Summary
Aqui, apresentamos um protocolo de eletrocardiografia não invasiva (ECG), otimizado para camundongos pós-natais precoces, que não requer o uso de anestésicos.
Abstract
A eletrocardiografia (ECG) tem sido confiada há muito tempo como um método eficaz e confiável de avaliação da função cardiovascular (e cardiopulmonar) em modelos humanos e animais de doença. A frequência cardíaca individual, o ritmo e a regularidade, combinados com parâmetros quantitativos coletados do ECG, servem para avaliar a integridade do sistema de condução cardíaca, bem como a fisiologia integrada do ciclocardíaco. Este artigo fornece uma descrição abrangente dos métodos e técnicas utilizados para a realização de um ECG não invasivo em filhotes de camundongos perinatais e neonatais já no primeiro dia pós-natal, sem exigir o uso de anestésicos. Este protocolo foi projetado para atender diretamente à necessidade de um método padronizado e repetível para a obtenção de ECG em camundongos recém-nascidos. Do ponto de vista translacional, este protocolo se mostra inteiramente eficaz para a caracterização de defeitos cardiopulmonares congênitos gerados usando linhas de camundongos transgênicos, e particularmente para análise de defeitos que causam letalidade nos primeiros dias pós-natal. Este protocolo também visa abordar diretamente uma lacuna na literatura científica para caracterizar e fornecer dados normativos associados à maturação do sistema de condução cardíaca pós-natal precoce. Este método não se limita a um ponto de tempo pós-natal específico, mas permite a coleta de dados de ECG em filhotes de camundongos neonatais desde o nascimento até o pós-natal 10 (P10), uma janela de importância crítica para a modelagem de doenças humanas in vivo, com ênfase especial na doença cardíaca congênita (DSP).
Introduction
A função cardíaca pode ser medida de diferentes formas, sendo a mais comum o uso de eletrocardiografia (ECG) para analisar a condução da corrente elétrica através do coração, bem como seu ciclo cardíaco e função1. A eletrocardiografia continua sendo uma ferramenta de diagnóstico útil para identificar e caracterizar anomalias cardíacas em modelos humanos e animais da doença1,2. Irregularidades na leitura de eletrocardiograma podem ser encontradas no desenvolvimento cardíaco anormal (ou seja, doença cardíaca congênita (DP)), e podem incluir arritmias manifestando-se como alterações na frequência cardíaca (por exemplo, bradycardia) e ritmo (por exemplo, "blocos cardíacos"), sugestivos de defeitos na integridade e/ou função do miocárdio subjacente. Alterações como essas podem predispor pacientes a disfunção cardíaca com risco de vida (por exemplo, insuficiência cardíaca congestiva e/ou parada cardíaca) e aumento da mortalidade3,4. Dadas as altas taxas de mortalidade com CHD grave e não tratada, desenvolver um método padronizado e repetível para a coleta de ECG durante este período pós-natal inicial é fundamental.
Embora não sejamos os primeiros a resolver esse problema, métodos anteriores de coleta de ECG em filhotes de camundongos tradicionalmente incluíram procedimentos invasivos (agulha subcutânea ou eletrodos de arame) e/ou o uso de anestésicos5,6,7. As vantagens de realizar análises não invasivas do ECG incluem minimizar a dor e desfazer o estresse no animal. Embora o experimentador ainda deva ser cauteloso sobre a causa do estresse do filhote, o dispositivo foi projetado para evitar estressores comuns, a fim de produzir dados precisos. No contexto de avaliação da função cardíaca, introduzir anestesia em animais que possam ter anormalidades cardiopulmonares poderia potencialmente mascarar ou até mesmo exacerbar as condições subjacentes. Anestésicos podem afetar a condução elétrica alterando a despolarização e/ou a repolarização das células. Finalmente, o uso da anestesia pode colocar o filhote recém-nascido em risco aumentado de hipotermia, o que poderia confundir ainda mais qualquer patologia inerente. O protocolo a seguir não introduz nenhum anestésico, procedimentos invasivos ou desconforto pronunciado ao filhote. Uma vez que a configuração do equipamento é finalizada, a configuração do dispositivo e a coleta de dados envolvendo o animal podem ser concluídas de forma eficiente, após a qual os filhotes podem ser devolvidos à mãe. Além disso, este sistema permite a realização de análises repetitivas e/ou seriais, o que é ideal para experimentos que requerem análise ao longo do tempo, introdução de terapias farmacológicas, etc.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
O seguinte protocolo segue as normas do Comitê Institucional de Cuidados e Uso de Animais da Universidade de Nova Inglaterra. A observação atenta do protocolo deve fornecer leituras satisfatórias do ECG em todos os recém-nascidos examinados (n > 70).
1. Preparações do dispositivo
- Conecte o dispositivo à porta USB de um computador com o software ECG baixado nele. O dispositivo de medição começará automaticamente a aquecer até (37 °C/98.6 °F). A unidade de aquecimento interna está contida dentro da unidade de medição e aquece apenas a superfície plástica. Os eletrodos de fio prateado não são aquecidos.
- Deixe aproximadamente 15 minutos para que a superfície atinja a temperatura. Use esse tempo para reunir e montar animais.
NOTA: O protocolo pode ser pausado neste momento e a plataforma pode permanecer conectada e aquecendo por um longo período de tempo. Na ausência de uma plataforma de eletrodos auto-aquecidos, uma almofada de aquecimento segura para animais também pode ser usada para evitar que mãe e filhotes se tornem hipotérmicos.
2. Preparações para animais
- Pegue a mãe e os filhotes e mantenha-se dentro da gaiola até ficar pronto para recolher.
- Uma vez que a unidade de medição tenha aquecido até a temperatura, remova o filhote de rato da gaiola e limpe o tórax com 70% de etanol pulverizado em uma limpeza. Coloque o filhote na superfície aquecida do plástico.
- Deixe o mouse se aclimatar à superfície no escuro por aproximadamente 2-5 minutos.
3. Configuração da plataforma de mouse e eletrodo (aplicação de eletrodo)
- Use uma espátula metálica, sonda ou dowel de madeira para coletar uma pequena gota de gel adesivo e de condução elétrica (um gel de eletrodo de alta condutividade de secagem rápida comumente usado para colocação de eletrodos de roedores).
NOTA: Qualquer objeto sólido não fibrosa pode ser usado para aplicar o gel condutor, desde que o objeto não deixe para trás fibras sintéticas ou material semelhante nos eletrodos que possam interferir na qualidade do sinal elétrico. - Usando a espátula/dowel, toque suavemente na parte superior de cada uma das quatro superfícies de eletrodos achatadas pressionando suavemente para baixo e puxando o gel condutor em um ângulo oblíquo para longe do centro da construção do eletrodo. Certifique-se de que cada eletrodo individual está completamente coberto com o gel.
ATENÇÃO: Esta etapa é extremamente importante para garantir que o gel condutor e eletrodo não adere a mais de um único eletrodo. Os fios adesivos que se formam entre eletrodos podem conduzir a carga e potencialmente interferir ou curto o sinal elétrico desejado. O protocolo não deve ser pausado neste momento, pois o gel começará a se solidificar e se tornar aderente. Certifique-se de configurar o mouse na plataforma dentro de 5-10 minutos após a aplicação de gel condutor (ou substituição de gel de eletrodo condutor equivalente). - Coloque a espátula metálica ou o dowel de madeira com o restante do gel ao lado.
- Coloque o esterno do filhote de rato neonatal para baixo e propenso com a cabeça do filhote de frente para a borda USB de saída da plataforma. Certifique-se de que uma parte do peito do filhote está cobrindo cada um dos quatro eletrodos. Contenha suavemente os antebraços do filhote ao seu lado, mantendo simultaneamente por aproximadamente 1 minuto para permitir que o gel condutor se estafina.
- Coloque para-choques de silicone de borracha nos lados direito e esquerdo do filhote. Os para-choques devem fixar o filhote em cada lado e fornecer estabilidade para evitar movimentos excessivos do mouse, mas não devem impedir todo o movimento do mouse. Uma vez instalado, observe o mouse por um momento e ajuste a colocação do para-choques conforme necessário.
ATENÇÃO: Não comprimir o camundongo muito fortemente, pois isso pode interferir com a mecânica respiratória e a taxa respiratória. - Use o dowel que foi reservado para aplicar gel condutor restante no eletrodo traseiro de aterramento e coloque na garupa do filhote. Aplique pressão suave para permitir que o gel defina antes de soltar o filhote.
- Coloque o para-choque de silicone final em cima da garupa do mouse para manter o eletrodo de aterramento no lugar.
ATENÇÃO: Não aplique força excessiva ao colocar o para-choque final, pois isso pode causar desconforto ao filhote e/ou deslocar o eletrodo de aterramento. - Pegue toda a plataforma e coloque suavemente dentro da jaula de Faraday.
ATENÇÃO: Tenha cuidado e garanta que o para-choque de silicone superior não fique deslocado quando a gaiola faraday estiver no lugar. - Antes de gravar, certifique-se de que o filhote do rato não está se movendo excessivamente e certifique-se de que o corpo e a cabeça do mouse pareçam seguros.
ATENÇÃO: Certifique-se de que a cabeça do filhote de rato é capaz de se mover um pouco livremente dentro dos para-choques e não está completamente focinho para baixo na plataforma. A plataforma levantada foi projetada para elevar ligeiramente o tórax do mouse e evitar sufocamento, mas isso deve ser monitorado de perto.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Um ECG ideal teria um sinal claro e proeminente que permite que todas as ondas sejam analisadas em vários períodos de tempo diferentes(Figura 1). O laboratório inicialmente utilizou uma aplicação personalizada de um aparelho de eletromyografia para produzir ECGs de qualidade insatisfatória, o que só nos permitiu analisar parâmetros básicos como a frequência cardíaca(Figura S1). Este trabalho inspirado com uma empresa para desenvolver um novo protótipo de dispositivo ECG especificamente para a análise de filhotes de rato pós-natal precoces.
Uma leitura de má qualidade não tem batidas discerníveis, mostra clara interferência e tem ondas ou inconsistência ao longo da leitura(Figura 2). Para alcançar o ECG da mais alta qualidade, siga as instruções cuidadosamente. Tenha cuidado com a aplicação do gel condutor, pois ele é moderadamente adesivo, e pode exigir mais tempo para permitir que o mouse se acomode ao dispositivo. Ao fazer isso, reduz o risco de o mouse se mover, sendo um curto-la de eletrodos, e para o uso correto do dispositivo. Os ratos devem ser colocados no dispositivo para que a cabeça esteja voltada para os cabos que conectam o dispositivo à porta USB e em uma posição propensa(Figura 3). O mouse deve ser fixado por para-choques de borracha para mantê-los firmemente no lugar, com dois na lateral e um na parte superior(Figura 3). Estes para-choques devem fixar o mouse, mas não devem inibir o mouse de mover sua cabeça. O layout do mouse é importante para a leitura, pois os leads estão estacionários. Os cabos são configurados para que os dois eletrodos dianteiros sejam Lead I(Figura 3). Os dois eletrodos traseiros são Os Condutores II e III, com o eletrodo moído sendo na garupa do filhote (Figura 3). Configurar o mouse desta forma permitirá melhores resultados.
O programa utilizado permite a análise do ECG no programa. Isso fornece a análise de aspectos-chave, incluindo frequência cardíaca, intervalos R-R, intervalo complexo QRS, intervalo QT e intervalo de RP. Diante dessa capacidade, foi possível estabelecer um conjunto de dados de valores normativos para um camundongo perinatal(Tabela 1). Esses resultados normativos foram baseados em camundongos analisados um dia após o nascimento. Verificou-se que um batimento cardíaco médio foi de 357,2 batimentos por minuto (bpm). Os intervalos médios de R-R, QRS, QT e PR foram de 169,1, 16,9, 45,4 e 36,3 milissegundos (ms), respectivamente (Tabela 1). É importante ressaltar que a configuração pode ser usada para analisar padrões de ECG de camundongos neonatais que sofrem de defeitos cardíacos congênitos(Figura S2).
| Idade do Filhote | Ave/STDEV | Frequência cardíaca (bpm) | Intervalo R-R (ms) | Duração de RP (ms) | Duração do QRS (ms) | Duração de QT (ms) | Duração de ST (ms) | T Duração (ms) | P Duração (ms) |
| P1 | Médias | 357.2 | 169.1 | 36.3 | 16.9 | 45.4 | 16.4 | 18 | 12.8 |
| Desvio Padrão | 36.3 | 20 | 10.9 | 5.8 | 16 | 7.4 | 7.2 | 3.1 | |
| P3 | Médias | 412.4 | 149.2 | 46.4 | 14.5 | 53 | 22.3 | 16.2 | 14.8 |
| Desvio Padrão | 55.4 | 21.4 | 6.8 | 11 | 12.2 | 6.9 | 4.6 | 3.1 | |
| P5 | Médias | 505.5 | 119.2 | 46.7 | 11.7 | 51.3 | 20.8 | 18.8 | 14.2 |
| Desvio Padrão | 19.2 | 4.6 | 13.3 | 5.8 | 8.1 | 11.4 | 4.6 | 2.3 | |
| P7 | Médias | 555.3 | 108.7 | 40 | 9.5 | 43.6 | 20.3 | 13.7 | 14 |
| Desvio Padrão | 34.2 | 7 | 2.5 | 0.6 | 6 | 7.1 | 3.2 | 2.7 |
Tabela 1: Resultados representativos das medições de ECG para o filhote de camundongo perinatal médio P1, P3, P5 e P7.
Figura 1: Leituras eletrocardiográficas representativas de camundongos neonatais no primeiro (A, P1.0), terceiro (B, P3.0) e sétimo (C, P7.0) no dia pós-natal.
(A-C) As imagens representam exemplos de rastreamentos ECG de boa qualidade usando o dispositivo de 2 chumbo e não invasivo, capturado em um quadro de 1,5 s da leitura. Características notáveis das boas leituras de ECG incluem batidas claras e perceptíveis, como descrito coletivamente pela presença de ondas P consistentes seguidas por um complexo QRS e subsequentes ondas T, visíveis em ambos os Leads I-II de cada ponto de tempo pós-natal. Exemplos também incluem uma baixa relação sinal-ruído (artefato mínimo) e uma linha isoelétrica discernível. Faixa superior do ECG (vermelho): Chumbo I; faixa ECG inferior (verde): Chumbo II. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 2: Representante ECG lido com complicações.
Esta imagem é representativa de uma leitura ECG de má qualidade usando o dispositivo de 2 chumbo e não invasivo no primeiro dia pós-natal (P1.0). As imagens acima foram capturadas em um quadro de leitura de 1,5 s. Os rastreamentos de ECG de má qualidade são caracterizados pela ausência de batidas discerníveis (e formas específicas de ondas de ciclo cardíaco), juntamente com artefato pronunciado (alta relação de sinal:ruído), e inconsistências notáveis entre os Leads I e II de um determinado filhote de rato. Para melhorar este ECG, tanto o dispositivo quanto os para-choques de silicone que prendem o filhote exigiriam reposicionamento dentro da gaiola de Faraday. Para minimizar a interferência eletromagnética, a remoção de todos os dispositivos móveis próximos ao aparelho precisaria ser realizada. A medida final de solução de problemas envolveria o reposicionamento do filhote de rato nos eletrodos do dispositivo e/ou gel mais condutor precisaria ser (re-)aplicado. Faixa superior do ECG (vermelho): Chumbo I; faixa ECG inferior (verde): Chumbo II. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 3: Colocação dos eletrodos de chumbo do filhote de rato e do membro para coleta de ECG pós-natal precoce.
(A) Esquerda: Perspectiva anterior de colocação do mouse na plataforma de eletrodos dentro da gaiola Faraday (preto). Certo: Vista lateral ilustrando a colocação adequada do mouse em cima de eletrodos/plataforma elevados; para-choques de silicone de suporte (não retratado) são colocados em ambos os lados e no topo do filhote de rato dentro da gaiola faraday. (B) A colocação de membros bipolares e o eletrodo no camundongo neonatal. A ilustração mostra o ponto de contato para cada eletrodo elevado na superfície torácica ventral do filhote de rato. (B,C) Colocação de eletrodo, direcionalidade de chumbo torácico e (C) correspondente, rastreamentos de ECG representativos de um filhote de rato neonatal em P1.0 (Chumbo I (vermelho); Chumbo II (verde)). Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 4: Rastreamentos representativos de ECG de camundongos neonatais em múltiplos pontos de tempo pós-natal.
O ECG representativo lê(traços top 2) e ciclos cardíacos ilustrados(linha inferior)de filhotes de camundongos neonatais no primeiro(A, P1.0), terceiro(B, P3.0) e sétimo(C, P7.0) dia pós-natal. Cada imagem representa um rastreamento ECG exemplar usando o dispositivo não invasivo de 2 chumbo, capturado em um quadro de 1,5 segundo da leitura(A-C, Lead I (topo/vermelho); Chumbo II (inferior/verde)). Embora as formas de onda individuais pareçam sofrer alterações morfológicas com o aumento da idade, características notáveis e consistentes incluem batidas claras e perceptíveis, como descrito coletivamente pela presença de ondas P consistentes seguidas por um complexo QRS e subsequentes ondas T, visíveis em ambos os Leads I-II de cada ponto de tempo pós-natal. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura S1: Ilustração de eletrodos tradicionais de chumbo de membro para coleta não invasiva de ECG pós-natal precoce. (A, esquerda) Vista lateral da colocação do mouse e do eletrodo dentro da gaiola faraday (caixa). (B) Os eletrodos tradicionais de pele auto-vara estão posicionados na superfície dorsal do filhote. (A, à direita) O sinal semelhante ao ECG pode ser interpretado com o uso de transdutor de eletromiografia tradicional para produzir um rastreamento minimalista do ECG discernível apenas no Chumbo II(C, inferior). (B-C) Colocação de eletrodo, direcionalidade de chumbo torácico e rastreamento correspondente e representativo do ECG de um filhote de rato neonatal em P1.0 (Chumbo II; roxo). Clique aqui para baixar este número.
Figura S2: Leituras eletrocardiográficas comparativas de filhotes de controle de ninhadas e filhotes mutantes com doença cardíaca congênita no primeiro dia pós-natal (P1.0). (A,B) As imagens representam exemplos de rastreamentos de ECG de boa qualidade de filhotes neonatais saudáveis(A, CONTROL) em comparação com filhotes nascidos com CHD(B, CHD MUT) em P1.0. O dispositivo de 2 chumbo e não invasivo foi usado para capturar rastreamentos ECG em intervalos de 10,0(A,B, superior) e 1,5 segundos(A, B, inferior). Diferenças perceptíveis na frequência cardíaca são aparentes no CHD MUT(B),conforme visualizado pelo número reduzido de ciclos cardíacos (complexos) visíveis no período de tempo dado. A comparação também revela irregularidades na morfologia geral das formas de onda QRS, frequência e regularidade geral dos ciclos cardíacos no CHD MUT (B) quando comparado ao controle (A). Chumbo I (vermelho); Chumbo II (verde)). Clique aqui para baixar este número.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Os pontos de dados coletados no perinatal dia 1 filhotes de camundongos estão ligeiramente abaixo dos valores médios esperados para camundongos adultos (500-700 batidas por minuto). 8 Há um aumento na frequência cardíaca à medida que o mouse envelhece, que cai mais na linha para os valores esperados(Tabela 1). No entanto, é importante ressaltar que os valores neonatais estavam na extremidade inferior dessa faixa, apoiando a ideia de que os valores normativos devem ser documentados de forma específica da idade. Este método é diferente de outros protocolos de eletrocardiograma, na época em que não há trauma físico no camundongo. O protocolo é totalmente não invasivo, não requer o uso de anestesia, e é ideal para camundongos imediatamente após o nascimento. Nenhum outro dispositivo de eletrocardiograma permite que filhotes tão jovens sejam analisados desta forma9,10,11. Este protocolo visa estabelecer um método de referência confiável para gerar dados normativos específicos à população de camundongos neonatais, mas aplicáveis às populações pediátricas humanas.
Ao realizar um eletrocardiograma em um animal tão pequeno, é importante ter cuidado com todas as etapas. No entanto, existem alguns passos-chave que podem mudar a qualidade dos resultados. O primeiro é aplicar o gel condutor. Se houver muito gel, haverá uma chance maior para os eletrodos se conectarem e curtos. Se não houver gel suficiente, não haverá uma conexão segura. O melhor método para aplicar o gel é aproximar o eletrodo do canto externo e rolar o gel sobre a parte superior do eletrodo. É muito importante que seja tomada extrema cautela para garantir que não haja fios entre eletrodos, o que interferiria na presença e/ou qualidade da atividade elétrica. Pode ser útil pegar uma ferramenta fina (por exemplo, fórceps), e executá-la entre os eletrodos para coletar quaisquer roscas perdidas que possam não ser aparentemente visíveis. Embora não seja formalmente exigido como parte do protocolo, esta etapa extra pode servir como uma precaução adicional para garantir a condução ideal e o mínimo de ruído.
Se a presença de ruído de estática fizer com que o ECG seja ilegível(Figura 2),pode ser útil remover todos os dispositivos eletrônicos da vizinhança imediatamente (table-top). Isso é especialmente útil se algum dos dispositivos eletrônicos presentes nas proximidades estiver se movendo, pois esse movimento pode ser captado pelo dispositivo de gravação ECG12. Também é importante não introduzir movimentos externos durante a coleta de dados. Movimentos externos que possam interferir na qualidade do ECG podem incluir a colocação de objetos na mesma superfície próxima, e devem ser evitados até que a leitura seja concluída. Além de dispositivos externos, filhotes de rato muito ativos também podem causar interferência elétrica associada a movimentos corporais excessivos. A probabilidade desse tipo de interferência musculoesquelético aumenta à medida que os filhotes amadurecem, o que deve ser considerado ao selecionar idades para coleta de dados. Caso o filhote mude dos eletrodos de forma a comprometer significativamente a qualidade da leitura do ECG, deve-se considerar o reposicionamento do filhote. Reposicionar o mouse antes de optar por reaplicar o gel de eletrodo pode fornecer melhores resultados na maioria dos casos e economizar tempo adicional e reagentes. Antes de reposicionar o filhote, selecione o botão de pausa no software. A pausa da corrida interromperá a gravação ativa do ECG, mas continuará a acompanhar o tempo. Note-se que, quando a gravação for retomada, o ECG aparecerá mais tarde do que parou. Deslize a plataforma do dispositivo para fora da era Faraday com o mouse ainda posicionado entre os para-choques. Remova os para-choques ao redor do mouse e retire suavemente o filhote dos eletrodos. Reposicione o filhote nos eletrodos seguindo o mesmo protocolo de segurar suavemente o mouse no lugar por 1 min para o gel aderir (passo 3.4-3.5). Tente reposicionar o mouse para que os eletrodos estejam no tórax entre os membros superiores(Figura 3). Embora projetado como um método ideal e não invasivo para a coleta de ECG em camundongos neonatais, uma limitação associada a este protocolo seria o aumento da mobilidade associado à coleta de dados em um rato não anestesiado, pois o mouse também pode se mover e mudar no dispositivo que afetará a qualidade da leitura. Embora o movimento possa ser limitado com o posicionamento de para-choques de silicone, isso não pode ser evitado sem o uso de sedação ou anestesia.
Na situação em que uma gravação de ECG vem com forte interferência(Figura 2), apesar de ter minimizado todas as interferências elétricas, o próximo passo que deve ser dado é reposicionar a fiação externa que liga a plataforma de gravação à gaiola de Faraday. É muito importante que a fiação externa permaneça adequadamente conectada à plataforma de gravação durante a aquisição de dados. Se a fiação externa for reposicionada, certifique-se de recolocar esta fiação cuidadosamente em ambas as extremidades, até que uma gravação mais clara possa ser obtida. Se o uso da gaiola Faraday fornecida com o dispositivo não for adequado, o dispositivo pode ser usado em outras gaiolas faraday.
Se a gravação não estiver clara ou o mouse tiver se movido dos eletrodos, remova o mouse do dispositivo e limpe os eletrodos tomando fórceps e removendo todo o gel condutor. Como o gel condutor é solúvel em água, também pode-se usar água morna para remover suavemente o excesso de gel da pele do filhote. Reaplique o gel e reposicione o filhote.
Para obter os melhores resultados, certifique-se de que o dispositivo esteja devidamente limpo antes e depois de cada uso. O gel seca e pode ser removido usando fórceps para puxá-lo do dispositivo, mas o gel é solúvel em água, de modo que um pano úmido pode ser usado para limpar os eletrodos da plataforma de gravação.
Ratos mais velhos têm sido mais ativos no processo de gravação, por isso é importante monitorá-los de perto, pois eles muitas vezes se movem dos eletrodos e podem até mesmo sair da plataforma do dispositivo. Embora uma leitura clara possa não acontecer imediatamente, com solução de problemas e reposicionamento, houve sucesso em obter gravações utilizáveis com este dispositivo(Figura 1). Ratos ativos podem precisar ser devolvidos à mãe e reanalisados após uma pausa. Eles também podem ser mantidos na palma da mão e suavemente cobertos para fornecer calor e escuridão até que o filhote se acalme.
Este dispositivo foi projetado para coletar dados de ECG em filhotes de camundongos desde a idade de nascimento até P10 (Figura 4). Filhotes mais velhos que P10 provavelmente não serão capazes de se encaixar no dispositivo com a gaiola Faraday, um componente essencial para maximizar as relações de sinal para ruído. Mesmo em P10, os ajustes de posicionamento provavelmente precisarão ser feitos para acomodar um tamanho maior do corpo no dispositivo. Tenha extrema cautela ao mover o dispositivo para dentro e para fora da gaiola de Faraday. A remoção do para-choque superior permitirá que o mouse coloque na plataforma de eletrodos com a gaiola de Faraday circundante. Dado que os ratos nesta idade são mais ativos, eles são mais aptos a mover-se dos eletrodos sem a estabilização do para-choque superior. O para-choque superior também pode ser colocado na frente do filhote para ajudar a desencorajar o filhote a sair do dispositivo.
A novidade deste dispositivo e o protocolo correspondente incluem otimização para uso imediatamente após o nascimento, a capacidade do sistema de acomodar uma faixa etária mais ampla (P1-P10) e a necessidade abordada por este método para expandir as aplicações translacionais dos métodos de pesquisa in vivo no campo da fisiologia cardiovascular e além. Embora dispositivos sofisticados que utilizam a ecocardiografia para quantificar ciclos cardíacos em camundongos recém-nascidos estejam disponíveis13,uma grande vantagem deste protocolo é que ele permite um meio relativamente simples e acessível para abordar parâmetros eletrofisiológicos básicos, o que é muito atraente no atual ambiente de financiamento científico.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Os autores não relatam conflitos de interesse.
Acknowledgments
Os autores reconhecem o generoso apoio da Saving tiny Hearts Society (KLT), do Programa UNE COBRE (número de subvenção do NIGMS P20GM103643; LAF), e o Sure Fellowship Program na Universidade de New England (VLB), bem como suporte técnico do paciente de Ashish More (iWorx, Dover, NH). As figuras 3, figura 4 e figura S1 foram criadas com software Biorender.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| LabScribe4 | iWorx | LabScribe4 | Software used to record ECG |
| Neonatal Mouse ECG & Respiration System | iWorx | RS-NMECG : Neonatal Mouse ECG | ECG device |
| Tensive Conductive Adhesive Gel | Parker Laboratories, Inc | 22-60 | Tac-gel used as conductive gel for ECG |
References
- Pappano, A. J., Wier, W. G. Cardiovascular Physiology. 11, Elsevier. 40-41 (2019).
- Kaese, S., Verheule, S. Cardiac electrophysiology in mice: A matter of size. Frontiers in Physiology. 3, Semptember 1-19 (2012).
- Sisakian, H. Cardiomyopathies: Evolution of pathogenesis concepts and potential for new therapies. World Journal of Cardiology. 6 (6), 478-494 (2014).
- London, B. Cardiac Arrhythmias: From (Transgenic) Mice to Men. Journal of Cardiovascular Electrophysiology. 12 (9), 1089-1091 (2001).
- Zehendner, C. M., Luhmann, H. J., Yang, J. -W. A Simple and Novel Method to Monitor Breathing and Heart Rate in Awake and Urethane Anesthetized Newborn Rodents. PLoS ONE. 5, 62628 (2013).
- Zhao, Y., et al. Dry-contact microelectrode membranes for wireless detection of electrical phenotypes in neonatal mouse hearts. Biomedical Microdevices. 17 (2), 40 (2015).
- Cao, H., et al. Wearable multi-channel microelectrode membranes for elucidating electrophysiological phenotypes of injured myocardium. Integrative Biology. 6 (8), 789 (2014).
- Ho, D., et al. Heart rate and electrocardiography monitoring in mice. Current Protocols in Mouse Biology. 1 (1), 123-139 (2011).
- Heier, C. R., Hampton, T. G., Wang, D., DiDonato, C. J. Development of electrocardiogram intervals during growth of FVB/N neonate mice. BMC Physiology. 10, 16 (2010).
- Heier, C. R., DiDonato, C. J. ECG in neonate mice with spinal muscular atrophy allows assessment of drug efficacy. Frontiers Biosciences (Elite Ed). 7, 107-116 (2015).
- Chu, V., et al. Method for noninvasively recording electrocardiograms in conscious mice. BMC Physiology. 1, 6 (2001).
- Patel, S. I., Souter, M. J. Equipment-related electrocardiographic artifacts: causes, characteristics, consequences, and correction. Anesthesiology. 108 (1), 138-148 (2008).
- Castellan, R. F. P., Thomson, A., Moran, C. M., Gray, G. A. Electrocardiogram-gated kilohertz visualisation (EKV) ultrasound allows assessment of neonatal cardiac structural and functional maturation and longitudinal evaluation of regeneration after injury. Ultrasound in Medicine and Biology. 46 (1), 167-179 (2020).
