Summary
Nous avons développé une méthodologie efficace pour l’échantillonnage et l’analyse des signaux d’odeur afin de comprendre comment ils peuvent être utilisés dans la communication animale. En particulier, nous utilisons la microextraction en phase solide de l’espace de tête couplée à la chromatographie en phase gazeuse-spectrométrie de masse pour analyser les composants volatils des odeurs animales et des marquages olfacteurs.
Abstract
Nous avons développé une méthodologie efficace pour l’échantillonnage et l’analyse des signaux d’odeur, en utilisant la microextraction en phase solide headspace couplée à la chromatographie en phase gazeuse-spectrométrie de masse, pour comprendre comment ils peuvent être utilisés dans la communication animale. Cette technique permet l’analyse semi-quantitative des composants volatils des sécrétions odorantes en permettant la séparation et l’identification provisoire des composants de l’échantillon, suivie de l’analyse des rapports de surface de pointe pour rechercher des tendances qui pourraient signifier des composés pouvant être impliqués dans la signalisation. Les principaux points forts de l’approche actuelle sont la gamme de types d’échantillons qui peuvent être analysés; l’absence de nécessité pour toute préparation ou extraction d’échantillons complexes; la capacité de séparer et d’analyser les composants d’un mélange; l’identification des composants détectés; et la capacité de fournir des renseignements semi-quantitatifs et potentiellement quantitatifs sur les composants détectés. La principale limite de la méthodologie concerne les échantillons eux-mêmes. Étant donné que les composants d’intérêt particulier sont volatils et qu’ils pourraient facilement être perdus ou leurs concentrations modifiées, il est important que les échantillons soient stockés et transportés de manière appropriée après leur prélèvement. Cela signifie également que les conditions de stockage et de transport des échantillons sont relativement coûteuses. Cette méthode peut être appliquée à une variété d’échantillons (y compris l’urine, les matières fécales, les cheveux et les sécrétions d’odeurs odorantes). Ces odeurs sont constituées de mélanges complexes, se produisant dans une gamme de matrices, et nécessitent donc l’utilisation de techniques pour séparer les composants individuels et extraire les composés d’intérêt biologique.
Introduction
On sait très peu de choses sur les changements chimiques qui sous-tendent les signaux olfactifs chez les animaux1,également en raison des défis méthodologiques dans l’enregistrement et la quantification des profils chimiques volatils des odeurs2. Il existe plusieurs pièges potentiels lorsque vous travaillez avec des matrices chimiques très complexes; ceux-ci incluent lors de l’échantillonnage et de l’analyse des échantillons d’odeur3.
Au Rosalind Franklin Science Center de l’Université de Wolverhampton, nous entreprenons l’analyse des odeurs et des marques olfactives pour comprendre comment elles peuvent être utilisées par les animaux. Nous combinons la semi-industrie avec l’écologie comportementale, l’endocrinologie et la cytologie pour améliorer notre compréhension du rôle joué par les signaux olfactifs dans la communication animale.
Nous avons développé une méthodologie, puis analysé les odeurs et les marques d’une variété d’espèces, y compris plusieurs primates non humains (c.-à-d. lémuriens couronnés, lémuriens à collerette rouge, macaques japonais, babouins olives, chimpanzés) et d’autres mammifères (c.-à-d. chats, vaches). Nous avons recueilli et analysé une variété d’échantillons, y compris l’urine, les matières fécales, les cheveux et les sécrétions d’odeurs odorantes. Ces odeurs et marques olfactives sont constituées de mélanges complexes de composés et, par conséquent, toute méthodologie utilisée pour leur analyse doit inclure une certaine forme de technique de séparation. Comme illustré, ils se produisent également dans une gamme de matrices qui nécessite l’utilisation de techniques pour extraire les composants d’intérêt.
Des études antérieures de Vaglio et coll.4 et d’autres auteurs5 ont utilisé l’extraction dynamique de l’espace libre (DHS) avec chromatographie en phase gazeuse-spectrométrie de masse (GC-MS), tandis que l’extraction directe par solvant6 et les extractions complexes par solvant7 ont également été utilisées. En particulier, l’échantillonnage dynamique de l’espace libre implique la purge de l’espace libre avec un volume connu de gaz inerte qui élimine finalement tous les composés volatils à l’exception de ceux montrant une forte affinité pour la matrice de l’échantillon (par exemple, les composés polaires dans les échantillons aqueux).
Pour la méthodologie actuelle, nous avons adopté la technique de la microextraction en phase solide headspace (HS-SPME) couplée à la GC-MS. En particulier, nous avons développé et amélioré la méthodologie déjà utilisée par Vaglio et al. dans son précédent laboratoire GC-MS8,9,10.
Les techniques d’extraction sans solvant sont très efficaces pour analyser de petits composés hautement volatils (qui autrement peuvent être facilement perdus d’un échantillon) car ces méthodes immobilisent les composés sur un support en phase solide et stable. Le HS-SPME utilise une fibre recouverte d’un polymère adsorbant pour capter les composés volatils dans l’espace libre de l’échantillon ou pour extraire des composés dissous par immersion dans un fluide biologique aqueux11. Le revêtement polymère ne lie pas fortement les composés, donc en chauffant dans le port d’injection du GC, ils peuvent être éliminés. Cette méthode est plus puissante que les techniques d’extraction par solvant et aussi plus efficace que le DHS.
Dans l’approche actuelle, les échantillons sont contenus dans des flacons en verre. Ces flacons sont réchauffés à une température de 40 °C pour simuler la température corporelle de l’animal afin de favoriser les composants volatils de la marque olflée pour occuper l’espace de tête du flacon. Une fibre SPME, recouverte de 65 μm de matériau sorbant polydiméthylsiloxane/divinylbenzène (PDMS/DVB), est exposée à l’environnement de l’espace libre et les composants volatils de l’échantillon sont adsorbés sur la fibre. Lors du chauffage de la fibre dans le port d’entrée d’un GC-MS, les composants volatils sont désorbés de la fibre, puis séparés par le GC. Des modèles de fragmentation spectrale de masse sont obtenus pour chaque composant à l’aide de la MS. En comparant ces spectres de masse avec des bases de données spectrales de masse, il peut être possible d’identifier provisoirement les composants de la marque olfique. Grâce à l’utilisation d’un auto-échantillonneur, nous sommes en mesure d’analyser plusieurs échantillons par lots de manière cohérente.
Étant donné que chaque type de fibre SPME a une affinité différente avec les produits chimiques polaires, la fibre est généralement choisie en fonction de la polarité et / ou du poids moléculaire des composés chimiques cibles. De plus, les conditions de GC sont modifiées en fonction du type de colonne de GC et des caractéristiques des composés chimiques cibles.
Cette technique permet l’analyse semi-quantitative des composants volatils des marques olfactif en permettant la séparation et l’identification provisoire des composants de l’échantillon, suivie de l’analyse des rapports de surface de crête pour rechercher des tendances qui pourraient signifier des composants du marquage olfactif pouvant être impliqués dans la signalisation.
Les principales forces de l’approche actuelle sont les suivantes :
- Plage de types d’échantillons qui peuvent être analysés.
- Aucune préparation ou extraction d’échantillon complexe n’est requise.
- La possibilité d’analyser des composants volatils.
- La possibilité de séparer les composants d’un mélange.
- Pour pouvoir identifier les composants détectés.
- La capacité de fournir des informations semi-quantitatives et potentiellement quantitatives sur les composants détectés.
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Protocol
1. Prélèvement d’échantillons
- Échantillonner les odeurs qui sont l’une des suivantes:
- Recueillir spontanément libéré par les sujets habitués à l’étude (p. ex. primates de zoo) au moyen d’un marquage olfactif sur du papier filtre stérile (p. ex. sécrétions d’odeurs olfactive) ou directement dans des flacons (p. ex. urine).
- Recueillir en frottant les cotons-tiges stériles après l’entraînement des sujets de l’étude en utilisant l’entraînement de renforcement positif.
- Recueillir en frottant les cotons-tiges stériles après sédation des sujets de l’étude.
- Placez les échantillons dans des flacons stériles en verre clair coiffés de vis de 10 mL et scellez-les avec des bouchons à vis incorporant des septa FTFE / silicone. Conservez-les immédiatement à -20 °C.
REMARQUE: Il est essentiel d’utiliser un équipement de protection individuelle propre, comme des gants en nitrile; les changer fréquemment; éviter tout contact direct avec la peau avec les échantillons et les flacons. Il est préférable d’utiliser des flacons flambant neufs; cependant, en cas de flacons usagés, il est essentiel de pré-nettoyer les flacons, puis d’utiliser le même protocole. - Prenez des blancs environnementaux chaque fois que des marques olfactives sont collectées. Par exemple, prélever le support d’échantillonnage (p. ex. papier filtre ou écouvillon) et un flacon d’espace libre qui sont exposés à l’environnement pendant l’échantillonnage.
2. Préparation de l’échantillon
- Préparer les échantillons sur le terrain en coupant avec une lame un carré d’environ 10 mm à partir d’un papier filtre marqué par l’odeur, ou de la tête de l’écouvillon, et en le plaçant dans un flacon de 10 mL surmonté d’un espace pour la tête.
- Une fois que chaque échantillon a été préparé, jeter ou nettoyer la lame utilisée pour couper le support d’échantillonnage à l’aide d’une lingette antibactérienne appropriée et/ou de l’alcool et sécher soigneusement.
- Conserver tous les échantillons à -20 °C.
REMARQUE: Préféré à -20 °C ou autrement aussi bas que possible sur le terrain.
3. Préparation à l’analyse
- Retirer les échantillons du congélateur et laisser réchauffer naturellement à température ambiante pendant au moins 1 h.
- Configurez la méthode d’analyse sur le GC-MS comme suit :
- Pour les conditions d’analyse SPME, suivez les instructions du fabricant pour conditionner les fibres SPME avant la première utilisation : précondition des fibres (260 °C pendant 5 min), incubation de l’échantillon (40 °C pendant 2 min), temps d’extraction (15 min), temps de désorption (2 min) et post-condition des fibres (260 °C pendant 20 min).
- Utilisez les conditions de CG suivantes : colonne (HP5-MS 30 m x 0,25 mm; 0,25 μm), température de l’injecteur (270 °C), débit (1 mL/min), mode d’injection (splitless), profil du four GC (45 °C pendant 2 min; 4 °C/min à 170 °C; 20 °C/min à 300 °C), ligne de transfert msd (280 °C).
Remarque : pour améliorer la cohérence entre les temps de rétention de l’échantillon, la méthode analytique est le temps de rétention verrouillé). - Utilisez les conditions msd suivantes : retard du solvant (2,5 min) et plage de balayage (29 à 400 amu).
Remarque : une plage de 10 à 400 a été utilisée dans les protocoles précédents4.
- Assurez-vous que l’alimentation en gaz de purge de l’unité de conditionnement des fibres est activée.
REMARQUE: Il est essentiel que l’assemblage SPME soit correctement installé dans l’auto-échantillonneur et qu’il soit aligné sur les plateaux de l’échantillonneur automatique, l’unité de conditionnement de la fibre et le port d’entrée GC. Un alignement incorrect pourrait entraîner des dommages ou la destruction de la fibre SPME.
4. Analyse
- Placez un flacon d’espace libre vide (pour agir comme un blanc système) dans la première position du plateau de l’échantillonneur automatique GC-MS. Placez l’ébauche environnementale dans la deuxième position du plateau de l’échantillonneur automatique. Placez les échantillons à analyser dans les positions suivantes du bac d’auto-échantillonnage.
- Créez une séquence analytique pour analyser chaque échantillon dans le bac à échantillons.
- Dans l’écran d’accueil de MassHunter, sélectionnez Séquence | Séquence de chargement.
- Complétez le tableau des séquences pour tous les blancs et échantillons en insérant les informations appropriées. Enregistrez la table de séquence terminée.
REMARQUE: Les informations exactes pour le tableau de séquence dépendront de la mise en forme des laboratoires pour le tableau. Les renseignements minimaux comprennent normalement le type d’échantillon, le nom de l’échantillon, l’emplacement et le numéro du flacon, la méthode d’analyse et l’emplacement et le nom du fichier de données (l’attribution d’un nom de fichier de données qui correspond au nom de l’échantillon facilite le traitement futur des données). Des échantillons supplémentaires peuvent être ajoutés à la séquence pendant l’analyse.
- Exécuter la séquence en sélectionnant Séquence | Exécuter la séquence.
- Après analyse, retourner les échantillons au congélateur dès que possible.
NOTA: Il peut être possible de réanalyser des échantillons, mais il convient de noter que certains composants volatils peuvent avoir été totalement extraits lors de l’analyse initiale et que certains composés peuvent avoir subi une décomposition thermique et bactérienne à 40 °C, de sorte que le chromatogramme résultant peut ne pas être complètement représentatif du marquage olfactif d’origine.
5. Analyse des données
NOTE: L’analyse initiale des données comprend l’intégration de chromatogrammes pour obtenir des données sur le temps de rétention et la surface de crête ainsi que l’identification provisoire des pics à l’aide du logiciel ChemStation et des bases de données spectrales de masse du NIST (National Institute of Standards and Technology), version MSD F.01.01.2317. L’analyse des données peut être effectuée manuellement ou par une méthode semi-automatisée. Si la méthode semi-automatisée est utilisée, il est parfois avantageux d’entreprendre un certain degré d’analyse manuelle des données pour vérifier les identifications provisoires.
- Ouvrez le fichier de données en cliquant sur le fichier approprié dans la barre de navigation de gauche. Le chromatogramme ionique total (TIC) sera affiché dans la fenêtre supérieure de l’écran d’analyse des données.
- Pour intégrer le TIC à l’aide de l’intégrateur RTE, sélectionnez Chromatogramme | Intégrer.
- Ajustez les paramètres d’intégration afin que les pics supérieurs à 3 x bruit de base soient intégrés. Sélectionner le | chromatogramme Paramètres d’intégration du signal MS. Dans la zone de sortie, ajustez la zone de crête minimale comme il convient (1.0 produit des résultats acceptables dans nos exemples).
- Pour identifier les pics et générer un rapport de synthèse, sélectionnez Exporter les rapports | Les résultats de la recherche de bibliothèque sont signalés à XLS.
REMARQUE : les bibliothèques spectrales à rechercher ainsi que le nombre de correspondances de bibliothèque à afficher doivent être prédéfinies dans le logiciel avant qu’une recherche de bibliothèque puisse être entreprise. - Le rapport de feuille de calcul qui en résulte contient des données d’intégration pour chaque pic et une correspondance provisoire de la bibliothèque spectrale pour attribuer l’identité. En règle générale, la correspondance qualité/bibliothèque doit être >80 pour accepter l’identification provisoire. Enregistrez la feuille de calcul.
- Identifiez un pic directement à partir du TIC.
- Choisissez le pic d’intérêt.
- Si le pic est petit, effectuez un zoom avant en dessinant une zone autour du pic en maintenant le bouton gauche de la souris enfoncé, étirez la boîte sur le pic et relâchez.
- Placez la ligne du curseur de sorte qu’elle se trouve au point le plus élevé du pic (ou juste après).
- Double-cliquez sur le bouton droit de la souris et le spectre de masse pour le pic apparaîtra dans la fenêtre inférieure de l’écran d’analyse de données.
- Pour rechercher dans la bibliothèque spectrale, déplacez le curseur n’importe où dans la fenêtre spectrale et double-cliquez sur le bouton droit de la souris. Les résultats de la recherche de bibliothèque apparaîtront dans une nouvelle fenêtre.
- Pour supprimer le bruit de fond d’un spectre d’intérêt, double-cliquez d’abord sur le bouton droit de la souris sur le pic en question. Ensuite, double-cliquez sur le bouton droit de la souris dans une zone sans pics immédiatement devant le pic d’intérêt. Sélectionner le | chromatogramme Soustraire les spectres. Le spectre soustrait s’affichera dans la fenêtre inférieure de l’écran d’analyse des données et affichera '(-)' à côté des données SCAN dans l’en-tête de la fenêtre.
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Representative Results
Suite à ce protocole, nous avons provisoirement identifié un total de 32 composés chimiques volatils à partir de l’analyse de 14 marques olfactives ano-génitales spontanément libérées sur du papier filtre par des lémuriens à collerette rouge(Varecia variegata rubra)et comparé les profils d’odeur avec les caractéristiques dusignaleur 12. Des composés volatils naturels, tels que les hydrocarbures, les terpènes, les alcools terpéniques et les cétones, étaient présents dans ces profils et comprenaient des composés qui avaient déjà été trouvés pour agir comme phéromones sexuelles et indices de la condition physique chez d’autres espèces animales. Les composés qui ont été provisoirement identifiés sont énumérés dans le tableau 1. Des chromatogrammes représentatifs (1 d’un témoin et 1 d’un parfum de lémurien) sont représentés à la figure 1. Le nombre et l’abondance relative des composantes variaient d’un échantillon à l’autre selon les sujets de l’étude. Cependant, six composés (benzaldéhyde, 2-éthyl-1-hexanol, p-crésol, cis-p-mentha-2,8-dien-1-ol, 2-pinen-4-one, pentadécane) étaient présents dans tous les échantillons.
Les résultats de cette étude ont suggéré que les lémuriens à collerette rouge utilisent le marquage olfactif pour transmettre des informations sur le sexe et l’âge féminin, le marquage ano-génital jouant un rôle dans la communication socio-sexuelle.
Un autre résultat représentatif suivant l’utilisation de ce protocole a été notre étude de la publicité de fertilité par les babouins olive femelles (Papio anubis) (Vaglio et autres données inédites). Nous avons identifié un total de 74 composés volatils de l’analyse de 385 échantillons vaginaux féminins d’odeur de babouin. Ces composés comprenaient une gamme de composés volatils odorants naturels tels que les cétones, les alcools, les aldéhydes, les terpènes, les acides gras volatils et les hydrocarbures. Les chromatogrammes typiques utilisés pour comparer les échantillons d’odeur vaginale de babouin femelle et de babouin femelle provenant de périodes fertiles et non fertiles sont illustrés à la figure 2. Nous avons examiné les relations entre les profils d’odeur vaginale et la réceptivité sexuelle des babouins femelles. Nos résultats ont montré que la quantité totale d’odeur vaginale diffère avec la fertilité, ce qui suggère que l’odeur pourrait jouer un rôle dans la signalisation de la fertilité des babouins femelles. Nous avons également constaté des différences dans les odeurs vaginales entre les types de groupes, mais nous n’avons pas pu distinguer les effets de la composition du groupe, de l’âge féminin et de la parité.
Figure 1. Exemples de chromatogrammes; (chromatogramme supérieur - « contrôle ») l’échantillon témoin, montrant les contaminants; (chromatogramme du bas - 'lemur scent-mark') une femelle adulte femelle rouge-ébouriffé ano-génitales sécrétions d’odeurs ano-génitales, montrant des contaminants et des composés biologiques significatifs. Les flèches rouges indiquent les six composés biologiques significatifs qui ont été trouvés dans tous les échantillons: a) benzaldéhyde; b) 2-éthyl-1hexanol; c) p-crésol; d) cis-p-mentha-2,8-dien-1;; e) 2-pinen-4-one; f) pentadécane. Ce chiffre a été modifié à partir de Janda et al.12. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 2. Exemple de chromatogramme de l’échantillon témoin (chromatogramme supérieur -'control'), montrant les contaminants; (chromatogramme moyen - « odeur non fertile de babouin ») babouin olive femelle, échantillon d’odeur vaginale de la période non fertile; et (chromatogramme du bas - 'odeur fertile de babouin') babouin olive femelle, échantillon d’odeur vaginale de la période fertile. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
| Temps de rétention (minutes) | Id composé provisoire | masse moléculaire |
| 3.906 | Hexanal | 100 |
| 6.057 | 5-méthyl-3-hexanone | 114 |
| 7.413 | Alpha-pinène | 136 |
| 8.077 | 1-isopropyl-4-méthylènebicyclo[3.1.0]hex-2-one | 134 |
| 8.268 | benzaldéhyde | 106 |
| 8.623 | 3,7,7-triméthyl-1,3,5-cycloheptatriene | 134 |
| 9.096 | phénol | 94 |
| 9.269 | 6-méthoxy-5-hepten-2-one | 126 |
| 10.72 | 2-éthyl-1-hexanol | 130 |
| 12.362 | p-Crésol | 108 |
| 12.553 | cis-Verbenol | 152 |
| 13.385 | cis-p-Mentha-2,8-dien-1-ol | 152 |
| 14.104 | 1,7,7-Triméthylbicyclo[2.2.1]hepta-2-one | 152 |
| 14.536 | L-Pinocarvéol | 152 |
| 14.791 | trans-Verbenol | 152 |
| 15.605 | p-Éthyl-phénol | 122 |
| 15.928 | Terpinen-4-ol | 154 |
| 16.415 | Alpha-terpinéol | 154 |
| 16.615 | Myrténol | 152 |
| 17.047 | 2-Pinen-4-one | 150 |
| 18.252 | carvone | 150 |
| 19.217 | p-Mentha-1,8-dien-3-one | 150 |
| 23.283 | 4,7,7-Triméthylbicyclo[4.1.0]hept-3-ene-2-one | 150 |
| 23.443 | Tétradécane | 198 |
| 25.094 | Geranylacetone | 194 |
| 25.899 | Isométhylionone | 206 |
| 26.513 | Pentadécane | 212 |
| 30.871 | 2,6,10-Triméthylpentadécane | 254 |
| 32.208 | Heptadecane | 240 |
| 32.372 | 2,6,10-Triméthylhexadécane | 268 |
| 34.446 | n-Tétracosane | 338 |
| 34.591 | 2,6,10,14-Tétraméthylhexadécane | 282 |
Tableau 1. Composés volatils présents dans des échantillons de papier filtre provenant de sécrétions d’odeurs ano-génitales de lémuriens femelles à collerette rouge identifiées provisoirement à l’aide du logiciel ChemStation et des bases de données spectrales de masse du NIST, version MSD F.01.01.2317. Ce tableau a été modifié à partir de Janda et al.12.
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Discussion
L’utilisation d’échantillons témoins, qu’il s’agit de contrôles environnementaux créés au moment du prélèvement d’échantillons ou de blancs du système, est cruciale pour l’interprétation des échantillons de marque olfécente. Tous les pics attribués à l’environnement d’échantillonnage ou au système instrumental doivent être exclus des échantillons de marques olfactuelles afin que seuls les pics d’intérêt soient inclus dans toute interprétation. Ces contrôles peuvent également jouer un rôle dans l’évaluation et la surveillance de la « santé » de l’instrumentation.
Le protocole comprend des étapes pour conditionner la fibre avant et après chaque extraction. Ceci est facilité par l’utilisation d’un échantillonneur automatique et garantit qu’il n’y a pas de contamination croisée d’un échantillon à l’autre.
La principale limite de la méthodologie concerne les échantillons eux-mêmes. Après la collecte, il est important qu’ils soient stockés et transportés de manière appropriée. Les composants d’intérêt spécifique sont volatils, et ceux-ci pourraient facilement être perdus, ou leurs concentrations modifiées. Actuellement, les échantillons sont stockés et transportés congelés, généralement à -20 °C. En conséquence, le stockage et le transport de ces échantillons entraînent des coûts importants. Les retards dans le transport des échantillons jusqu’au laboratoire pour analyse augmenteront encore ces coûts et pourraient potentiellement affecter les résultats obtenus à partir des marques olfactives. D’autres recherches sont nécessaires pour comprendre l’effet du temps et du stockage sur les résultats d’analyse obtenus à partir d’échantillons. Étant donné que les composantes d’une importance particulière sont les composantes les plus volatiles des marques olfactives, il est possible que les niveaux de ces composantes modifient le prélèvement de l’échantillon. Il pourrait également être nécessaire de tenir compte des effets bactériens potentiels dans certains types d’échantillons. Par exemple, dans les tests d’alcool des échantillons d’urine, les bactéries présentes dans l’urine peuvent produire de l’alcool et donc augmenter les niveaux d’alcool détectés.
La méthodologie actuelle répond à toutes les exigences décrites précédemment. Il fournit des résultats de bonne qualité à partir desquels des informations supplémentaires sur la composition des marques olfactives sont obtenues. Cependant, l’analyse est une technique de laboratoire qui dépend des échantillons soumis au laboratoire. Une solution possible à cette limitation serait l’utilisation d’instruments portatifs de GC-MS, des instruments qui pourraient être prélevés sur le terrain où les échantillons sont prélevés. Cette approche allégerait la nécessité de stocker et de transporter des échantillons et permettrait l’analyse en temps réel des marques olfactives, ce qui pourrait fournir davantage d’informations sur les composants les plus volatils des marques. Plusieurs instruments GC-MS portables sont disponibles. Ils utilisent une technologie différente de celle que l’on trouve dans l’instrumentation en laboratoire, mais devraient fournir des résultats comparables. L’utilisation de la technique d’extraction HS-SPME est toujours applicable. Cependant, en raison de leur portative, les instruments n’offrent pas la possibilité d’introduire un échantillon automatisé; néanmoins, si les échantillons sont analysés dès qu’ils sont prélevés, le nombre quotidien d’échantillons est susceptible d’être gérable pour l’injection manuelle. En outre, en cas d’extraction sur le terrain, il convient de veiller à ce que la fibre SPME ne piège pas les produits chimiques environnementaux avant utilisation. Les instruments actuellement disponibles sont alimentés par batterie, ce qui permet une portabilité totale, mais avec la fourniture d’une certaine forme d’alimentation (même un petit générateur), ces instruments pourraient être utilisés pendant de plus longues périodes. De par leur nature, ces instruments sont souvent conçus pour être simples à utiliser, avec un minimum de formation et de connaissances requises. Cela signifie qu’il n’est peut-être pas nécessaire que des opérateurs hautement qualifiés soient déployés avec l’instrument et qu’ils pourraient être actionnés par ceux qui collectent les échantillons. L’interprétation détaillée des résultats d’analyse pourrait être réalisée à distance ou lorsque l’instrument revient à la base.
Une autre limitation majeure avec les méthodes utilisant des fibres SPME est qu’il est possible d’analyser uniquement les composés chimiques qui existent en abondance dans les échantillons. En particulier, des quantités beaucoup plus importantes du produit chimique existent dans les échantillons même lorsque la quantité de molécules est sous-seuil pour l’analyse à l’aide de fibres SPME. De plus, dans le contexte des sécrétions d’odeurs libérées par les marques olfactives animales et d’autres signaux chimiques animaux, les animaux individuels ont tendance à utiliser des composés chimiques en petites quantités pour communiquer avec d’autres animaux et / ou détecter les signaux olfactifs des matériaux. En d’autres termes, les différentes performances des nez des animaux et de l’extraction du SPME peuvent représenter un défi majeur pour le succès de cette technique d’échantillonnage.
Le développement futur de la méthodologie actuelle pourrait être basé sur le prélèvement d’échantillons avec l’étude de l’utilisation de matériaux de sorbants ou de tubes sorbants de remplacement pour une utilisation avec des systèmes de désorption thermique. De tels développements peuvent contribuer dans une certaine mesure à améliorer les conditions de stockage et de transport des échantillons.
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Disclosures
Les auteurs n’ont rien à divulguer.
Acknowledgments
Nous remercions Keith Holding pour son aide dans les analyses chimiques au Rosalind Franklin Science Center, Wolverhampton, et Ben Mantle pour la production de la vidéo. Nous sommes également reconnaissants au Professeur Gloriano Moneti, au Dr Giuseppe Pieraccini et aux membres du Centre de spectrométrie de masse de l’Université de Florence, à Florence, ainsi qu’au Prof. Luca Calamai et au Dr Marco Michelozzi du Laboratoire ARCA du CNR, Florence, pour leur aide dans la mise en place de cette méthodologie. Les projets de recherche qui comprenaient les méthodes d’échantillonnage et d’analyse décrites dans le manuscrit ont été soutenus par deux bourses intra-européennes Marie Skłodowska-Curie (identifiants de convention de subvention: 327083, 703611), une petite subvention(« The sensory enriched primate »)de la Primate Society of Great Britain et une petite bourse de recherche(« Do hunter-gatherers have a special sense of smell? »)de la British Academy/The Leverhulme Trust à S.V. Les travaux de laboratoire nécessaires à la mise en place de cette méthodologie ont également reçu un financement du concours annuel de financement de la Faculté des sciences et du génie (Wolverhampton) à S.V.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 10 mL autosampler vials | Agilent | 5188-5392 | 10 ml screwtop vials with |
| 18 mm vial caps | Agilent | 8010-0139 | Magnetic with PTFE/silicone septa |
| Autosampler | Agilent | GC120 PAL autosampler | |
| Capillary column | Agilent | HP5-MS | 30 m x 0.25 mm; 0.25 µm |
| Data analysis software | Agilent | - | ChemStation |
| Gas Chromatograph | Agilent | 7890B | |
| Inlet septa | Agilent | 5182-3442 | Merlin microseal |
| Mass Selective Detector | Agilent | 5977A | |
| Reporting software | Microsoft | - | Excel |
| Spectral library | NIST | - | NIST/EPA/NIH Mass Spectral Library |
| Spectral library search program | NIST | - | MS Search v.2.2 |
| Splitless Inlet liner | Agilent | 5190-4048 | |
| SPME fibres | Agilent | SU57345U | 65 µm PDMS/DVB fibre |
References
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- Heymann, E. W. The neglected sense-olfaction in primate behavior, ecology, and evolution. American Journal of Primatology. 68 (6), 519-524 (2006).
- Drea, C. M., Boulet, M., DelBarco-Trillo, J. The "secret" in secretions: Methodological considerations in deciphering primate olfactory communication. American Journal of Primatology. 75 (7), 621-642 (2013).
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