Name: Un modello basato su capsule per linfestazione di fasi di zecche dure immature su topi di laboratorio (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-07-09T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 5 s
Description: Scopri un metodo a capsula per l'infestazione di zecche dure immature su topi di laboratorio. Questa tecnica consente il monitoraggio continuo, la raccolta facilitata e il riutilizzo degli animali per studi sulla biologia delle zecche e la trasmissione di patogeni.

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Riconosciamo l'assistenza tecnica di Alain Bernier French National Institute of Agricultural Research (INRAE), e Océane Le Bidel (ANSES). Lo studio è stato sostenuto dal DIM One Health - Région àle-de-France (acronimo del progetto: NeuroPaTick). I topi sono stati acquistati da ANSES. Il dottor Jeffrey L. Blair è riconosciuto per aver esaminato la versione precedente del manoscritto.

Si prega di notare che questo protocollo può essere applicato solo quando tutte le misure di benessere e sicurezza sono soddisfatte in laboratorio. Questo protocollo ha ricevuto il permesso di utilizzare i topi per l'alimentazione con zecche dal Comitato Etico per gli esperimenti animaliComEth Anses/ENVA/UPEC, Permit Numbers E 94 046 08. Per l'endpoint, gli animali sono stati esposti a CO2 per 9 min in due fasi di 4 e 5 min ciascuna.
1. Preparazione della capsula
<ol><li>Stick 2 mm di spessore EVA-foam e l'adesivo doppia schiuma appiccicosa insieme (Figura 1A).</li>
	<li>Utilizzando un foro in pelle di 20 mm di diametro, tagliare un cerchio dai pezzi di schiuma attaccati. Quindi, utilizzando un foro di 12 mm di diametro, tagliare l'interno per creare il doppio cerchio di schiuma (Figura 1B). NOTA: lo spessore del telaio della capsula deve essere superiore a 3 mm per garantire una superficie sufficiente per il processo di incollaggio alla pelle ospite (vedi sotto).</li>
	<li>Sbucciare la striscia di carta protettiva dalla doppia schiuma appiccicosa adesivo (Figura 1C) e attaccare una plastica circolare trasparente di 20 mm di diametro (Figura 1D). NOTA: Se si alimentano le larve, non rimuovere la striscia di carta protettiva dalla schiuma adesivo e passare direttamente al punto 2 del protocollo. Incollare l'anello a doppia schiuma, compresa la striscia di carta protettiva al mouse.</li>
	<li>Fare una fessura di 1 cm nella plastica trasparente (Figura 1E).</li>
	<li>Creare almeno 10 piccoli fori con un perno entomologico (Figura 1F) per consentire un'eccessiva evaporazione dell'umidità durante l'esperimento. NOTA: La capsula (Figura 1G) ha un'altezza totale di 4 mm (2 mm EVA-foam insieme a schiuma adesivo 2 mm) e può essere utilizzata per alimentare ninfe e larve di tutte le specie di zecche dure. La dimensione della capsula (Figura 1H) di diametro esterno di 20 mm è adatta per la maggior parte dei ceppi di topo, ma può essere modificata se necessario.</li>
</ol>2. Preparazione dei topi prima dell'infestazione delle zecche
NOTA: In questo studio, 10 - 12 settimane di topi sperimentali femminili (ceppo C57BL/6 e BALB/cByJ) sono stati mantenuti in gabbie standard con cibo e acqua offerti ad libitum (Green line ventilated racks at -20 Pa) presso l'Agenzia francese per l'alimentazione, la salute e la sicurezza occupazionale (ANSES) strutture animali accreditate a Maisons-Alfort, Francia. Gli animali sono stati monitorati due volte al giorno da tecnici esperti per eventuali reazioni cutanee anormali, problemi di salute o complicazioni.
<ol><li>Anestetizzare il topo con isoflurane nella camera di induzione. Una volta anetitato, posizionare il mouse sul pad di manipolazione e attaccare a un cono naso per la fornitura isoflurane continua (Figura 2A). Monitorare la frequenza respiratoria e ridurre il livello di isoflurane per assicurarsi che sia inferiore a 80 respiri al minuto. NOTA: Prima della manipolazione, etichettare il singolo mouse mediante tatuaggi o chip di identificazione a radiofrequenza, se necessario. Si raccomanda di tenere i singoli topi in gabbie separate per evitare danni alla capsula mordendo.</li>
	<li>Rasare la parte anteriore del mouse da dietro le scapole fino all'area appena dietro le orecchie (Figura 2A). NOTA: L'area rasata deve essere maggiore della superficie della capsula.</li>
	<li>Applicare la colla in lattice non irritante all'intero sito EVA-foam della capsula preparata e attendere 1 min (Figura 2B).</li>
	<li>Incollare la capsula al mouse indietro di una leggera pressione costante di 3 minuti con il dito(Figura 2C), soprattutto sul lato sinistro e destro della capsula. Sollevare leggermente la capsula per controllare visivamente il suo attaccamento alla pelle. Se vengono trovate regioni non attaccate, applicare più colla utilizzando una spatola e premere per altri 3 minuti.</li>
</ol>3. Infestazione delle zecche
<ol><li>Per l'infestazione di ninfe, introdurre le singole ninfe nella capsula tramite il taglio effettuato al punto 1.4 (Figura 2D). NOTA: Per le specie di zecche Ixodes si raccomanda un massimo di 20 ninfe per una capsula.</li>
	<li>Spremere leggermente la capsula da due lati per consentire alla plastica trasparente di piegarsi per facilitare l'introduzione di singole ninfe utilizzando forcepi di dissezione fine (Figura 2D). Spingere le singole ninfe attraverso il taglio all'interno della capsula. Una volta all'interno, girare le forcelle in 90 gradi e tirare fuori le forcelle per depositare le zecche all'interno della capsula.</li>
	<li>Per l'infestazione delle larve rimuovere il foglietto di carta dalla capsula allegata (Figura 2E). Posizionare la siringa, contenente larve (Figura 2F), direttamente all'interno della capsula e depositare le zecche spingendo lo stantuffo della siringa. Ruotare delicatamente lo stantuffo verso la pelle per rimuovere le larve rimanenti attaccate. NOTA: Inserire le larve in una siringa da 1 mL con estremità tagliata tappata da un pezzo di cotone prima dell'esperimento.</li>
	<li>Una volta che le larve sono depositate sulla pelle, chiudere la capsula attaccando la plastica trasparente (Figura 2G).</li>
	<li>Applicare la fascia di plastica protettiva intorno alla capsula (Figura 2H). NOTA: La fascia di plastica protettiva ha notevolmente migliorato la durata della capsula per l'intera durata dell'esperimento (Figura 2I,J). È possibile collegare due capsule a un singolo mouse (Figura 2K). In questo caso, è necessario un minimo di 3 mm di spazio tra le capsule e l'area rasata deve essere aumentata in modo appropriato.</li>
	<li>Riportare i topi nella gabbia.</li>
</ol>4. Raccolta di zecche
<ol><li>Anestetizzare il topo come nel passaggio 2.1 precedente.</li>
	<li>Fare un taglio a forma di croce (Figura 3A) alla plastica con un bisturi. NOTA: Questo taglio a forma di croce consente una facile raccolta di zecche engorged o il distacco delle zecche di alimentazione, se necessario.</li>
	<li>Se necessario, chiudere nuovamente la capsula attaccando un cerotto di plastica adesivo alla plastica trasparente (diametro 20 mm, figura 3B). NOTA: Se si desidera la raccolta di segni di graduazione in più punti, è possibile utilizzare lo stesso cerotto di plastica appiccicoso. Se il protocollo lo richiede, si può anche eutanasia del mouse, rimuovere la capsula e raccogliere/scollegare le zecche (Figura 3C).</li>
</ol>5. Recupero dei topi
<ol><li>Tenere i topi in gabbia per un'altra settimana.</li>
	<li>Lasciare che la capsula si distacchi naturalmente. NOTA: In questo caso, ci vogliono circa 8-9 giorni perché le capsule cadano. Quando la capsula viene rimossa, è importante verificare la presenza di reazioni anomale sulla pelle dei topi. In caso di irritazione applicare una lozione emolliente, anche se normalmente non è richiesto alcun trattamento. Se il protocollo etico lo consente, i topi recuperati (Figura 3D) possono essere riutilizzati per un'altra infestazione di zecche o esperimenti diversi.</li>
</ol>

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<li>Chen, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Life+cycle+of+Haemaphysalis+doenitzi+%28Acari%3A+Ixodidae%29+under+laboratory+conditions+and+its+phylogeny+based+on+mitochondrial+16S+rDNA%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+and+Applied+Acarology%22%5BJournal%5D)">Life cycle of Haemaphysalis doenitzi (Acari: Ixodidae) under laboratory conditions and its phylogeny based on mitochondrial 16S rDNA.</a> Experimental and Applied Acarology. 56, 143-150 (2012).</li>
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<li>Labruna, M. B., Fugisaki, E. Y., Pinter, A., Duarte, J. M., Szabó, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Life+cycle+and+host+specificity+of+Amblyomma+triste+%28Acari%3A+Ixodidae%29+under+laboratory+conditions%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+and+Applied+Acarology%22%5BJournal%5D)">Life cycle and host specificity of Amblyomma triste (Acari: Ixodidae) under laboratory conditions.</a> Experimental and Applied Acarology. 30 (4), 305-316 (2003).</li>
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</ol>

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Il passo più critico nel protocollo è l'incollaggio fermo della capsula alla pelle del topo. Pertanto, la colla in lattice deve essere applicata omogeneamente all'intera superficie EVA-foam della capsula e deve essere applicata una pressione costante per 3 minuti, soprattutto sul lato sinistro e destro della capsula. Si consiglia inoltre di posizionare la capsula il più in avanti possibile sul retro per evitare la sua rimozione dal mouse utilizzando le zampe posteriori. Nei nostri esperimenti, solo l'adesione della schif...

Le zecche sono importanti vettori di diversi agenti patogeni e rappresentano un grave rischio per la salute animale e umana1. La creazione di un sistema di alimentazione efficace è fondamentale quando si studiano la loro biologia, le interazioni tra zecche-ospite-patogeno o per stabilire misure di controllo efficaci. Attualmente, diversi sistemi di alimentazione artificiale, che evitano l'uso di animali vivi sono disponibili per le zecche2,3,4 e questi dovrebbero essere utilizzati ogni volta che le condizioni sperimentali lo consentono. Tuttavia, in vari scenari sperimentali questi sistemi non riescono a imitare adeguatamente le caratteristiche fisiologiche specifiche e l'uso di animali vivi è necessario per ottenere risultati pertinenti.
I topi di laboratorio sono comunemente utilizzati per lo studio di molti sistemi biologici e sono regolarmente utilizzati come ospiti perl'alimentazione delle zecche 5,6,7,8,9. I due metodi più comuni per alimentare le zecche immature sui topi includono infestazioni libere e l'uso di camere di confinamento attaccate al topo. Le infestazioni libere sono utilizzate principalmente per stadi larve e le zecche engorged possono cadere in un'area in cui possono essere recuperate. Le camere di confinamento sono di solito composte da tappi acrilici o polipropilene che sono incollati alla schiena del topo. La prima tecnica è un efficace sistema naturale per l'alimentazione delle zecche, ma non consente un attento monitoraggio durante l'esperimento perché le singole zecche sono disperse in diverse parti del corpo ospite. Inoltre, le zecche engorged che cadono in un'area di recupero possono essere contaminate da feci e urina10,11,12,13,14 che possono influenzare gravemente la forma fisica della zecca o possono essere danneggiate o mangiate dal topo se non vi è separazione tra l'animale e l'area di recupero15. I sistemi a camera permettono il confinamento delle zecche in un'area definita, tuttavia, il processo di incollaggio è laborioso e i tappi sono spesso debolmente aderenti alla colla e quindi spesso si staccano durantel'esperimento 16,17,18,19. I tappi sono anche rigidi, scomodi e portano a reazioni cutanee, che impediscono il nuovo uso dei topi e ne richiedono l'eutanasia dopo l'esperimento.
Nel nostro studio precedente, abbiamo sviluppato con successo un sistema efficace utilizzando camere fatte di schiuma di acetato di etilene-vinile (EVA) per l'alimentazione delle zecche sui conigli dalaboratorio 20. Qui abbiamo adattato questo sistema a un modello di topo e proporre un metodo semplice e pulito per alimentare fasi di zecche dure immature in capsule chiuse fatte di eva-foam. In particolare, il nostro sistema utilizza capsule elastiche EVA-foam incollate ai topi rasati con asciugatura veloce (3 min), colla in lattice non irritante. Questa tecnica consente l'attaccamento fermo e duraturo di capsule al topo sperimentale, così come l'efficace infestazione/raccolta di zecche durante l'intero corso dell'esperimento. La capsula piatta è realizzata con materiali flessibili e non impedisce la manipolazione del topo per la raccolta del sangue o altri scopi. Il sistema è adatto principalmente per le fasi di zecche ninfe, ma con una leggera modifica può essere utilizzato anche per l'alimentazione delle larve. Il metodo può essere completato da una sola persona esperta e non è necessaria una formazione completa.

<table><tbody><tr><td>Schiuma EVA 2 mm di spessore, (bassa densità)</td><td>Cosplay Shop</td><td>EVA-45kg (950/450/2 mm)</td><td>Può essere ordinato anche tramite Amazon (rif. n. B07BLMJDXD)</td></tr><tr><td>Tubo termorestringente Manicotto elettrico 31 mm/1,22 pollici</td><td>Amazon</td><td>B0848S3S6T</td><td>Diversi diametri di guaina termorestringente sono disponibili tramite Amazon.</td></tr><tr><td>Topi BALB/cByJ</td><td>Charles River</td><td>Ceppo codice 627</td><td></td></tr><tr><td>Topi C57BL/6</td><td>Charles River</td><td>Ceppo codice 664</td><td></td></tr><tr><td>Colla al lattice non tossica</td><td>Tear riparder</td><td>Tessuto & Adesivo in pelle</td><td>Disponibile anche su Amazon (rif. n. B001RQCTUU)</td></tr><tr><td>Strumento di punzonatura Strumento artistico a mano</td><td>Amazon</td><td>B07QPWNGBF</td><td>Venduto da amazon come strumenti per la lavorazione della pelle 1-25 mm Taglierina in pelle rotonda in acciaio che lavora per la cinghia della cintura</td></tr><tr><td>Coperture per rilegatura in PVC Trasparente</td><td>Amazon</td><td>B078BNLSNP</td><td>Qualsiasi foglio di ticchettio in PVC trasparente tra 0,150 mm e 0,180 mm è adatto</td></tr><tr><td>Pad autoadesivo Spugna Nastro in schiuma biadesivo</td><td>Amazon</td><td>B07RHDZ35J</td><td>Venduto da amazon come 2 rotoli di nastro biadesivo in schiuma, nastro di montaggio bianco super resistente</td></tr><tr><td>Adesivi con guarnizione trasparente in schiuma (cerchi di diametro 20 mm)</td><td>Amazon</td><td>B01DAA6X66</td><td></td></tr></tbody></table>

un modello basato su capsule per l'infestazione di fasi di zecche dure immature su topi di laboratorio

A Capsule-Based Model for Immature Hard Tick Stages Infestation on Laboratory Mice

Le zecche sono parassiti obbligatori dell'alimentazione del sangue in tutte le fasi dello sviluppo (tranne le uova) e sono riconosciute come vettori di vari agenti patogeni. L'uso di modelli murini nella ricerca sulle zecche è fondamentale per comprendere la loro biologia e le interazioni tra l'ospite-patogeno. Qui dimostriamo una tecnica non laboriosa per l'alimentazione di stadi immaturi di zecche dure su topi di laboratorio. Il vantaggio del metodo è la sua semplicità, breve durata, e la capacità di monitorare o raccogliere zecche in diversi punti di tempo di un esperimento. Inoltre, la tecnica consente l'attaccamento di due singole capsule sullo stesso topo, il che è utile per una varietà di esperimenti in cui sono necessari due diversi gruppi di zecche per nutrirsi dello stesso animale. La capsula non irritante e flessibile è realizzata con materiali facilmente accessibili e riduce al minimo il disagio degli animali sperimentali. Inoltre, l'eutanasia non è necessaria, i topi si riprendono completamente dopo l'esperimento e sono disponibili per il nuovo utilizzo.

Proponiamo il metodo dettagliato step-by step per alimentare le fasi di zecca dura immatura in capsule EVA-foam applicate alla schiena di un topo (Figura 2). Questo protocollo non laborioso è adatto per vari tipi di esperimenti quando è necessario un preciso monitoraggio e raccolta delle zecche. I principali vantaggi di questo metodo sono la sua semplicità, materiali facilmente convenienti e breve durata. Inoltre, siamo riusciti ad attaccare due capsule a un individuo topo (<strong class="xf...

In questo studio, un sistema di alimentazione per le fasi ninfe e larval di zecca dura è stato sviluppato utilizzando una capsula attaccata al topo di laboratorio. La capsula di alimentazione è realizzata con materiali flessibili e rimane saldamente attaccata al mouse per almeno una settimana e consente un comodo monitoraggio dell'alimentazione delle zecche.

Un modello basato su capsule per l'infestazione di fasi di zecche dure immature su topi di laboratorio

Ticks are obligatory blood feeding parasites at all stages of development (except eggs) and are recognized as vectors of various pathogens. The use of ...

La nostra tecnica è adatta per vari tipi di esperimenti, ma il nostro modello di topo è necessario per nutrire le zecche ed è necessario per mantenere le zecche in un'area chiusa per una facile raccolta e monitoraggio. Il vantaggio di questo semplice metodo è l'efficienza, la breve durata e la capacità di monitorare o raccogliere zecche in diversi punti di tempo di un esperimento. Il nostro sistema è adatto per studiare la biologia delle zecche, le interazioni patogene ospite-vettore o valutare diverse misure di controllo di questi artropodi di importanza medica.Questo metodo richiede precisione e attenzione ai dettagli in quanto le fasi immature delle zecche sono piccole e nutrirle con topi richiede che la capsula chiusa sia saldamente attaccata al mouse per diversi giorni. Inizia attaccando insieme una schiuma EVA di due millimetri, una doppia schiuma adesiva appiccicosa. Utilizzare un foro in pelle di 20 millimetri di diametro per tagliare un cerchio dai pezzi di schiuma.Quindi, utilizzare un perforatore di 12 millimetri per tagliare l'interno. Sbucciare la striscia di carta protettiva dalla doppia schiuma adesiva appiccicosa e attaccare un cerchio di plastica trasparente di 20 millimetri alla schiuma. Se si alimentano le larve, non rimuovere la striscia di carta protettiva dalla schiuma adesiva e procedere direttamente con il fissaggio della capsula.Fai una fessura di un centimetro nella plastica trasparente, quindi usa un perno entomologico per creare almeno 10 piccoli fori per l'evaporazione dell'umidità durante l'esperimento. Dopo che il mouse è stato anestetizzato posizionarlo sul cuscinetto di manipolazione e attaccare un cono del naso per l'alimentazione continua di isoflurane. Assicurarsi che la frequenza respiratoria sia inferiore a 80 respiri al minuto regolando il livello di isoflurane.Radere la parte anteriore del mouse da dietro le scapole fino all'area appena dietro le orecchie creando un'area rasata maggiore della superficie della capsula. Applicare la colla in lattice non irritante sull'intero sito di schiuma EVA della capsula e attendere un minuto. Posizionare la capsula sulla schiena del mouse e applicare una pressione costante per tre minuti soprattutto sul lato sinistro e destro della capsula.Sollevare leggermente la capsula per controllare visivamente il suo attaccamento alla pelle. Per garantire l'attacco fermo della capsula applicare una leggera pressione costante di tre minuti con le dita soprattutto sul lato sinistro e destro della capsula. Se vengono trovate regioni non attaccate, applicare più colla con una spatola e premere per altri tre minuti.Se durante l'esperimento si forma un'area non di attacco, correggerla nello stesso modo. Introdurre le singole ninfe nella capsula attraverso la fessura di un centimetro. Spremere leggermente la capsula da due lati per consentire alla plastica trasparente di piegarsi, quindi spingere la ninfa all'interno della capsula.Ruotare le forcep di 90 gradi e tirarle fuori. Per l'infestazione delle larve, rimuovere lo scivolo di carta dalla capsula attaccata e posizionare la siringa con le larve direttamente all'interno. Depositare le zecche spingendo lo stantuffo della siringa, quindi ruotare delicatamente lo stantuffo verso la pelle per rimuovere le larve attaccate rimanenti.Una volta depositate le larve sulla pelle, chiudere la capsula attaccando il cerchio di plastica trasparente. Tagliare una striscia di 3,5 millimetri della fascia di plastica protettiva e applicare la fascia di plastica protettiva intorno alla capsula, quindi riportare il mouse nella gabbia. Per raccogliere le zecche, creare un taglio a forma di croce nella plastica con un bisturi e utilizzare le forcelle per raccogliere le zecche.Se necessario, richiudere la capsula attaccando un cerotto di plastica adesivo sulla plastica trasparente. lo stesso cerotto di plastica può essere utilizzato se è richiesta la raccolta di zecche in più punti di tempo. In alternativa, il mouse può essere eutanasiato e le zecche raccolte o staccate manualmente dopo la rimozione della capsula.Per un recupero riuscito dei topi, tienili in gabbia per un'ulteriore settimana e lascia che le capsule si distaccno naturalmente. Una volta spenta la capsula, verificare la presenza di reazioni anomale sulla pelle. Applicare qualsiasi lozione emolliente in caso di irritazione.Questo protocollo consente di alimentare zecche dure immature in capsule di schiuma EVA applicate sulla schiena di un topo. L'uso della colla in lattice ad asciugatura rapida e non irritante assicura che la capsula sia saldamente attaccata entro tre minuti e rimanga attaccata per almeno sette giorni. Attaccare due capsule consente di nutrire due diversi gruppi di zecche sullo stesso animale.Inoltre, il completo recupero dei topi dopo gli esperimenti, consente di riutilizzare gli animali ed evitare l'eutanasia. Questo sistema è stato utilizzato con successo per nutrire le ninfe ixodes ricinus. Un tasso di successo da moderato ad alto engorgement è stato raggiunto in due diversi ceppi di topi.In entrambi i ceppi, tutte le ninfe terminarono l'alimentazione entro quattro o cinque giorni, mentre la maggior parte lasciò il quarto giorno. Quando si tenta questo protocollo, è importante radere un'area sufficiente della pelle del mouse e attaccare efficacemente la capsula per evitare il suo distacco accidentale durante l'esperimento. Oltre allo studio della biologia delle zecche di base, questo metodo può essere utilizzato per esplorare la trasmissione patogena dal segno di spunta all'ospite o dall'ospite alle zecche.Inoltre, l'opzione di riutilizzare il mouse offre la possibilità di più re-infestazioni che possono essere benefiche per studi immunologici o indagare diverse trasmissioni patogene trasmesse da zecche.

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