Brain Death Inductie bij muizen met behulp van intra-arteriële bloeddruk monitoring en ventilatie via tracheostomie

Hoewel donatie na donorherdenking de belangrijkste bron is voor vaste orgaantransplantatie, veroorzaakt het onomkeerbare verlies van hersenfunctie pathofysiologische veranderingen die leiden tot een systemische ontstekingsreactie. Dit murine model van brain-death inductie maakt het gebruik van een grote verscheidenheid aan analytische instrumenten en knock-out modellen om de paden van de hersenen-dood regelgeving te bestuderen. Voor arteriële katheterisatie na bevestiging van een gebrek aan reactie op pedaalreflex en het verwijderen van het bovenste buikhaar, desinfecteren de blootgestelde huid met 70%ethanol en gebruik ontleden schaar om een middellijn incisie in de huid te maken.

Met behulp van tangen ontleedt stomp de submandibulaire klieren en nekspierweefsel en scheidt u de weefsels om de gemeenschappelijke halsslagader bloot te stellen. Plaats drie 8-0 zijden ligaturen onder de juiste gemeenschappelijke halsslagader en plaats een klem op de proximale ligatuur. Breng spanning in de slagader, zodat de stroom wordt opgehangen en sluit de meest distale ligatuur.

Steek een 26-gauge arteriële katheter door een klein voorgevormd huidgat op het schedelaspect van de incisie. Knijp de katheter met de tang als het lumen te groot is om de terugstroom te verminderen en zet de katheter met alle drie de hechtingen vast en gebruik vervolgens een enkele 5-0 monofilament die niet onabsorbaar is om de katheter op de huid te bevestigen in de buurt van het voorgevormde huidgat. Om een tracheostomie uit te voeren, gebruik tangen om de pretracheale spierstelsel af te stompen en plaats twee 8-0 zijden ligaturen onder de luchtpijp.

Steek de ventilatiebuis tussen twee tracheale kraakbeen om eenzijdige ventilatie te voorkomen en zet de buis vast met beide voorbereide ligaturen, sluit de huid vervolgens met een 6-0 monofilament niet-onabsorberende lopende hechting en ventileren de muis met een frequentie van 150 per minuut en een getijdenvolume van 200 microliter. Om hersendood in het experimentele dier te induceren, schik de muis naar de gevoelige positie en gebruik de huid met tangen een chirurgische schaar om de huid uit de schedel te verwijderen. Boor een een-millimeter remklauw boorgat perimedially boven de linker pariëtale cortex en gebruik stompe tangen om de laatste weefselbrug van de schedel binnen te dringen.

Na het verwijderen van scherpe randen, plaats een ballon katheter voorgevuld met zoutoplossing met alle van de lucht geëvacueerd. Wanneer de katheter zich volledig in de schedelholte bevindt, gebruikt u een spuitpomp om gedurende een periode van 10 tot 15 minuten te beginnen met het opblazen van de katheter met ongeveer 0,1 millimeter per minuut. Wanneer hersendood optreedt, stop de inflatie van de ballonkatheter en plaats een verwarming deken over de muis om onderkoeling te voorkomen.

Na de dood van de hersenen is bevestigd, controleren en documenteren van de bloeddruk regelmatig, infusie 100 microliter zout elke 30 minuten om de bloeddruk van het dier te stabiliseren. Na vier uur hersendood, sluit alle dieren zonder kloppen harten en oogst de muis organen en weefsels van belang volgens de standaard protocollen. Na de inductie van de hersendood vertoont de bloeddruk een eerste hypertensieve piek, gevolgd door een langdurige hypotensieve fase.

Een andere gevestigde observatie is dat de hersenen-dood inductie leidt tot activering van het immuunsysteem. Inderdaad, na vier uur van de dood van de hersenen in dit model, een orgaan-specifieke upregulatie van immuun markers wordt waargenomen op het mRNA-niveau. Na een vooraf bepaalde periode van hersendood, kunnen de organen worden geoogst voor hun directe analyse of voor latere orgaantransplantatie.

Dit model zal diepgaande studies naar de invloed van hersendood geïnduceerd letsel mogelijk maken en heeft al nieuwe inzichten onthuld in complementactivering en leukocytenmigratie.