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Article de méthode

Contention pour induire un stress chez les souris et les rats

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DOI :

10.3791/67387

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6 décembre 2024

1Department of Psychological and Brain Sciences, Fairfield University

Dans cet article

Résumé

Cet article couvre les procédures pour induire des réponses de stress à l’aide du stress de contention physique chez les souris et les rats. D’autres considérations à prendre en compte lors du choix et de l’utilisation du stress de contention dans les modèles de rongeurs sont abordées.

Résumé

Chez toutes les espèces animales, l’exposition à des conditions stressantes induit des réponses de stress. Une méthode pour étudier les effets du stress à l’aide de modèles de rongeurs est la procédure de stress de contention. Le stress de contention est utilisé depuis des décennies pour étudier les changements dans la physiologie, la génétique, la neurobiologie, l’immunologie et d’autres systèmes affectés par le stress. En raison de la facilité d’exécution de la procédure, du faible coût et des nombreuses modifications apportées à l’échelle de l’intensité et de la durée de l’exposition au stress, une vaste littérature d’études a utilisé le stress de contention chez les souris et les rats. À titre d’exemple, cette étude présente des données précédemment publiées montrant l’impact du stress de contention chez les souris transgéniques sur les niveaux de corticostérone plasmatique et la libération de noradrénaline induite par l’optogénétique. Le stress aigu de contention a augmenté les niveaux de corticostérone plasmatique, mais cet effet a été atténué chez les souris après un stress de contention répété. Cependant, la libération stimulée de noradrénaline dans le noyau du lit de la strie terminale n’a augmenté que dans le groupe de stress répété. Ces données mettent en évidence des considérations importantes concernant les paramètres de restriction sur les mesures dépendantes. D’autres descriptions du stress de contention chez les rats sont également incluses à des fins de comparaison. Enfin, l’influence des paramètres de la contention (par exemple, aiguë ou chronique) et des caractéristiques des sujets animaux (tension, sexe, âge) est discutée.

Introduction

En raison de l’expérience universelle du stress, l’étude des mécanismes de modification des réponses à la suite d’expositions au stress fait l’objet d’un domaine de recherche constant depuis plusieurs décennies1. Ces recherches ont commencé à analyser les aspects du stress qui peuvent être bénéfiques pour augmenter l’adaptabilité et la réactivité aux facteurs de stress aigus provenant d’expériences de stress qui induisent des altérations inadaptées des fonctions physiologiques et comportementales, résultant souvent d’une exposition prolongée à des facteurs de stress répétés et/ou imprévisibles. Bon nombre de ces réponses aux facteurs de stress ont un impact sur la fonction cérébrale, l’axe hypothalamo-hypophyso-surrénalien (HPA), les branches sympathiques et parasympathiques du système nerveux autonome et le système immunitaire. L’exposition à des facteurs de stress déclenche la libération accrue de facteur de libération de la corticotrophine (CRF) pour augmenter l’hormone adrénocorticotrope (ACTH) et les hormones glucocorticoïdes, telles que le cortisol chez les primates et de nombreux autres mammifères et la corticostérone chez les rongeurs2. De plus, l’épinéphrine et la noradrénaline sont libérées dans toute la périphérie et le cerveau dans le cadre de la réponse du système nerveux sympathique3. Ces signaux chimiques interagissent ensuite avec un certain nombre de systèmes physiologiques, tels que la fonction immunitaire, le métabolisme, la reproduction et la réactivité neuronale4.

Les expériences stressantes sont associées à une myriade de conditions, notamment une augmentation de l’anxiété et de la dépression, des altérations de l’apprentissage et de la mémoire, des déficiences de la prise de décision et des fonctions exécutives et une susceptibilité aux troubles liés à la consommation de substances, entre autres. Chacun de ces effets dépend à la fois des paramètres du facteur de stress et des caractéristiques de l’individu qui subit le stress4. La nature du facteur de stress, qu’il soit aigu ou chronique et qu’il soit contrôlable ou imprévisible, modifie considérablement les résultats observés. Ces aspects du stress semblent cohérents entre les expériences humaines et les modèles animaux. Ainsi, pour modéliser le stress dans les études animales, il faut soigneusement sélectionner les paramètres d’exposition au stress qui conviennent à l’espèce, au sexe et à la condition.

Bien qu’un certain nombre de facteurs de stress soient disponibles pour des études sur des rongeurs (y compris des facteurs de stress psychosociaux comme le stress d’isolement social ou la défaite sociale, des facteurs de stress pharmacologiques comme l’administration de cortisol ou de yohimbine, des facteurs de stress physiques comme le choc du pied et la contention, et des facteurs de stress multimodaux qui se combinent ou alternent entre les conditions), ce manuscrit se concentrera sur l’utilisation du stress de contention chez les souris et les rats. Le stress de contention peut être choisi par rapport à d’autres facteurs de stress parce qu’il est facile à réaliser, peu coûteux, adaptable à différentes tailles de rongeurs, évolutif à la fois à des périodes aiguës et à long terme, et entraîne rarement des dommages négatifs pour le sujet5. Bien que ce manuscrit se concentre sur les changements durables induits par l’exposition au stress de contention, certaines études utilisent la contention chez les rongeurs pour examiner les mécanismes et les comportements qui se produisent pendant la contention, y compris les comportements d’adaptation actifs impliqués dans l’évasion du facteur de stress 6,7,8,9. L’objectif de ce manuscrit est de fournir des considérations méthodologiques pour évaluer l’impact du stress de contention sur des souris ou des rats.

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Protocole

Les expériences et les protocoles ont été approuvés par l’Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) de l’Université de Caroline du Nord à Chapel Hill (souris) et de l’Université Fairfield (rats) et suivent les directives du NIH10.

1. Stress de contention chez la souris

REMARQUE : Les souris offrent un certain nombre d’avantages lorsqu’elles étudient les effets du stress sur la physiologie et les systèmes neuronaux. Avec la prévalence des lignées de souris transgéniques, des études mécanistes sur les interactions entre les gènes et les expositions au stress sont facilement réalisables. Que vous utilisiez des souris transgéniques ou de type sauvage, il est recommandé de tenir compte de la souche de fond. De plus, en raison de leur taille et de leur logement social, les souris offrent un avantage dans l’utilisation de l’espace par rapport aux autres espèces.

  1. Exposition au stress de contention
    1. Attribuez au hasard des souris à des groupes de contrôle de la cage familiale, de stress aigu ou de stress chronique de contention.
    2. Déterminez la durée de l’exposition au stress. Pour les facteurs de stress aigus, utilisez une seule séance de 5 min à 12 h confinée dans l’appareil de contention. Pour les facteurs de stress chroniques, assurez-vous que la séance correspond à la durée du facteur de stress aigu, mais qu’elle est répétée quotidiennement pendant aussi peu que 3 jours et aussi longtemps que 21 jours.
      REMARQUE : Étant donné que les souris n’auront pas accès à de la nourriture et à de l’eau lorsqu’elles sont dans des conditions de contention, demandez-vous si les animaux de contrôle en cage familiale ne devraient pas non plus avoir accès à de la nourriture et à de l’eau.
    3. Modifier les tubes coniques de 50 mL pour ajouter des trous de ventilation.
      1. Utilisez une perceuse électrique avec un foret de 1/8 po pour espacer uniformément les trous autour de chaque tube conique afin d’assurer la circulation de l’air dans toutes les zones du tube.
      2. Placez ces trous pour permettre à la souris d’accéder à l’air, quelle que soit la direction dans laquelle la souris fait face dans le tube. Assurez-vous qu’il ne reste pas d’arêtes vives après la modification.
        REMARQUE : Ces tubes coniques modifiés devraient être efficaces pour la plupart des souris adultes (~20-40 g) mais peuvent ne pas retenir les petites / jeunes souris ou les souches plus grandes.
    4. Dans une salle d’essai, distincte du logement des animaux et des tests comportementaux, placez l’animal assigné à la contention dans le tube conique modifié avec le capuchon attaché pour confiner la souris dans le tube pendant la durée de contention désignée.
      REMARQUE : Les spécificités de la conception de la salle d’essai peuvent varier en fonction de l’espace disponible dans l’installation. La pièce peut comprendre des hottes et d’autres équipements de laboratoire et/ou des tables/paillasses de laboratoire ou être une salle d’intervention vide. Cependant, quelle que soit la configuration de la salle, l’environnement de la salle de contention doit rester constant pendant les expositions répétées afin d’éviter les modifications induites par le contexte dans les réponses au stress11.
    5. Placez le tube de retenue horizontalement sur une surface plane. Si nécessaire, fixez le tube avec du ruban adhésif de laboratoire ou un bassin de pipette/réservoir de réactif afin qu’il ne roule pas avec la souris à l’intérieur.
      REMARQUE : Dans des conditions de stress, les souris produisent des vocalisations ultrasonores. Déterminer si la conception de l’étude nécessite une isolation acoustique par rapport à d’autres sujets retenus12. La corticostérone et d’autres marqueurs des réponses au stress suivent les rythmes circadiens. Par conséquent, il faut tenir compte des conditions d’éclairage et du temps de l’agent de stress. Dans tous les groupes de stress, la contention doit avoir lieu à un moment constant de la journée, de préférence au début du cycle de lumière 13,14,15. Pour l’étude présentée ici, les souris ont été immobilisées pendant environ 3 heures après l’allumage des lumières.
    6. Surveillez chaque animal pendant le stress de contention au moins toutes les 20 minutes. Déterminer visuellement si l’animal présente des réponses inhabituelles (respiration lente, manque de mouvement). Si vous observez, retirez la souris du tube de contention, contactez un vétérinaire et excluez la souris de l’étude.
    7. Remettez la souris dans la cage de la maison et donnez-lui accès à de la nourriture et de l’eau.

2. Stress de contention chez le rat

REMARQUE : En tant que rongeurs plus gros, les rats ont des avantages à prendre en compte lorsqu’ils étudient les effets du stress. Comme les souris, les rats ont diverses souches avec des réponses différentielles à l’exposition au stress16,17. De plus, l’augmentation de la taille des rats rend les rats plus faciles à utiliser avec certaines mesures comportementales, par exemple l’auto-administration de médicaments.

  1. Exposition au stress de contention
    1. Attribuez au hasard le rat aux groupes de contrôle de la cage familiale, de stress aigu ou de stress chronique par contention.
    2. Déterminez la durée de l’exposition au stress. Pour les facteurs de stress aigus, utilisez une seule séance de 5 min à 12 h confinée dans l’appareil de contention. Pour les facteurs de stress chroniques, assurez-vous que la séance correspond à la durée du facteur de stress aigu, mais qu’elle est répétée quotidiennement pendant aussi peu que 3 jours et aussi longtemps que 21 jours.
      REMARQUE : Étant donné que les rats n’auront pas accès à de la nourriture et à de l’eau lorsqu’ils seront en condition de contention, demandez-vous si les animaux témoins des cages familiales ne devraient pas non plus avoir accès à la nourriture et à l’eau.
    3. Pour un tube de retenue disponible dans le commerce, suivez les étapes décrites ci-dessous.
      REMARQUE : Des tubes de contention pour rats disponibles dans le commerce sont disponibles. Ces appareils ont une variété de conceptions, y compris des fils métalliques, des conteneurs et des tubes en plastique/plexiglas avec des options à fond arrondi et plat. Chaque option est simple à utiliser.
      1. Insérez le rat dans l’appareil, puis ajoutez une prise ajustée à la taille du sujet et verrouillez-le en place. Lorsqu’il est placé dans le tube de retenue, assurez-vous que le rat est bien confiné pour éviter les virages de la tête à la queue, mais qu’il peut respirer facilement.
        REMARQUE : Ces appareils sont conçus pour retenir les rats et n’ont pas besoin d’être modifiés pour la respiration. Cette étude utilise le dispositif de retenue du tailveiner (Table of Materials), qui comprend des ventouses sur une plate-forme sous le tube pour fixer le dispositif. Un avantage supplémentaire de ce dispositif est que la queue est accessible à l’extérieur du dispositif pour le contrôle du sujet lors de l’insertion et du retrait du tube ou de la prise de sang dans la veine de la queue pendant la contention.
    4. Dans une salle d’essai distincte du logement des animaux et des tests comportementaux, placez les animas assignés à la contention dans le tube de contention pendant la durée de contention désignée. Placez le tube de retenue horizontalement sur une surface plane.
      REMARQUE : Dans des conditions de stress, les rats produisent également des vocalisations ultrasonores. Déterminez si la conception de l’étude nécessite une isolation acoustique par rapport à d’autres sujets restreints.
    5. Surveillez chaque animal pendant le stress de contention au moins toutes les 20 minutes. Déterminer visuellement si l’animal présente des réponses inhabituelles (respiration lente, manque de mouvement). Si vous l’observez, retirez le rat du tube de contention, contactez un vétérinaire et excluez le rat de l’étude.
    6. Remettez le rat dans la cage de la maison et donnez-lui accès à de la nourriture et de l’eau.

3. Évaluation du stress

  1. Mesure de l’activation de l’HPA
    1. S’il y a lieu, après une exposition au stress de contention ou un retrait de la cage familiale, décapiter rapidement les sujets pour recueillir le sang du tronc dans des tubes héparinisés.
    2. Isolez le plasma par centrifugation et stockez les échantillons de plasma à -80 °C. Analysez la corticostérone sanguine à l’aide d’un kit de dosage immuno-enzymatique (ELISA).
      REMARQUE : Bien que la corticostérone soit souvent utilisée comme mesure de la gravité de l’exposition au stress, en particulier le stress aigu, les niveaux de corticostérone ne sont pas toujours corrélés avec les changements de comportement induits par le stress6. De plus, la réponse de l’axe HPA régulant la libération de corticostérone s’habitue à l’exposition répétée au même facteur de stress18. Alternativement, l’hormone adrénocorticotrope (ACTH) peut être une mesure plus fiable de l’intensité d’un facteur de stress aigu4. Il reste élevé pendant environ une heure après l’arrêt de l’exposition aux facteurs de stress, mais un stress sévère et prolongé (environ > 2 heures) peut fatiguer sa production.
  2. Effets comportementaux
    1. Le cas échéant, après l’exposition au stress de contention ou le retrait de la cage familiale, évaluez la performance comportementale du rongeur avec la tâche comportementale appropriée.
      REMARQUE : De plus amples informations concernant les effets de la contention sur divers modèles comportementaux peuvent être trouvées dans la section de discussion.
  3. Neurobiologie
    1. Alternativement ou en plus, évaluer la fonction neurobiologique après la contention, l’exposition au stress ou le contrôle. Un large éventail de tests peut étudier les effets du stress de contention sur les cellules, les synaptiques et les circuits. En fonction du test, implantez un appareil de mesure in vivo ou prélevez du tissu cérébral pour effectuer l’analyse sélectionnée.
      REMARQUE : Les effets du stress sur les changements spécifiques au type cellulaire dans la synthèse des protéines et les modifications épigénétiques ont été examinés en profondeur par McEwen et ses collègues1. Ces modifications génétiques et protéiques induisent la plasticité pour modifier les connexions et les circuits synaptiques. Afin de mener ces études, prélever du tissu cérébral après une exposition au stress et effectuer des analyses génomiques, protéomiques, physiologiques ex vivo et autres. Vous pouvez également évaluer les changements neurobiologiques à l’aide de mesures in vivo telles que la microdialyse, la voltampérométrie cyclique à balayage rapide (FSCV), la photométrie par fibre, etc. Ces approches enregistrent la libération neurochimique et l’activation neuronale, à la fois après l’exposition au stress de contention 2,19 et maintenant pendant la contention 8,9,20. La boîte à outils permettant d’évaluer les mécanismes neurobiologiques sous-jacents aux effets du stress de contention s’élargit rapidement, ce qui permet de mieux comprendre les complexités du stress.

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Résultats

Dans une étude publiée antérieurement21, les procédures de stress de contention décrites dans ce manuscrit ont été utilisées pour évaluer l’impact du stress de contention sur la régulation du cortisol et de la noradrénaline, relevant des larges possibilités de changements neurobiologiques induits par le stress mentionnées dans le protocole 3.3. Dans cette étude, nous avons utilisé le protocole décrit ci-dessus pour la contention des souris. Des détails supplémentaires qui dépassent le cadre de l’o...

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Discussion

Pour étudier les effets du stress sur les fonctions physiologiques, neurobiologiques et comportementales dans des modèles de rongeurs, il faut utiliser les conditions qui produisent du stress chez les rongeurs. Parmi ces considérations, il y a les conditions qui produisent des réponses au stress chez le sujet. La contention est une procédure validée pour produire des réponses physiologiques et comportementales chez les rongeurs correspondant aux effets du...

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Déclarations de divulgation

Aucun conflit d’intérêts à signaler.

Remerciements

J’apprécie les commentaires éditoriaux fournis par Holly Rahurahu et Sam Shaffer.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
50 mL Bouchon à vis à usage général Tube coniqueGlobe Scientific6288
Bassin de pipette jetableFisher Scientific13-681-500
Kit ELISA pour corticostéroneEssais d’arbreK014-H
Tailveiner Restrainer TubeBraintree ScientificRTV

Références

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