekning12 281,63 ± 271,65 5359,98 ± 3466,52 2108,12 ± 2115,13
Terskel for motorstimulering (%) Evaluering av nerveregenerering, da det er et minimalt antall nervefibre som kreves for å produsere enten en CMAP eller en synlig muskelsammentrekning12 462,52 ± 118,91 1694,10 ± 503,24 1249,50 ± 503,24
Ventetid (%) Vurdering av nerveledningshastighet i de raskeste nervefibrene, det vil si de største myelinated fibrene44 113,55 ± 25,04 N/a 132,80 ± 69,95
Nevromuskulær transduksjonshastighet (%) Vurdering av nerveledningshastighet i de raskeste nervefibrene, det vil si de største myelinated fibrene44 92,01 ± 20,88 N/a 91,30 ± 26,51
CMAP amplitude (%) Evaluering av antall reinnervated motorenheter34 110,63 ±45,66 N/a 41,60 ± 24,84
CMAp-varighet (%) Vurdering av synkronisering av muskelinnerver, som er avhengig av graden av muskelreinnervation og myelinasjon av innervating motorfibre44,45 101,12 ± 23,92 N/a 151,06 ± 54,52
NG, nerve graft
CMAPs, sammensattmuskel virkning potensial.
I/T, ikke anvendelig
Alle parametere uttrykkes som prosenter av de gjennomsnittlige kontralaterale verdiene.
Numeriske variabler uttrykkes som gjennomsnittlig ± standardavvik.

Tabell 1: Elektroneuromyografisk vurdering på slutten av eksperimentet.

Discussion

Dette papiret presenterer en protokoll for å lage forskjellige typer MN-lesjoner og reparasjon i rotten. I tillegg illustrerer det hvordan man evaluerer funksjonell gjenoppretting av denne nerven ved hjelp av flere ikke-invasive atferdstester og fysiologiske målinger.

Spesielt er flere av de funksjonelle testene som er beskrevet i dette papiret, nemlig Ladder Running Test og Rope Test, betydelig avhengig av rottens vilje til å utføre oppgaven med forventning om å oppnå matbelønningen51,52,53. Det bør bemerkes at visse rottestammer er mer mottagelige for trening og utfører reproduserbart i denne typen tester51,52,53. For eksempel utfører Lewis rotter dårlig i disse testene både i treningsfasen og deretter51,52,53.

Rotteboliger bør tillate god bevegelsesfrihet i samsvar med deres naturlige utforskende atferd, i tillegg til å tillate eksperimentelle dyr å bli kjent med noen av elementene som finnes i de funksjonelle testene19. Derfor vises ulike former for boliger som gir høyere bevegelsesfrihet. De store burene er tilpasset med berikelseselementer som senere brukes i funksjonstestene (f.eks. tau og stiger).

Uten tvil gir disse berikende elementene samt burene med inkorporerte løpehjul og de enkelte treningssfærene en form for postoperativ fysioterapi som ligner på det som tilbys til menneskelige pasienter som drives på det perifere nervesystemet10.

Betydelig, selv om noen forfattere talsmann dissekere subkutan vev og muskel fasciae rett eller ved ren skjæring med en nummer 15 skalpell, bruk av termocautery når dissekere disse strukturene anbefales å minimere risikoen for postoperativ hematom.

Det bør bemerkes at mange tester har blitt utviklet for å teste ulike aspekter av perifer nerve reparasjon i rotten, nemlig aksonal regenerering, mål reinnervation, og funksjonell utvinning, hvorav noen er utenfor omfanget av denne studien29,54,55,56. For eksempel, kinematisk analyse29,36,55 og histomorphometric vurdering29,36,57 er allment ansatt av flere forfattere. I tillegg innebærer flere av disse testene variasjoner for å maksimere effektiviteten og/eller reproduserbarheten54. For eksempel kan mekanisk algisemetri (dvs. evaluering av svar på mekaniske smertefulle stimuli) vurderes kvalitativt ved hjelp av en gitt von Frey filament, som beskrevet i dagens papir, eller semikvantitativt ved hjelp av suksessivt sterkere von Frey filamenter, eller til og med kvantitativt ved hjelp av elektroniske enheter som bruker økende trykk til en tilbaketrekkingsrespons observeres30,54.

På samme måte, selv om flere forfattere bruker gangsporanalyse for å evaluere forbensnervereparasjon i rotten, hevder andre forfattere at enkle MN-lesjoner ofte ikke klarer å produsere reproduserbare endringer i poteavtrykk10,58,59. Videre har noen uttalt at disse endringene ikke kan være proporsjonal med muskelutvinning10,60. Med dette i tankene har noen forskere tatt til orde for bruk av gangsporanalyse i forpoten hovedsakelig når de vurderer utvinning etter å ha knust neve lesjoner i stedet for etter segmental nerverekonstruksjon10,50,61.

Gripetesten er mye brukt til å evaluere motorutvinning av musklene som styres av MN16,27. For å garantere ensartethet og reproduserbarhet av dataene som er oppnådd med denne testen, anbefales det å bruke gripetesten ved hjelp av den veletablerte metodikken foreslått av Bertelli et al.16. Imidlertid er den nåværende protokollen forskjellig ved at den ikke rutinemessig immobiliserer den kontralaterale poten for å forhindre utilbørlig stress11,27. Det bør også bemerkes at andre forfattere, etter immobilisering av den uskadede poten, kvantitativt vurdere Gripetesten ved hjelp av et dynamometer eller en skala27,56. Denne kvantitative evalueringen kan imidlertid påvirkes av styrken forskeren bruker på rottehalen26. Videre er det vanskelig å skille mellom styrken som genereres av de digitale flexormusklene (utelukkende innermet av MN i rotte og gjenstand for Grasping Test9) fra styrken som produseres av håndleddet flexors, som inkluderer flexor carpi ulnaris som mottar sin innervering fra ulnar nerve9,10,27. For å prøve å omgå disse potensielle skjevheter, denne protokollen bruker en ordinal skala som ligner på Medical Research Council Scale vanligvis brukes til å vurdere muskelstyrke hos mennesker10,11,62. Alternativt har andre forfattere beskrevet detaljert vurdering av å gripe ved hjelp av videoanalyse og et videobasert poengsystem11,63.

En potensiell ulempe ved å bruke MN sammenlignet med isjiasnerven er at en større mengde informasjon er tilgjengelig om sistnevnte nerve. Dette kan i sin tur gjøre sammenligning av data innhentet med MN med tidligere eksperimentelle verk vanskeligere46,48,64. I tillegg gjør den mindre størrelsen på MN sammenlignet med isjiasnerven kirurgisk manipulasjon mer utfordrende8,12,27,56,65.

I motsetning til metodikken som er beskrevet i dette papiret, kan elektroneuromyografievalueringen utføres ved hjelp av transkutane monopolelektroder plassert i armen og thenarområdene51. Til tross for å være mindre invasiv, bærer denne metoden risikoen for potensiell forvirring på grunn av muligheten for kostimulering av ulnarnerven i armområdet9,51.

De fleste forfattere er enige om at ikke alle tester som brukes i rotten gir konkordans resultater, da perifer nervereparasjon avhenger av et komplekst utvalg av faktorer, bestående av nevronoverlevelse, aksonal forlengelse og beskjæring, synaptogenese, vellykket gjenfangst av denervated sensoriske organer og motoriske enheter, og hjerneplastisitet7,,10,50,,66,67.

Til slutt bør det bemerkes at en betydelig påminnelse om gnagermodeller er at rotteperifere nerver er mye nærmere deres endeorganer og har mye mindre tverrsnittsområder enn de homologe menneskelige strukturer. Denne størrelsesforskjellen garanterer imidlertid raskere eksperimentelle data hos gnagere, og bedre samlede resultater hos rotter sammenlignet med mennesker forventes68. Faktisk advarer flere forfattere om at omsorg må brukes når du prøver å ekstrapolere eksperimentelle data innhentet i perifer nervereparasjon ved hjelp av gnagere til mennesker7,69. Primate modeller anses mer sammenlignbare70. Likevel er deres bruk forbundet med vexing etiske, logistiske og budsjettbegrensninger71.

Selv om isjiasnerven er den mest brukte nerven i perifer nerveforskning, gir rotten MN flere fordeler. For eksempel er MN-lesjoner forbundet med en mindre forekomst av felles kontrakturer og automutilation av den berørte poten11,12,16,56. Betydelig, autotomi etter isjiasnerve transseksjon rammer 11-70% av rotter. Dette kan gjøre gjeldende evalueringer som den sciatic indeksen umulig14. Dette gjør i sin tur anslaget over antall dyr som kreves for å få en gitt statistisk kraft tungvint15.

I tillegg, da MN er kortere enn isjiasnerven, observeres nerveutvinning tidligere58,72,73,74,75,76. Videre er MN ikke dekket av muskelmasser, noe som gjør sin disseksjon teknisk enklere enn den isjiasnerve16. I tillegg har MN en parallell bane til ulnarnerven i armen. Derfor kan ulnarnerven lett brukes som nervetransplantat for å reparere MN-skader. Til slutt, hos mennesker, forekommer de fleste perifere nervelesjoner i øvre lem, som ytterligere støtter bruken av denne nerven i rotten77,78.

Uten tvil er gnagere de eksperimentelle dyrene som oftest brukes i riket av perifer nervereparasjon48,79. Som vist er rotte MN en praktisk modell av perifer nervelesjon og reparasjon. Faktisk er det flere standardiserte strategier tilgjengelig for å vurdere motor- og sensorisk gjenoppretting, noe som tillater en enklere sammenligning av resultater36,46,60,80,81,82. Mange av disse metodene er ikke-invasive, noe som åpner for daglig vurdering.

Videre er fysioterapi en del av standarden for behandling av pasienter som gjenoppretter fra perifere nerveskader. Som vist i denne artikkelen, er det flere strategier for å gi et postoperativt fysioterapilignende miljø til rotter sendt til MN-skader4,5. Derfor er denne modellen spesielt egnet til å gjenskape det kliniske scenariet, noe som letter ekstrapolering av resultater til den menneskelige arten12,27,48,56,58,83.

Som vist i dette papiret, er flere standardiserte strategier tilgjengelige for å vurdere motor- og sensorisk gjenoppretting i MN-modellen av rotten. De fleste av disse er ikke-invasive prosedyrer, noe som gir hyppig vurdering. Videre, som de fleste perifere nervelesjoner i den menneskelige arten forekommer i øvre lem, kan de nevnte eksperimentelle fysioterapiinnstillingene mer treffende etterligne utvinning i klinisk sammenheng. Uten tvil kan dette lette ekstrapolering av resultater til den menneskelige arten, ytterligere validere bruken av denne nerven i rotten.

Disclosures

Forfatterne har ingenting å avsløre.

Acknowledgments

Diogo Casal mottok et stipend fra The Program for Advanced Medical Education, som er sponset av Fundação Calouste Gulbenkian, Fundação Champalimaud, Ministério da Saúde e Fundação para a Ciência e Tecnologia, Portugal. Forfatterne er veldig takknemlige til Mr. Filipe Franco for den illustrerende tegningen i figur 1. Forfatterne vil gjerne takke den tekniske hjelpen til Mr. Alberto Severino i å filme og redigere videoen. Til slutt vil forfatterne takke Ms. Sara Marques for hennes hjelp i alle logistiske aspekter knyttet til dyreoppkjøp og vedlikehold.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Acetaminophen Amazon https://www.amazon.com/Childrens-Tylenol-grape-flavor-ages/dp/B0051VVVZG
Acland clamps Fine Science Tools 00398 V http://www.merciansurgical.com/aclandclamps.pdf
Acland Single Clamps B-1V (Pair) Fine Science Tools 396 http://www.merciansurgical.com
Biogel Surgical Gloves Medex Supply 30465 https://www.medexsupply.com
BSL Analysis BIOPAC Systems https://www.biopac.com/
Castroviejo needle holders Fine Science Tools 12565-14 http://s-and-t.ne
Clamp applicator Fine Science Tools CAF-4 http://www.merciansurgical.com/acland-clamps.pdf
Constante voltage stimulator BIOPAC Systems STM200 https://www.biopac.com/product/constant-voltage-stimulator-unipolar-pulse/
Cutasept skin disinfectant Bode Chemie http://www.productcatalogue.bode-chemie.com/products/skin/cutasept_f.php
Dafilon 10-0 G1118099 http://www.bbraun.com/cps/rde/xchg/bbraun-com/hs.xsl/products.html?prid=PRID00000816
Derf Needle Holders 12 cm TC Fine Science Tools 703DE12 http://www.merciansurgical.com
Dry heat sterilizer Quirumed 2432 http://www.quirumed.com/pt/material-de-esterilizac-o/esterilizadores
Dynamometer SAUTER FH5 https://www.sauter.eu/shop/en/measuring-instruments/force-measurement/FH-S/
Electroneuromiography setup BIOPAC Systems MP36 https://www.biopac.com/product/biopac-student-lab-basic-systems/
Ethilon 5-0 W1618 http://www.farlamedical.co.uk/
FLIR Software FLIR
Graeffe forceps 0.8 mm tips curved Fine Science Tools 11052-10 http://www.finescience.de
Graph paper Ambar
Heat Lamp HL-1 Harvard Apparatus 727562 https://www.harvardapparatus.com/webapp/wcs/stores/servlet/haisku3_10001_11051_39108_-1_HAI_ProductDetail_N_37610_37611_37613
Heparin Sodium Solution (Heparin LEO 10000IU/ml) Universal Drugstore http://www.universaldrugstore.com/medications/Heparin+LEO/10000IU%2Fml
High-Temperature Cautery Fine Science Tools AA03 http://www.boviemedical.com/products_aaroncauteries_high.asp
Homeothermic Blanket System with Flexible Probe Harvard Apparatus 507220F https://www.harvardapparatus.com/webapp/wcs/stores/servlet/haisku3_10001_11051_39108_-1_HAI_ProductDetail_N_37610_37611_37613
Infrared camera FLIR E6 http://www.flir.eu/instruments/e6-wifi/
Instrapac - Adson Toothed Forceps (Extra Fine) Fine Science Tools 7973 http://www.millermedicalsupplies.com
Iris Scissors 11.5 cm Curves EASY-CUT Fine Science Tools EA7613-11 http://www.merciansurgical.com
Ketamine hydrochloride/xylazine hydrochloride solution Sigma- Aldrich K113 https://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/sigma/k113?lang=pt&region=PT
Lacri-lube Eye Ointment 5g Express Chemist LAC101F http://www.expresschemist.co.uk/lacri-lube-eye-ointment-5g.html
Mayo Scissors 14 cm Straight Chamfered Blades EASY-CUT Fine Science Tools EA7652-14 http://www.merciansurgical.com
Meloxicam Recropharma Mobic https://www.recropharma.com/product-pipeline/meloxicam
Methylene Blue solution Sigma- Aldrich https://www.sigmaaldrich.com/catalog/product
Micro Jewellers Forceps 11 cm straight 00108 Fine Science Tools JF-5 http://www.merciansurgical.com
Micro Jewellers Forceps 11cm angulated 00109 Fine Science Tools JFA-5b http://www.merciansurgical.com
Micro retractor Fine Science Tools RS-6540 http://www.finescience.de
Micro Scissors Round Handles 15 cm Straight Fine Science Tools 67 http://www.merciansurgical.com
Micro-vessel dilators 11 cm 0.3 mm tips 00124 Fine Science Tools D-5a.2 http://www.merciansurgical.com
Monosyn 5-0 15423BR http://www.mcfarlanemedical.com.au/15423BR/SUTURE-MONOSYN-5_or_0-16MM-70CM-(C0023423)-BOX_or_36/pd.php
Normal saline for irrigation Hospira, Inc. 0409-6138-22 http://www.hospira.com/en/search?q=sodium+chloride+irrigation%2C+usp&fq=contentType%3AProducts
Operating microscope Leica Surgical Microsystems http://www.leica-microsystems.com/products/surgical-microscopes/
Skin Skribe Surgical Skin Marker Moore Medical 31456 https://www.mooremedical.com/index.cfm?/Skin-Skribe-Surgical-Skin-Marker/&PG=CTL&CS=HOM&FN=ProductDetail&PID=1740&spx=1
Snacks Versele-Laga Complete Crock-Berry http://www.versele-laga.com/en/complete/products/complete-crock-berry
Straight mosquito forcep Fine Science Tools 91308-12 http://www.finescience.de
Surgical drapes Barrier 800430 http://www.molnlycke.com/surgical-drapes/
Veet Sensitive Skin Hair Removal Cream Aloe Vera and Vitamin E 100 ml Veet http://www.veet.co.uk/products/creams/creams/veet-hair-removal-cream-sensitive-skin/

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Lad, S. P., Nathan, J. K., Schubert, R. D., Boakye, M. Trends in median, ulnar, radial, and brachioplexus nerve injuries in the United States. Neurosurgery. 66 (5), 953-960 (2010).
  2. Murovic, J. A. Upper-extremity peripheral nerve injuries: a Louisiana State University Health Sciences Center literature review with comparison of the operative outcomes of 1837 Louisiana State University Health Sciences Center median, radial, and ulnar nerve lesions. Neurosurgery. 65 (4), Suppl 11-17 (2009).
  3. Dy, C. J., Isaacs, J. American Society for Surgery of the Hand surgical anatomy: nerve reconstruction Vol. 1. Dy, C. J., Isaacs, J. , American Society for Surgery of the Hand. (2017).
  4. Trehan, S. K., Model, Z., Lee, S. K. Nerve Repair and Nerve Grafting. Hand Clinics. 32 (2), 119-125 (2016).
  5. Boyd, K. U., Fox, I. K. Nerve surgery Vol. 1. Mackinnon, S. E. , Thieme. Ch. 4 75-100 (2015).
  6. Geuna, S., et al. Update on nerve repair by biological tubulization. Journal of Brachial Plexius Peripheral Nerve Injury. 9 (1), 3 (2014).
  7. Sulaiman, W., Gordon, T. Neurobiology of peripheral nerve injury, regeneration, and functional recovery: from bench top research to bedside application. Ochsner Journal. 13 (1), 100-108 (2013).
  8. Angelica-Almeida, M., et al. Brachial plexus morphology and vascular supply in the wistar rat. Acta Medica Portuguesa. 26 (3), 243-250 (2013).
  9. Bertelli, J. A., Taleb, M., Saadi, A., Mira, J. C., Pecot-Dechavassine, M. The rat brachial plexus and its terminal branches: an experimental model for the study of peripheral nerve regeneration. Microsurgery. 16 (2), 77-85 (1995).
  10. Casal, D., et al. Reconstruction of a 10-mm-long median nerve gap in an ischemic environment using autologous conduits with different patterns of blood supply: A comparative study in the rat. PLoS One. 13 (4), 0195692 (2018).
  11. Stößel, M., Rehra, L., Haastert-Talini, K. Reflex-based grasping, skilled forelimb reaching, and electrodiagnostic evaluation for comprehensive analysis of functional recovery-The 7-mm rat median nerve gap repair model revisited. Brain and Behavior. 7 (10), 00813 (2017).
  12. Manoli, T., et al. Correlation analysis of histomorphometry and motor neurography in the median nerve rat model. Eplasty. 14, 17 (2014).
  13. Ronchi, G., et al. The Median Nerve Injury Model in Pre-clinical Research - A Critical Review on Benefits and Limitations. Frontiers in Cellular Neuroscience. 13, 288 (2019).
  14. Weber, R. A., Proctor, W. H., Warner, M. R., Verheyden, C. N. Autotomy and the sciatic functional index. Microsurgery. 14 (5), 323-327 (1993).
  15. Charan, J., Kantharia, N. D. How to calculate sample size in animal studies. Journal of Pharmacology & Pharmacotherapeutics. 4 (4), 303-306 (2013).
  16. Bertelli, J. A., Mira, J. C. The grasping test: a simple behavioral method for objective quantitative assessment of peripheral nerve regeneration in the rat. Journal of Neuroscience Methods. 58 (1-2), 151-155 (1995).
  17. Casal, D., et al. A Model of Free Tissue Transfer: The Rat Epigastric Free Flap. Journal of Visualized Experiments. (119), e55281 (2017).
  18. Bertens, A. P. M. G., et al. Anaesthesia, analgesia and euthanasia. Principles of Laboratory Animal Science. Van Zuthphen, L. F., Baumas, V., Beymen, A. C., et al. , Elsevier. 277-311 (2001).
  19. Pritchett-Corning, K. R., Luo, Y., Mulder, G. B., White, W. J. Principles of rodent surgery for the new surgeon. Journal of Visualized Experiments. (47), e2586 (2011).
  20. Lee-Parritz, D. Analgesia for rodent experimental surgery. Israel Journal of Veterinary Medicine. 62 (3), 74 (2007).
  21. Roughan, J. V., Flecknell, P. A. Evaluation of a short duration behaviour-based post-operative pain scoring system in rats. European Journal of Pain. 7 (5), 397-406 (2003).
  22. Bauder, A. R., Ferguson, T. A. Reproducible mouse sciatic nerve crush and subsequent assessment of regeneration by whole mount muscle analysis. Journal of Visualized Experiments. (60), e3606 (2012).
  23. Ronchi, G., et al. Functional and morphological assessment of a standardized crush injury of the rat median nerve. Journal of Neuroscience Methods. 179 (1), 51-57 (2009).
  24. Matsumine, H., et al. Vascularized versus nonvascularized island median nerve grafts in the facial nerve regeneration and functional recovery of rats for facial nerve reconstruction study. Journal of Reconstructive Microsurgery. 30 (2), 127-136 (2014).
  25. Mickley, A. G., Hoxha, Z., Biada, J. M., Kenmuir, C. L., Bacik, S. E. Acetaminophen Self-administered in the Drinking Water Increases the Pain Threshold of Rats (Rattus norvegicus). Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 45 (5), 48-54 (2006).
  26. Mandillo, S., et al. Reliability, robustness, and reproducibility in mouse behavioral phenotyping: a cross-laboratory study. Physiological Genomics. 34 (3), 243-255 (2008).
  27. Papalia, I., Tos, P., Stagno d'Alcontres, F., Battiston, B., Geuna, S. On the use of the grasping test in the rat median nerve model: a re-appraisal of its efficacy for quantitative assessment of motor function recovery. Journal of Neuroscience Methods. 127 (1), 43-47 (2003).
  28. Costa, L. M., Simoes, M. J., Mauricio, A. C., Varejao, A. S. Chapter 7: Methods and protocols in peripheral nerve regeneration experimental research: part IV-kinematic gait analysis to quantify peripheral nerve regeneration in the rat. International Reviews in Neurobiology. 87, 127-139 (2009).
  29. Geuna, S., Varejao, A. S. Evaluation methods in the assessment of peripheral nerve regeneration. Journal of Neurosurgery. 109 (2), author reply 362 360-362 (2008).
  30. Howard, R. F., Hatch, D. J., Cole, T. J., Fitzgerald, M. Inflammatory pain and hypersensitivity are selectively reversed by epidural bupivacaine and are developmentally regulated. Anesthesiology. 95 (2), 421-427 (2001).
  31. Metz, G. A., Whishaw, I. Q. Cortical and subcortical lesions impair skilled walking in the ladder rung walking test: a new task to evaluate fore- and hindlimb stepping, placing, and co-ordination. Journal of Neuroscience Methods. 115 (2), 169-179 (2002).
  32. Thallmair, M., et al. Neurite growth inhibitors restrict plasticity and functional recovery following corticospinal tract lesions. Nature Neuroscience. 1 (2), 124-131 (1998).
  33. Brown, C. J., et al. Self-evaluation of walking-track measurement using a Sciatic Function Index. Microsurgery. 10 (3), 226-235 (1989).
  34. Hruska, R. E., Kennedy, S., Silbergeld, E. K. Quantitative aspects of normal locomotion in rats. Life Science. 25 (2), 171-179 (1979).
  35. Ferreira, T., Rasband, W. ImageJ user guide. ImageJ/Fiji. 1, 155-161 (2012).
  36. Dijkstra, J. R., Meek, M. F., Robinson, P. H., Gramsbergen, A. Methods to evaluate functional nerve recovery in adult rats: walking track analysis, video analysis and the withdrawal reflex. Journal of Neuroscience Methods. 96 (2), 89-96 (2000).
  37. Ludwig, N., Formenti, D., Gargano, M., Alberti, G. Skin temperature evaluation by infrared thermography: Comparison of image analysis methods. Infrared Physics & Technology. 62, 1-6 (2014).
  38. Bennett, G. J., Ochoa, J. L. Thermographic observations on rats with experimental neuropathic pain. Pain. 45 (1), 61-67 (1991).
  39. Wakisaka, S., Kajander, K. C., Bennett, G. J. Abnormal skin temperature and abnormal sympathetic vasomotor innervation in an experimental painful peripheral neuropathy. Pain. 46 (3), 299-313 (1991).
  40. Muntean, M. V., et al. Using dynamic infrared thermography to optimize color Doppler ultrasound mapping of cutaneous perforators. Medical Ultrasonography. 17 (4), 503-508 (2015).
  41. Shterenshis, M. Challenges to Global Implementation of Infrared Thermography Technology: Current Perspective. Central Asian Journal of Global Health. 6 (1), 289 (2017).
  42. Wilbourn, A. J. Nerve surgery Vol. 1. Mackinnon, S. E. , Thieme. 59-74 (2015).
  43. Wu, Y., Martínez, M. ÁM., Balaguer, P. O. Electrodiagnosis in New Frontiers of Clinical Research. Turker, H. , InTech. Ch. 01 (2013).
  44. Werdin, F., et al. An improved electrophysiological method to study peripheral nerve regeneration in rats. Journal of Neuroscience Methods. 182 (1), 71-77 (2009).
  45. Sedghamiz, H., Santonocito, D. Unsupervised Detection and Classification of Motor Unit Action Potentials in Intramuscular Electromyography Signals. 2015 E-health and Bioengineering Conference IEEE. , 1-6 (2015).
  46. Hadlock, T. A., Koka, R., Vacanti, J. P., Cheney, M. L. A comparison of assessments of functional recovery in the rat. Journal of the Peripheral Nervous System. 4 (3-4), 258-264 (1999).
  47. Carstens, E., Moberg, G. P. Recognizing pain and distress in laboratory animals. Ilar Journal. 41 (2), 62-71 (2000).
  48. Tos, P., et al. Chapter 4: Methods and protocols in peripheral nerve regeneration experimental research: part I-experimental models. International Reviews in Neurobiology. 87, 47-79 (2009).
  49. Galtrey, C. M., Fawcett, J. W. Characterization of tests of functional recovery after median and ulnar nerve injury and repair in the rat forelimb. Journal of the Peripheral Nervous System. 12 (1), 11-27 (2007).
  50. Giusti, G., et al. Return of motor function after segmental nerve loss in a rat model: comparison of autogenous nerve graft, collagen conduit, and processed allograft (AxoGen). Journal of Bone and Joint Surgery American. 94 (5), 410-417 (2012).
  51. Stossel, M., Rehra, L., Haastert-Talini, K. Reflex-based grasping, skilled forelimb reaching, and electrodiagnostic evaluation for comprehensive analysis of functional recovery-The 7-mm rat median nerve gap repair model revisited. Brain and Behavior. 7 (10), 00813 (2017).
  52. Nikkhah, G., Rosenthal, C., Hedrich, H. J., Samii, M. Differences in acquisition and full performance in skilled forelimb use as measured by the 'staircase test' in five rat strains. Behavioral Brain Research. 92 (1), 85-95 (1998).
  53. Whishaw, I. Q., Gorny, B., Foroud, A., Kleim, J. A. Long-Evans and Sprague-Dawley rats have similar skilled reaching success and limb representations in motor cortex but different movements: some cautionary insights into the selection of rat strains for neurobiological motor research. Behavioral Brain Research. 145 (1-2), 221-232 (2003).
  54. Navarro, X. Functional evaluation of peripheral nerve regeneration and target reinnervation in animal models: a critical overview. European Journal of Neuroscience. 43 (3), 271-286 (2016).
  55. Costa, L. M., Simões, M. J., Maurício, A. C., Varejão, A. S. P. International Review of Neurobiology. 87, Academic Press. 127-139 (2009).
  56. Ronchi, G., et al. Functional and morphological assessment of a standardized crush injury of the rat median nerve. Journal of Neuroscience Methods. 179 (1), 51-57 (2009).
  57. Raimondo, S., et al. Chapter 5: Methods and protocols in peripheral nerve regeneration experimental research: part II-morphological techniques. International Reviews in Neurobiology. 87, 81-103 (2009).
  58. Bontioti, E. K. M., Dahlin, L. B. Regeneration and functional recovery in the upper extermity of rats after various types of nerve injuries. Journal of the Peripheral Nervous System. 8, 159-168 (2003).
  59. Schönfeld, L. M., Dooley, D., Jahanshahi, A., Temel, Y., Hendrix, S. Evaluating rodent motor functions: Which tests to choose. Neuroscience & Biobehavioral Reviews. 83, 298-312 (2017).
  60. Urbancheck, M. S. Rat walking tracks do not reflect maximal muscle force capacity. Journal of Reconstructive Microsurgery. 15 (2), 143-149 (1999).
  61. Cudlip, S. A., Howe, F. A., Griffiths, J. R., Bell, B. A. Magnetic resonance neurography of peripheral nerve following experimental crush injury, and correlation with functional deficit. Journal of Neurosurgery. 96 (4), 755-759 (2002).
  62. Wang, Y., Sunitha, M., Chung, K. C. How to measure outcomes of peripheral nerve surgery. Hand Clinics. 29 (3), 349-361 (2013).
  63. Wang, H., Spinner, R. J., Sorenson, E. J., Windebank, A. J. Measurement of forelimb function by digital video motion analysis in rat nerve transection models. Journal of the Peripheral Nervous System. 13 (1), 92-102 (2008).
  64. Yanase, Y. Experimental and Clinical Reconstructive Microsurgery. Tamai, S., Usui, M., Yoshizu, T. , Springer-Verlag. Ch. 2 44-51 (2004).
  65. Barton, M. J., et al. Morphological and morphometric analysis of the distal branches of the rat brachial plexus. Italian Journal of Anatomy and Embryology. 121 (3), 240-252 (2016).
  66. Vincent, R. Adult and obstetrical brachial plexus injuries. Peripheral Nerve Surgery: Practical applications in the upper extremity. Slutsky, D. J., Hentz, V. R. , Churchill Livingstone. 299-317 (2006).
  67. Dahlin, L. B. Peripheral Nerve Surgery: Practical Applications in the Upper Extremity. Slutsky, D. J., Hentz, V. R. , Elsevier. Ch. 1 1-22 (2006).
  68. Vargel, I., et al. A comparison of various vascularization-perfusion venous nerve grafts with conventional nerve grafts in rats. Journal of Reconstructive Microsurgery. 25 (7), 425-437 (2009).
  69. Grinsell, D., Keating, C. Peripheral nerve reconstruction after injury: a review of clinical and experimental therapies. BioMed Research International. 2014, 698256 (2014).
  70. Wang, D., et al. A simple model of radial nerve injury in the rhesus monkey to evaluate peripheral nerve repair. Neural Regeneration Research. 9 (10), 1041-1046 (2014).
  71. Casal, D., et al. Unconventional Perfusion Flaps in the Experimental Setting: A Systematic Review and Meta-Analysis. Plastic Reconstructive Surgery. 143 (5), 1003-1016 (2019).
  72. Bontioti, E. End-to-side nerve repair. A study in the forelimb of the rat. , PhD thesis, Lund (2005).
  73. Bodine-Fowler, S. C., Meyer, R. S., Moskovitz, A., Abrams, R., Botte, M. J. Inaccurate projection of rat soleus motoneurons: a comparison of nerve repair techniques. Muscle Nerve. 20 (1), 29-37 (1997).
  74. Valero-Cabre, A., Navarro, X. H reflex restitution and facilitation after different types of peripheral nerve injury and repair. Brain Research. 919 (2), 302-312 (2001).
  75. Wall, P. D., et al. Autotomy following peripheral nerve lesions: experimental anaesthesia dolorosa. Pain. 7 (2), 103-111 (1979).
  76. Bertelli, J. A., Taleb, M., Saadi, A., Mira, J. C., Pecot-Dechavassine, M. The rat brachial plexus and its terminal branches: an experimental model for the study of peripheral nerve regeneration. Microsurgery. 16, 77-85 (1995).
  77. Wood, M. J., Johnson, P. J., Myckatyn, T. M. Nerve Surgery Vol. 1. Mackinnon, S. E., Yee, A. , Thieme. Ch. 1 1-40 (2015).
  78. Rosberg, H. E. Epidemiology of hand injuries in a middle-sized city in southern Sweden - a retrospective study with an 8-year interval. Scandinavian Journal of Plastic and Reconstructive Surgery and Hand Surgery. 38, 347-355 (2004).
  79. Gordon, T., Borschel, G. H. The use of the rat as a model for studying peripheral nerve regeneration and sprouting after complete and partial nerve injuries. Experimental Neurology. 287, Pt 3 331-347 (2017).
  80. Bertelli, J. A., Ghizoni, M. F. Concepts of nerve regeneration and repair applied to brachial plexus reconstruction. Microsurgery. 26 (4), 230-244 (2006).
  81. Bertelli, J. A., Mira, J. C. Behavioural evaluating methods in the objective clinical assessment of motor function after experimental brachial plexus reconstruction in the rat. Journal of Neuroscience Methods. 46, 203-208 (1993).
  82. Bertelli, J. A., Mira, J. C. The grasping test: a simple behavioral method for objective quantitative assessment of peripherla nerve regeneration in the rat. Journal of Neuroscience Methods. 58 (1-2), 151-155 (1995).
  83. Ronchi, G., et al. Standardized crush injury of the mouse median nerve. Journal of Neuroscience Methods. 188 (1), 71-75 (2010).

Tags

Medisin Utgave 158 median nerve nerveregenerering perifert nervesystem reparasjon rotte eksperimentell modell kirurgi funksjonelle tester
Funksjonelle og fysiologiske metoder for evaluering av median nerveregenerering i rotten
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Casal, D., Mota-Silva, E., Iria, I., … More

Casal, D., Mota-Silva, E., Iria, I., Pais, D., Farinho, A., Alves, S., Pen, C., Mascarenhas-Lemos, L., Ferreira-Silva, J., Ferraz-Oliveira, M., Vassilenko, V., Videira, P. A., Goyri-O'Neill, J. Functional and Physiological Methods of Evaluating Median Nerve Regeneration in the Rat. J. Vis. Exp. (158), e59767, doi:10.3791/59767 (2020).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter