Name: Une simple mouche Essai de comportement alimentaire dans Drosophila (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-11-04T21:30:00.000+00:00
Duration: 13 min 1 s
Description: Découvrez un test automatisé pour étudier le comportement alimentaire olfactif chez Drosophila melanogaster. Cette méthode quantifie les changements comportementaux induits par la privation de nourriture.

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Ce travail a été financé par des subventions de recherche à JWW de l&#39;Institut National de la Santé (R01DK092640) et la National Science Foundation (0920668).

Une. Fly Collection et famine <ol><li> Arrière Les mouches expérimentales en température et d&#39;humidité des conditions contrôlées (par exemple 21 ° C, 50-60% d&#39;humidité relative) sur un cycle de lumière de 12 h / sombre. </li><li> Récupérer mouches femelles le jour de l&#39;éclosion et les placer, avec 4-5 hommes, dans de nouveaux flacons alimentaires (maximum de 30 par flacon). Âge vole 2-5 jours. </li><li> Préparer les chambres pour voler la famine. <ol><li> Poussez un tissu unique (4,8 x 8,4 pouces) vers le bas d&#39;un flacon en plastique vide. Complètement tremper le tissu avec de l&#39;eau distillée. Utilisez un objet à pousser vers le bas sur le tissu et presser doucement l&#39;excès d&#39;eau. </li><li> Retourner le flacon de jeter le surplus d&#39;eau. Il devrait y avoir suffisamment d&#39;eau pour garder les mouches hydratés et la chambre de la famine humide, mais pas assez pour noyer les mouches. </li></ol></li><li> Transférer les mouches du flacon de la nourriture dans une chambre de la famine et de brancher le flacon sur 18-24 h avant le début de l&#39;expérience. Rangez leflacons dans des conditions de température et d&#39;humidité contrôlées durant la nuit jusqu&#39;à ce que l&#39;expérience commence le lendemain. </li></ol> 2. Préparation de l&#39;odeur des aliments <ol><li> Préparer une solution d&#39;agarose à 1% par addition de 0,1 g de basse température de fusion d&#39;agarose à 10 ml d&#39;eau distillée dans un ballon en verre. Chauffer la solution d&#39;agarose dans un micro-ondes juste jusqu&#39;à ce qu&#39;il commence à bouillir, mais bien avant, il déborde. <ol><li> Arrêtez le micro-ondes et agiter le flacon une fois. Répétez cette étape deux fois plus que l&#39;agarose est complètement dissous. Conserver la solution d&#39;agarose à l&#39;état liquide en gardant le ballon au chaud sur une plaque fixée à 50 ° C. </li></ol></li><li> Ajouter 990 ul de la solution d&#39;agarose à 1% et 10 pi de vinaigre de cidre dans un tube Eppendorf de 1,5 ml pour obtenir une solution à 1% de vinaigre de cidre de pomme. Vortex la solution jusqu&#39;à ce que mitigés et le placer dans un incubateur de bain sèche réglée à 50 ° C. </li></ol> 3. Test chambres et Comportement installation de chambre <ol><li&gt; Définir la salle d&#39;examen pour les conditions souhaitées (par exemple, température et humidité). </li><li> Mettez le panneau de LED (660 nm). </li><li> Rincer les tamis et les plaques d&#39;essai avec de l&#39;eau chaude et faites-les chauffer dans un four de séchage jusqu&#39;à ce que toute l&#39;humidité soit évaporée. Refroidir les tamis et les plaques jusqu&#39;à la température ambiante d&#39;essai avant les expériences débutants. </li><li> Placez un plat peu profond sur le dessus de la plaque de diffusion et de le remplir avec de l&#39;eau pour augmenter l&#39;humidité locale et pour masquer l&#39;eau dans la goutte d&#39;agarose. </li><li> Placez les tamis sur le plat d&#39;eau. </li></ol> 4. Fly Chargement en cours dans les plaques d&#39;essai Diagrammes avec des spécifications pour les plaques de test peuvent être trouvés dans la section Fichiers supplémentaires. La plaque d&#39;essai est faite d&#39;acrylique clair et se compose de 6 arènes de test. Un simple curseur contient chambres de retenue qui permettent mouche chargement, le confinement temporaire, et la libération simultanée de 6 mouches dans leurs chambres respectives àle début de l&#39;expérience. Réticules gravés au centre de chaque scène dans la plaque indiquent où odorants doivent être déposés à la pipette. <ol><li> Insérer les curseurs dans la plaque de test de l&#39;acrylique. </li><li> Faites glisser doucement l&#39;aspirateur dans le flacon au-delà du tampon de coton et permettre à environ 6 vol à pied dans le aspirator.it est essentiel d&#39;être aussi doux que possible dans leur manipulation. On peut profiter de comportement de la mouche phototactiques pour induire vol à ramper vers l&#39;aspirateur en soulignant l&#39;ouverture du flacon vers une source de lumière faible. Si nécessaire, on peut aussi appliquer une aspiration douce pour aspirer environ 6 mouches femelles. </li><li> Insérer l&#39;embout de l&#39;aspirateur dans le premier trou de la plaque de test. Laisser une mouche de passer dans la cellule de détention et doucement avancer le curseur vers l&#39;avant pour charger une mouche dans le trou suivant. Continuez jusqu&#39;à ce que les mouches occupent tous les 6 cellules de détention de la plaque. </li><li> 5 ul de solution de vinaigre d&#39;agarose à 1% de cidre de pomme directement sur le centre de la cross-poils sur la face interne de la plaque de test. </li></ol> 5. Positionnement de la plaque d&#39;essai <ol><li> Pour centrer la plaque de test, ouvrez le fichier nommé &quot;Positionnement Tool.vi.&quot; &quot;VI LabVIEW pour Outil de positionnement. vi peut être trouvé dans la section Fichiers supplémentaires. Exécutez le fichier en cliquant sur la flèche blanche dans le coin supérieur gauche de l&#39;écran. </li><li> Placer la plaque de test au-dessus du tamis de sorte que l&#39;ouverture fait face à la scène de la chaussée tamis et la cible d&#39;odeur est présent dans le plafond de la plaque. Aligner les réticules gravés dans l&#39;arrière de la plaque de test avec le réticule sur l&#39;écran du moniteur. </li><li> Lorsque l&#39;alignement est terminé, interrompre l&#39;exécution en cliquant sur le point rouge situé dans le coin supérieur gauche de l&#39;écran. </li></ol> 6. Enregistrer la position Fly cours de l&#39;expérience <ol><li> Pour suivre et d&#39;enregistrer les coordonnées de la mouche au cours de chaque essai de recherche de la nourriture, ouvrez le fichier du logiciel d&#39;acquisition &quot;Fly Tracking - Six Zones.vi &quot;VIs LabVIEW pour&quot; Suivi Fly -. Six Zones.vi &quot;peut être trouvé dans la section Fichiers supplémentaires Exécutez le fichier en cliquant sur la flèche blanche dans le coin supérieur gauche de l&#39;écran. . </li><li> Attribuez un nom au fichier et cliquez sur &quot;OK&quot;. </li><li> Avancer les curseurs dans les chambres d&#39;essai pour libérer les mouches dans les arènes de test. Veillez à ne pas déplacer les chambres de test comme cela conduira à un mauvais alignement avec les coordonnées de logiciels d&#39;analyse. </li><li> Cliquez sur &quot;Démarrer&quot; (l&#39;enregistrement commence) et veiller à ce que la seule source de lumière dans la chambre d&#39;essai est le panneau LED 660 nm. </li><li> Lorsque le procès est terminé, retirez le tamis et la chambre de comportement. Soulevez la plaque de test du tamis et enlever les mouches en immergeant la plaque de glace. Nettoyez délicatement la plaque avec de l&#39;eau chaude et enlever tous les débris agarose. Placer les plaques d&#39;essai dans un four de séchage pour éliminer l&#39;humidité. </li><li> Aérer la zone de test en tournant sur un small ventilateur pendant environ 2 min. Arrêter le ventilateur et charger le prochain groupe de mouches dans la plaque de test suivante. </li></ol> 7. Analyse des données au moyen de logiciels personnalisés &quot;Analyse des données de suivi Fly-Six zones&quot; peut être trouvé dans la section Fichiers supplémentaires. Lors de l&#39;acquisition de données, les coordonnées de position de mouche individuelle des dossiers de logiciels d&#39;acquisition pour chaque point de temps dans un fichier texte. Un appareil photo numérique unique positionné au-dessus des plaques d&#39;essai acquiert des images à un taux de 0,5 Hz de trame. Le logiciel d&#39;analyse &quot;analyse des données pour la mouche de suivi-Six zones&quot; extrait les informations de ce fichier texte à un) calculer la vitesse moyenne, b) déterminer le moment où une mouche situé succès la source de l&#39;odeur, et c) la construction des fenêtres graphiques temps qui permettent à l&#39;utilisateur de vue: voler l&#39;emplacement, la distance de la mouche de la source de l&#39;odeur dans le temps et la vitesse de vol moyenne au fil du temps. Il met également en forme les données pour l&#39;exportation facile en spreprogramme de adsheet. Dans cette macro, nourriture recherche de latence est définie comme le point de temps à qui vole passer au moins 5 secondes dans un rayon de 5 mm du centre de l&#39;arène. <ol><li> Ouvrez le fichier du logiciel d&#39;analyse «l&#39;analyse des données pour le suivi Fly - Six zones&quot;. Sous l&#39;onglet &quot;Windows&quot;, cliquez sur &quot;Créer une nouvelle table.&quot; Répétez cette étape jusqu&#39;à six tableaux ont été créés. </li><li> Sous l&#39;onglet &quot;Macros&quot;, cliquez sur &quot;Foodfinding.&quot; Un panneau principal devrait apparaître avec les options suivantes: Ouvrir fichier de données brutes pour la disposition; Ouvrir les données brutes du fichier pour un fichier de données; Fly Lieu, Distance, vitesse, mise en page; FormatDataFile. </li><li> Pour afficher les données brutes sans ajoutant des valeurs dans un fichier texte, cliquez sur &quot;Ouvrir un fichier de données brutes pour la disposition.&quot; Recherchez et sélectionnez le fichier de données expérimentales dans la fenêtre du navigateur qui apparaît. Cliquez sur &quot;Ouvrir&quot;. </li><li> Cliquez sur &quot;Fly Lieu&quot; pour voir l&#39;emplacement de chaque mouche dans chacun des six domaines (six parcelles XY représentant chaque volée »s la position dans le temps devrait apparaître sur l&#39;écran). </li><li> Cliquez sur &quot;Distance&quot; pour afficher la distance de chaque volée de la source de l&#39;odeur (six parcelles représentant la distance de la mouche de la source de l&#39;odeur dans le temps doivent apparaître sur l&#39;écran). La ligne horizontale à y = 5 mm indique le seuil à partir duquel la volée est considéré comme étant situé à la source de nourriture. </li><li> Cliquez sur &quot;Speed&quot; pour afficher la vitesse moyenne de chaque volée pendant le procès (six parcelles représentant la vitesse de la mouche dans le temps doivent apparaître sur l&#39;écran). </li><li> Cliquez sur &quot;Mise en page&quot; pour afficher une mise en page avec tous les emplacement à la mouche, la distance et la vitesse des graphiques en plus de la vitesse moyenne (pendant les 50 premières secondes) et la latence de trouver la source de l&#39;odeur pour chaque volée (figure 1). Pour voir correctement la mise en page, il peut être nécessaire d&#39;ajuster les marges. Pour ce faire, cliquez d&#39;abord sur la fenêtre de mise en page. Sous l&#39;onglet &quot;Fichier&quot;, cliquez sur &quot;Mise en page pour la disposition.&quot; Enlever les marges de0,2 pouces et cliquez sur &quot;OK&quot;. Immédiatement à gauche de chaque parcelle de l&#39;emplacement est un petit tableau avec les rubriques &quot;Speed&quot; et &quot;latence&quot;. Les valeurs entrées sous chaque rubrique indiquent la vitesse moyenne en mm / sec et la recherche de la nourriture de latence en secondes. Entrées vides sous latence indiquent la mouche n&#39;a pu trouver la source de l&#39;odeur. Recherche alimentaire de latence est définie comme le point de temps au cours de laquelle les mouches ont passé au moins 5 secondes dans un rayon de 5 mm du centre de la chambre. </li><li> Pour imprimer une mise en page, cliquez sur la zone de mise en page (les mises à jour de mise en page dans le fichier en cours). Cliquez sur «Fichier» puis cliquez sur «Mise en page». </li><li> Pour voir l&#39;image suivante, cliquez simplement sur &quot;Ouvrir un fichier de données brutes pour la disposition.&quot; Cliquez sur le fichier de données brutes suivante que vous souhaitez voir et cliquez sur &quot;OK&quot;. Cliquez sur la fenêtre de mise en page pour mettre à jour la fenêtre avec le nouveau fichier de données. </li><li> Les réglages peuvent être sauvegardés dans un fichier de l&#39;expérience pour une utilisation ultérieure. </li></ol> 8. Exporter des données dele logiciel d&#39;analyse de données sur un tableur <ol><li> Pour exporter données de vitesse et de latence pour chaque fichier, cliquez sur «Ouvrir les données brutes du fichier pour le fichier de données.&quot; Sélectionnez un fichier de données expérimentales et cliquez sur «Ouvrir». Une nouvelle fenêtre de navigateur apparaît. </li><li> Dans la nouvelle fenêtre de navigateur, cliquez sur &quot;Nouveau&quot; puis cliquez sur &quot;Document texte&quot;. Nommez le nouveau document texte. Sélectionnez le fichier texte nouvellement nommé et cliquez sur «Ouvrir». Cette stocke les données du fichier de données brutes dans le fichier texte. </li><li> Pour exporter des données depuis un autre fichier, cliquez sur &quot;Ouvrir un fichier de données brutes pour le fichier de données.&quot; Cliquez sur un autre fichier et cliquez sur «Ouvrir». Sélectionnez le fichier de texte de l&#39;étape 8.2). Continuez ce processus pour les fichiers de données restants que vous souhaitez exporter. </li><li> Une fois tous les fichiers de données souhaités ont été ajoutés au fichier de texte, cliquez sur &quot;Format de fichier de données.&quot; Sélectionnez le document texte utilisé pour stocker les données des étapes précédentes et cliquez sur «Ouvrir» (une nouvelle window ouvrira automatiquement). </li><li> Créez un nouveau document de texte dans la fenêtre, attribuer un nom au fichier, et cliquez sur &quot;Enregistrer&quot;. Cela crée un fichier texte qui contient le nom du fichier, la vitesse moyenne et temps de latence pour chaque mouche et peuvent être importés dans un tableur. </li><li> Parcelles cumulatifs sont construits à partir de données sur le nombre total de mouches atteignant la cible de l&#39;odeur des aliments en fonction du temps (figure 3). </li><li> Ensembles de données expérimentales sont analysées pour la signification statistique en utilisant un test z pour les proportions. </li></ol>

<ol><li>Dethier, V. G. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aDethier%2C+VG+%22The+hungry+fly+%3A+a+physiological+study+of+the+behavior+associated+with+feeding%22">The hungry fly : a physiological study of the behavior associated with feeding</a>. , Harvard University Press. (1976).</li>
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<li>Faucher, C., Forstreuter, M., Hilker, M., de Bruyne, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Behavioral+responses+of+Drosophila+to+biogenic+levels+of+carbon+dioxide+depend+on+life-stage%2C+sex+and+olfactory+context%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Exp.+Biol%22%5BJournal%5D)">Behavioral responses of Drosophila to biogenic levels of carbon dioxide depend on life-stage, sex and olfactory context.</a> J. Exp. Biol. 209, 2739-2748 (2006).</li>
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<li>Venken, K. J., Simpson, J. H., Bellen, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genetic+manipulation+of+genes+and+cells+in+the+nervous+system+of+the+fruit+fly%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Genetic manipulation of genes and cells in the nervous system of the fruit fly.</a> Neuron. 72, 202-230 (2011).</li>
<li>Hamada, F. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+internal+thermal+sensor+controlling+temperature+preference+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">An internal thermal sensor controlling temperature preference in Drosophila.</a> Nature. 454, 217-220 (2008).</li>
<li>Kitamoto, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Conditional+modification+of+behavior+in+Drosophila+by+targeted+expression+of+a+temperature-sensitive+shibire+allele+in+defined+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Conditional modification of behavior in Drosophila by targeted expression of a temperature-sensitive shibire allele in defined neurons.</a> J. Neurobiol. 47, 81-92 (2001).</li>
<li>Sweeney, S. T., Broadie, K., Keane, J., Niemann, H., O'Kane, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Targeted+expression+of+tetanus+toxin+light+chain+in+Drosophila+specifically+eliminates+synaptic+transmission+and+causes+behavioral+defects%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Targeted expression of tetanus toxin light chain in Drosophila specifically eliminates synaptic transmission and causes behavioral defects.</a> Neuron. 14, 341-351 (1995).</li>
<li>Brand, A. H., Perrimon, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Targeted+gene+expression+as+a+means+of+altering+cell+fates+and+generating+dominant+phenotypes%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Targeted gene expression as a means of altering cell fates and generating dominant phenotypes.</a> Development. 118, 401-415 (1993).</li>
</ol>

Les auteurs déclarent aucun intérêt financier concurrent.

Dans ce protocole, nous décrivons une procédure pas-à-pas pour l&#39;essai du comportement de recherche de nourriture. En plus des odeurs liées à l&#39;alimentation, il peut également être adapté pour l&#39;étude de la capacité de la mouche de la placer d&#39;autres objets d&#39;odeurs. Par exemple, il peut être appliqué vers l&#39;étude du comportement de localisation de compagnon dans les mouches mâles 3 Il ya plusieurs considérations supplémentaires pour ce protocole que nous allons mentionner ici concerna...

États de la faim promouvoir deux types de comportements d&#39;appétit: la recherche de la nourriture et de consommation alimentaire 1. Ce test comportemental simple est utile pour l&#39;étude des comportements associés à la recherche de nourriture chimiotactiques 2,3. En particulier, il permet de suivre la position de la mouche, la vitesse de marche et la latence à la localisation d&#39;une cible de l&#39;odeur des aliments. Latence de la recherche de nourriture sert métrique pour mesurer les changements dans la sensibilité du système de détection d&#39;odeur de la mouche en aval de l&#39;évolution de son état interne appétit. Une version manuelle de ce test a déjà été utilisé pour montrer la signalisation du récepteur GABA-B est important pour le comportement odeur de localisation en mouches adultes 3. La version actuelle automatisé du test a contribué à l&#39;étude de la façon dont court neuropeptide F (SNPF) signalisation remodèle la carte olfactive chez la drosophile et influences appétit comportements 2. Les tests sont effectués dans une pièce sombre de température et humidité contrôlées. Numériquecaméras vidéo fixées ci-dessus les plaques d&#39;essai acrylique Clear Track vol rétro-éclairé par 660 nm éclairage LED. L&#39;information depuis l&#39;appareil photo est traitée en temps réel par un ordinateur stationné à côté de la zone de test. Nous utilisons un logiciel d&#39;acquisition de données à enregistrer et sauvegarder les coordonnées de positions à la mouche au cours de la période d&#39;essai. Dans ce paradigme, l&#39;objet est libéré dans une arène qui contient une odeur de nourriture au centre, l&#39;objet d&#39;odeur crée un gradient odeur de la nourriture dans l&#39;arène qui induit la nourriture comportement de recherche dans la mouche. Une odeur protocole de recherche similaire a été appliquée vers l&#39;étude des chemosensation en simple larves de drosophile 7. Alors que d&#39;autres tests comportementaux tels que le-champ quatre olfactomètre 4,5 ou le t-labyrinthe 6 évaluer l&#39;aversion ou attraction comportements d&#39;odeur, ce paradigme est le mieux placé pour évaluer les comportements de sensibilité et de chimiotaxie olfactifs. Plusieurs avantages clés accompagnent cette assay. Tout d&#39;abord, il permet l&#39;acquisition rapide de grands ensembles de données, car la collecte et l&#39;analyse des données sont pour la plupart automatisées. Deuxièmement, cette analyse isole et mesure le comportement des mouches simples, éliminant ainsi les signaux olfactifs sociaux qui peuvent influencer leurs comportements. Troisièmement, la simplicité du protocole et de design expérimental simple faire le dosage efficace et facile à enseigner aux autres. En outre, ce test peut être utilisé pour sonder davantage les circuits neuronaux sous-jacents alimentaire comportement de recherche en la combinant avec la boîte à outils génétique vaste disponible à Drosophila melanogaster 8. Expression ciblée de transgènes silence ou exciter les neurones peuvent être obtenus avec des outils tels que le système GAL4 UAS ainsi que le SAMU-TS1 shibire, UAS-tétanos-toxine, et UAS-TRPA1 (B) transgènes 9-12.

<table><tbody><tr><td>Spectre de</td><td></td> <td>vinaigre de cidre de pomme</td><td>disponible dans le commerce</td></tr><tr><td>Agarose, type VII</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A0701</td><td>agarose à basse température de gélification</td></tr><tr><td>Plaque</td><td></td><td></td> d’essai acrylique <td>La plaque personnalisée contient 6 arènes. Chaque manège a un diamètre de 60 mm et une hauteur de 6 mm. Voir les schémas des plaques d’essai pour des mesures spécifiques.</td></tr><tr><td>Plate-forme LabVIEW V.8.5</td><td>National Instruments</td><td>776670-09</td><td>pour les programmes : PositioningTool.vi, FlyTracking--Six Zones.vi REMARQUE : « elapsed time.vi », « time into file.vi » et « two object detect.vi » sont des sous-programmes inclus qui doivent être disponibles pour que le programme d’acquisition de données principal « FlyTracking--Six zones.vi » puisse fonctionner.</td></tr><tr><td>LabVIEW Vision 8.5</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Logiciel d’acquisition de vision LabVIEW 8.5</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>LabVIEW Vision Builder AI 3.5</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Igor Pro V.6</td><td>Wavemetric, Inc.</td><td></td><td>plate-forme pour la macro : Analyse de données pour le suivi des mouches--Six Zones</td></tr><tr><td>Basler scA1390-17fm</td><td>National Instruments</td><td>779980-01</td><td>Appareil photo numérique REMARQUE : pilote pour appareil photo disponible à Baslerweb.com</td></tr><tr><td>objectif 8 mm</td><td>National Instruments</td><td>780024-01</td><td>Objectif pour appareil photo numérique Basler</td></tr><tr><td>Plaque de diffusion en verre dépoli</td><td>Edmund Optics</td><td>personnalisé</td><td>Diffuse la lumière, 25 cm x 30 cm</td></tr><tr><td>US Std. No. 100</td><td>Fischer Scientific</td><td>04-881X</td><td>Tamis avec ouverture nominale de 150 &mu ; m</td></tr><tr><td colspan="4">Option d’éclairage 1</td></tr><tr><td>Rétroéclairage LED 660 nm (20 cm x 20 cm)</td><td>Spectra West</td><td>BL47192</td><td>une option d’éclairage plus simple mais plus coûteuse.</td></tr><tr><td>Alimentation pour rétroéclairage LED</td><td>Spectra West</td><td></td><td></td></tr><tr><td colspan="4">Lighting Option 2</td></tr><tr><td>660 nm LEDs</td><td>Superbrightleds</td> RL5R1330 <td>Longueur d’onde 660 nm (environ 7 x 7 matrice de LED pour un panneau de 14,7 pouces x 9,75 pouces)</td><td></td></tr><tr><td>Alimentation linéaire DC</td><td>GW Instek</td><td>GPS-1830D</td><td>Alimentation pour panneau LED</td></tr><tr><td>Solderless Breadboard</td><td>Digikey</td><td>922354-ND</td><td>Planche d’essai pour LED</td></tr></tbody></table>

une simple mouche essai de comportement alimentaire dans drosophila

A Single-fly Assay for Foraging Behavior in Drosophila

Pour beaucoup d&#39;animaux, la faim favorise des changements dans le système olfactif d&#39;une manière qui facilite la recherche de sources de nourriture appropriés. Dans cet article, vidéo, nous décrivons un test automatisé pour mesurer l&#39;effet de la faim ou de satiété sur le comportement dépend olfactif de recherche de nourriture dans le fruit de mouche adulte Drosophila melanogaster. Dans une boîte étanche à la lumière éclairé par une lumière rouge qui est invisible pour les mouches des fruits, une caméra reliée à un logiciel d&#39;acquisition de données personnalisées surveille la position des six mouches simultanément. Chaque volée est limitée à marcher dans les arènes individuelles contenant une odeur de nourriture au centre. Les arènes de tests reposent sur ​​un sol poreux qui sert à prévenir l&#39;accumulation d&#39;odeurs. La latence pour localiser la source de l&#39;odeur, une métrique qui reflète la sensibilité olfactive sous différents états physiologiques, est déterminée par analyse de logiciels. Ici, nous discutons les mécanismes essentiels de l&#39;exécution de ce paradigme comportemental et portent sur des questions spécifiques relatives à la mouche loading, la contamination de l&#39;odeur, de la température d&#39;essai, la qualité des données, et l&#39;analyse statistique.

Le logiciel d'analyse de données et la mise en page, un exemple de ce qui peut être vu sur la figure 1, sont utilisés pour évaluer les performances de chaque volée lors de son essai de 10 min, selon un ensemble de critères d'analyse. Les critères suivants sont utilisés pour déterminer si les données de chaque volée seront utilisées pour l'analyse de données et sont conçus pour éliminer les mouches qui sont incapables d'accomplir la tâche de recherche de nourriture en raison d'une blessure, d'une maladie...

Dans cet article, vidéo, nous décrivons un test automatisé pour mesurer l&#39;effet de la faim ou de satiété sur le comportement dépend olfactif de recherche de nourriture dans le fruit de mouche adulte Drosophila melanogaster.

Une simple mouche Essai de comportement alimentaire dans Drosophila

For many animals, hunger promotes changes in the olfactory system in a manner that facilitates the search for appropriate food sources. In this video ...

L’objectif global de cette procédure est de quantifier les changements de comportement déclenchés par la privation de nourriture chez la mouche adulte Salala Melanogaster. Ceci est accompli en affamant d’abord les mouches pendant 18 à 24 heures. La deuxième étape consiste à charger des mouches individuelles dans des chambres de comportement, chacune contenant une source d’odeur attrayante en son centre.Ensuite, un système informatique équipé d’un appareil photo numérique suit la position de chaque mouche au fil du temps et enregistre. Ses coordonnées pour une analyse ultérieure des données. La dernière étape consiste à déterminer la latence de chaque mouche pour atteindre la source d’odeur à l’aide d’un logiciel personnalisé.En fin de compte, ce test de comportement de recherche alimentaire à haut débit peut être utilisé pour étudier la relation entre la fonction des circuits neuronaux et les réponses comportementales. Le principal avantage de ce test par rapport à la méthode existante, comme les coéquipiers, est qu’il quantifie le comportement chimiotactique chez des mouches uniques. Cette méthode peut aider à répondre à des questions en neurobiologie, telles que quels circuits neurologiques sont importants pour le comportement chimiotactique et comment ces circuits neurologiques sont modérés par l’état physiologique interne de l’animal.L’objectif de cette méthode est d’obtenir de grands ensembles de données de comportement en peu de temps. Bien que cette méthode nous ait donné un aperçu du comportement de recherche de nourriture, elle peut également être utilisée pour étudier d’autres comportements tels que la localisation. La démonstration visuelle de cette méthode est essentielle.La manipulation correcte des mouches et l’exécution du logiciel informatique sont toutes deux essentielles au succès de cette expérience. Généralement, les personnes novices dans cette méthode peuvent avoir un peu de mal au début, car il faut un certain temps et de la patience pour apprendre à manipuler les mouches en douceur, en démontrant que la procédure sera à l’aiguille. Joindre un technicien pour mon laboratoire Avant le prélèvement des mouches.Élevez les mouches expérimentales dans des conditions de température et d’humidité contrôlées sur un cycle d’obscurité légère de 12 heures. Le jour de l’explosion de la CEE, anesthésez les mouches sous du dioxyde de carbone avant de les sexer au microscope. Plusieurs critères de base peuvent être utilisés pour différencier les mâles et les femelles.Les mâles ont une tache de poils noirs sur leurs quatre pattes appelée crêtes sexuelles que les femelles n’ont pas. De plus, l’extrémité de l’abdomen masculin est recouverte d’une cuticule sombre et présente des organes génitaux que l’on ne voit pas chez les femelles, collectez les mouches femelles et placez-les avec quatre à cinq mâles aux yeux blancs dans de nouvelles limes alimentaires avec un maximum de 30 mouches par âge de flacon. Les mouches pendant deux à cinq jours préparent les chambres pour la famine des mouches en poussant d’abord un seul tissu au fond d’un flacon en plastique vide, trempez complètement le tissu avec de l’eau distillée.Ensuite, utilisez un objet pour appuyer sur le tissu et essorez doucement l’excès d’eau. Retournez le flacon pour jeter l’eau supplémentaire. Il devrait y avoir suffisamment d’eau pour garder les mouches hydratées et la chambre de famine humide, mais pas assez pour noyer les mouches.Environ 18 à 24 heures avant le début de l’expérience, transférez les mouches du flacon de nourriture dans une chambre de famine et branchez le flacon. Conservez les flacons dans des conditions de température et d’humidité contrôlées pendant la nuit jusqu’au début de l’expérience. Préparez une solution agro à 1 % en ajoutant 100 milligrammes d’aros à basse température de fusion à 10 millilitres d’eau distillée.Dans une fiole en verre. Faites chauffer la solution agricole au micro-ondes jusqu’à ce qu’elle commence à bouillir, mais avant qu’elle ne déborde, arrêtez le micro-ondes et remuez le ballon une fois. Répétez cette étape deux fois de plus jusqu’à ce que l’aros soit complètement dissous.Maintenez la solution Aros à l’état liquide en maintenant la fiole chaude sur une plaque chauffante. À 50 degrés Celsius, ajoutez 990 microlitres de la solution à 1 % aro et 10 microlitres de vinaigre de cidre de pomme dans un tube DF renversé de 1,5 millilitre. Pour préparer une solution de vinaigre de cidre de pomme à 1 %, agitez la solution jusqu’à ce qu’elle soit mélangée avant de la placer dans un incubateur à bain sec réglé à 50 degrés Celsius, réglez la salle d’essai dans les conditions souhaitées telles que la température et l’humidité.Allumez le panneau LED de 660 nanomètres. Rincez les tamis et les plaques d’essai à l’eau chaude et chauffez-les dans une étuve de séchage jusqu’à ce que toute l’humidité s’évapore. Refroidir. Les tamis et les plaques jusqu’à la température de la salle d’essai.Avant de commencer les expériences, placez un plat peu profond sur la plaque du diffuseur et remplissez-le d’eau pour augmenter l’humidité locale et masquer l’eau dans la gouttelette d’aros. Enfin, placez les tamis sur le bol d’eau. La plaque d’essai est en acrylique transparent et se compose de six arènes d’essai.Un curseur contient des chambres de rétention qui permettent le chargement des mouches, le confinement temporaire et la libération simultanée de six mouches dans leurs chambres respectives. Au début de l’expérience, un réticule gravé au centre de chaque arène de la plaque indique que les odorisants doivent être pipetés. Insérez les curseurs dans la plaque d’essai en acrylique.Faites glisser doucement l’aspirateur dans le flacon au-delà du bouchon de coton et laissez environ six mouches entrer dans l’aspirateur. Il est essentiel d’être aussi doux que possible dans leur manipulation. On peut tirer parti de la tactique photo, du comportement des mouches pour induire des mouches, pour marcher vers l’aspirateur en pointant l’ouverture de la fiole vers une source de lumière faible.Si nécessaire, une aspiration douce peut être appliquée pour aspirer environ six mouches femelles. Évitez de sélectionner des mouches mâles aux yeux blancs. Insérez l’embout de l’aspirateur dans le premier trou de la plaque de test.Laissez passer une seule mouche dans la cellule de rétention et avancez doucement le curseur vers l’avant pour charger une autre mouche dans le trou suivant. Continuez jusqu’à ce qu’il y ait des mouches. Occupez les six cellules de détention de la plaque.Ensuite, pipetez cinq microlitres d’une solution de vinaigre de cidre de pomme à 1 % d’agarro directement sur le centre du réticule sur la face intérieure de la plaque de test. Pour centrer la plaque d’essai, ouvrez le fichier nommé Outil de positionnement vi. Exécutez le fichier en cliquant sur la flèche blanche dans le coin supérieur gauche de l’écran.Placez la plaque de test sur le dessus de la fratrie de sorte que l’ouverture de l’arène fasse face au sol du SIV et que la cible d’odeur soit au plafond de la plaque. Alignez le réticule de la plaque de test avec les airs transversaux sur l’écran du moniteur lorsque l’alignement est terminé. Abandonnez l’exécution en cliquant sur le point rouge situé près du coin supérieur gauche du moniteur pour suivre et enregistrer les coordonnées de la mouche.Lors de chaque essai de recherche alimentaire, ouvrez le fichier du logiciel d’acquisition. Suivi des mouches six vi. Exécutez le fichier en cliquant sur la flèche blanche dans le coin supérieur gauche du moniteur.Attribuez un nom au fichier, puis cliquez sur OK. Faites avancer les curseurs dans les chambres de test pour libérer les mouches dans les arènes de test. Veillez à ne pas déplacer les chambres d’essai, car cela entraînerait un enregistrement incorrect des coordonnées.Cliquez sur démarrer et assurez-vous que la seule source de lumière dans la chambre d’essai est le panneau LED. Lorsque l’essai est terminé, retirez le tamis et la chambre de comportement. Soulevez la plaque d’essai du tamis et retirez les mouches en immergeant la plaque dans de la glace.Nettoyez délicatement la plaque à l’eau chaude et retirez tous les débris agricoles. Placez les plaques d’essai dans une étuve de séchage pour éliminer l’humidité. Aérez la zone d’essai en allumant un petit ventilateur pendant environ deux minutes.Éteignez le ventilateur et chargez le prochain groupe de mouches dans la plaque d’essai suivante. Procédez à l’analyse des données à l’aide d’un logiciel personnalisé comme décrit dans le protocole texte. Le logiciel d’analyse de données et le layout permettent d’évaluer les performances de chaque mouche pendant son essai de 10 minutes selon un ensemble de critères d’analyse.Ces critères sont utilisés pour déterminer si les données de chaque mouche seront utilisées pour l’analyse des données et sont conçus pour éliminer les mouches qui sont incapables d’effectuer la tâche de recherche de nourriture en raison d’une blessure, d’une maladie, d’un stress ou d’un manque de motivation, les mouches qui sont inactives pendant plus de 300 secondes sont considérées comme inactives et sont rejetées de l’ensemble de données à moins qu’elles n’aient déjà réussi à localiser la source de nourriture ou l’exposition. Une vitesse moyenne supérieure à 10 millimètres par seconde pendant au moins 100 secondes après la période d’inactivité pour ne sélectionner que les mouches qui présentent des vitesses saines pendant les premiers stades de l’odeur active. Les mouches qui se déplacent à une certaine vitesse pendant les 50 premières secondes de l’essai sont acceptées pour l’analyse de données Les mouches qui ne se déplacent pas dans les quatre quadrants de l’arène et qui se dirigent directement vers la source de nourriture après le début de l’essai sont rejetées.Les mouches qui se faufilent vers et loin de la source de nourriture dans un rayon de 10 millimètres pendant au moins 50 secondes sont considérées comme ayant réussi à trouver la source de nourriture. Le graphique décrivant la distance entre la mouche et la source d’odeur au fil du temps peut être utilisé pour évaluer ce cas rare d’arènes avec des artefacts visibles en position de mouche. Les traces sont également rejetées.Les artefacts peuvent être créés par n’importe quel événement où le logiciel d’acquisition de données détecte un objet autre que la mouche. Ils apparaissent souvent sous la forme de longues lignes droites qui traversent l’arène ou rayonnent à partir de son centre. Les mouches adultes affamées pendant 18 à 24 heures présentent une sensibilité olfactive plus élevée aux odeurs liées à la nourriture que leurs homologues nourries.Un graphique graphique du pourcentage cumulé de mouches qui réussissent à localiser une source d’odeur de nourriture montre que 30 % de toutes les mouches affamées réussissent dans une fenêtre de 10 minutes. En revanche, seulement 7 % de toutes les mouches nourries le font. Les mouches affamées devraient montrer une attraction nettement plus grande pour le vinaigre que pour un véhicule agricole seul, et cette observation peut être utilisée pour dépanner les conditions d’essai.Par exemple, lorsque cette expérience de recherche de nourriture qui a été réalisée à 32 degrés Celsius avec une humidité ambiante de 35 % à l’aide de mouches de type sauvage, aucune différence significative entre l’attraction des mouches au vinaigre et le contrôle aros n’a été détectée, cela est probablement dû à une attraction croissante pour l’eau trouvée dans les gouttelettes agros sous des températures d’essai plus chaudes. En augmentant l’humidité des tests entre 50 et 60 %, ce changement de comportement a été corrigé et la différence significative entre l’attirance pour le vinaigre et le véhicule agricole a été restaurée. Une fois maîtrisée, cette technique peut être réalisée en 12 minutes, y compris l’essai expérimental de 10 minutes si elle est correctement réalisée.Lors de cette procédure, il est important de ne pas oublier de manipuler les mouches très doucement pour éviter de les blesser ou de les déranger. N’oubliez pas que les plaques de test et les tamis peuvent être extrêmement chauds dans l’étuve de séchage, et qu’ils doivent donc être retirés en portant des mitaines de cuisine après son développement. Cette technique a ouvert la voie aux chercheurs dans le domaine de la neurobiologie pour explorer les comportements chimiotactiques.Cette technique peut également être adaptée pour étudier la capacité de la mouche à localiser d’autres objets odorants. Par exemple, il peut être appliqué à l’étude du comportement de localisation du partenaire chez les mouches mâles. Après avoir regardé cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la façon de vous préparer à l’expérience, d’ajuster les conditions expérimentales, d’exécuter l’expérience et d’analyser les performances de chaque mouche, ce qui vous fournira finalement un graphique cumulatif montrant le pourcentage de mouches qui ont réussi à localiser la source d’odeur.

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