Name: Mesure de la photophysiologie du stade attaché de Colacium sp. par un fluoromètre à taux de répétition rapide de type cuvette (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-11-12T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 3 s
Description: Découvrez la mesure de la photophysiologie du photosystème II chez Colacium sp. attaché à Scapholeberis mucronata par fluorométrie à taux de répétition rapide. Cette méthode permet d'évaluer en temps réel la photosynthèse des algues épizoïques dans leur environnement naturel.

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Le travail a été soutenu par le Fonds de recherche collaborative de la préfecture de Shiga intitulé « Étude sur la qualité de l’eau et l’environnement de fond de lac pour la protection de la solidité de l’environnement aquatique » dans le cadre de la subvention japonaise pour la revitalisation régionale et du Fonds de recherche et de développement technologique pour l’environnement (n° 5-1607) du Ministère de l’environnement du Japon. https://www.kantei.go.jp/jp/singi/tiiki/tiikisaisei/souseikoufukin.html. Les auteurs tiennent à remercier Enago (www.enago.jp) pour la revue en langue anglaise.

1. Échantillonnage
<ol><li>Recueillez l’eau du lac à la surface par un seau. Pour cibler Colacium sp. attaché à S. mucronata (Figure 1A-C), filtrez 0,5 à 10 L d’eau du lac à l’aide d’un filet en maille de nylon de 100 μm52. REMARQUE: S. mucronata s’agrège souvent densément dans les eaux peu profondes, eutrophes et boueuses, comme parmi les zones de roseaux (phragmites).</li>
	<li>Conservez les échantillons concentrés dans des bouteilles en plastique de 500 mL avec 350 mL d’eau de lac. Conserver dans l’obscurité.</li>
	<li>En laboratoire, versez l’eau de l’échantillon dans un bécher de 500 ml et laissez-le reposer pendant quelques minutes.</li>
	<li>Filtrer l’eau du lac à travers un filtre de la taille d’un pore de 0,2 μm.</li>
	<li>Ramasser S. les individus mucronata utilisant une pipette sous un microscope optique à un grossissement de 100x. Effectuer l’identification des espèces selon Błędzki et Rybak53.</li>
	<li>Transférez-les dans une goutte d’eau de lac filtrée (FLW) de 0,2 μm placée sur une lame de verre. REMARQUE : S. mucronata peut nager à la surface ou s’attacher à la paroi du bécher.</li>
	<li>Cochez S. mucronata en microscopie optique.</li>
	<li>Laver S. les personnes mucronata utilisant le FLW (3 gouttes ou plus) pour prévenir la contamination par d’autres organismes (figure 2).</li>
	<li>Gardez S. mucronata à une température in situ dans une chambre de croissance inférieure à 40 μmol photon·m−2·s−1.</li>
</ol>2. Effets de S . mucronata sur fluorescence de base
<ol><li>
S. culture de mucronata<ol>
<li>Ramasser les individus de S. mucronata à l’aide d’une pipette sous un microscope optique à un grossissement de 100x et laver à l’aide de FLW, comme à l’étape 1.8.</li>
		<li>Aérer l’eau du robinet à l’aide d’une pompe à air électrique via une pierre à air pendant au moins 1 semaine. Versez 300 mL d’eau du robinet aérée dans un bocal en verre de 350 mL.</li>
		<li>Nourrir la Chlorella (1 mg C·L−1) et maintenir à 20 °C sous 40 μmol photon·m−2·s−1 dans une chambre de croissance.</li>
		<li>Après environ 14 jours, ramassez 5 à 30 personnes à l’aide d’une pipette sous un microscope optique à un grossissement de 100x et inoculez-les dans 300 mL d’eau du robinet propre et aérée pour garder le milieu frais.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Configuration de FRRf<ol>
<li>Lancez le logiciel Act2Run.</li>
		<li>Cliquez sur l’onglet Options et sélectionnez Act2 FLC (LED blanches) en mode de fonctionnement pour définir la couleur des LED actiniques.</li>
		<li>Cliquez sur la valeur Sombre à l’étape 1 des paramètres de la courbe de lumière fluorescente dans la fenêtre principale, puis tapez 30 pour définir la durée de la période d’obscurité (Figure 3A).</li>
		<li>Cliquez sur la combinaison de LED B, C et D pour éteindre les LED vertes et oranges (Figure 3C).</li>
		<li>Cliquez sur la valeur Fets et Pitch sous Sat, et tapez 100 et 2, respectivement, pour définir le nombre et le pas de flashlet dans la phase de saturation (Figure 3D).</li>
		<li>Cliquez sur la valeur fets et pitch sous Rel, et tapez respectivement 40 et 60 pour définir le nombre et le pas de l’éclair dans la phase de relaxation (Figure 3E).</li>
		<li>Activez la pompe à enveloppe d’eau en cliquant sur Pendant le FLC (Figure 3F) pour contrôler la température de l’échantillon pendant la mesure.</li>
		<li>Activez en cliquant sur Auto-LED et Auto-PMT (Figure 3F).</li>
		<li>Cliquez sur Synchroniser pour connecter FRRf-Act2.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Mesures FRRf<ol>
<li>Pour examiner les effets des individus zooplanctoniques sur la fluorescence initiale, préparez S adulte. mucronata (taille corporelle 400-650 μm) de la culture aux étapes 2.1.1-2.1.4 sans aucun organisme attaché.</li>
		<li>Pour éviter la fluorescence du contenu intestinal, affamer les individus en FLW à 20 ° C pendant au moins 90 minutes.</li>
		<li>Verser 1,5 mL de FLW dans une cuvette. Détectez 0, 1, 5 et 10 personnes S. mucronata à l’aide d’une pipette sous un microscope optique à un grossissement de 100x.</li>
		<li>Transfert S. mucronata dans la cuvette et ajouter FLW pour porter l’échantillon à 2 mL.</li>
		<li>S’acclimater en basse lumière (photon de 1-10 μmol·m−2·s−1) à 20 °C pendant 15 min avant la mesure FRRf.</li>
		<li>Cliquez sur Act2 Run pour lancer la mesure. Répétez les mesures >3 fois par échantillon.</li>
		<li>Lisez la valeur Fo du graphique des résultats (Figure 4).</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. Effets de l’organisme du substrat sur la fluorescence Chl- a
<ol><li>
Culture de Colacium sp.<ol>
<li>Préparer le milieu FLW et AF-654 pour la culture (tableau 2).</li>
		<li>Recueillir Colacium sp. attaché à S. mucronata comme aux étapes 1.1 et 1.2 et maintenir à température in situ dans une chambre de croissance.</li>
		<li>Ramasser Colacium sp. avec une carapace fondue (Figure 1D) à l’aide d’une pipette sous un microscope optique à un grossissement de 100x. Lavez-les avec FLW, comme à l’étape 1.8.</li>
		<li>Inoculer de manière aseptique Colacium sp. et AF-6 dans un tube de verre de 10 mL sur un banc propre.</li>
		<li>Maintenir la culture à une température in situ inférieure à 200 μmol photon·m−2·s−1 dans une chambre de croissance. Secouez doucement le tube de verre à la main au moins une fois par jour pour éviter le tassement cellulaire. REMARQUE: Pour maintenir l’effet d’atténuation des colonies agrégées aussi bas que possible, vérifiez les colonies au microscope avant la mesure FRRf. L’agrégation cellulaire peut provoquer des colonies denses et affecter la photophysiologie des algues55.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Mesures FRRf<ol>
<li>Pour examiner les effets des individus zooplanctoniques sur la fluorescence Chl-a de Colacium sp., préparez S adulte. mucronata (taille corporelle 400-650 μm) sans aucun organisme attaché.</li>
		<li>Pour éviter la fluorescence du contenu intestinal, affamer les individus en FLW pendant au moins 90 minutes.</li>
		<li>Installez un fluoromètre à taux de répétition rapide (FRRf) de type cuvette.</li>
		<li>Verser un sous-échantillon de 1,5 mL de Colacium sp. préculé dans une cuvette. Transfert 0, 5, 10 et 15 S. Les individus mucronata dans ces cuvettes et ajoutent 2 μm de milieu filtré pour porter l’échantillon à 2 mL.</li>
		<li>Acclimater sous faible luminosité (photon·m−2·s−1) de 1-10 μmol à 20 °C pendant 15 min avant de prendre la mesure FRRf. REMARQUE: Maintenir les échantillons à la température d’incubation pendant les mesures</li>
		<li>Cliquez sur Act2 Run pour lancer la mesure. Répétez les mesures >3 fois par échantillon.</li>
		<li>Lisez les valeurs FO et Fm du graphique des résultats (Figure 4). REMARQUE: Vérifiez la valeur RσPSII (Tableau 1), qui indique si la puissance du VOYANT est dans la plage optimale pour estimer correctement les paramètres PSII. Lorsque l’Auto-LED est activé, le système Act2run contrôle la puissance de la LED pour atteindre une plage RσPSII optimale (0,042-0,064). La valeur seuil expérimentale de RσPSII a été définie à 0,03 et 0,08 dans une étude précédente48.</li>
		<li>Pour corriger la fluorescence de base22, filtrez le milieu de culture à l’aide d’un filtre de la taille d’un pore de 0,2 μm et mesurez la fluorescence. Soustrayez FO de l’échantillon de base de FO et Fm de Colacium sp., ou modifiez la valeur de correction Blank dans les Paramètres de l’onglet Options.</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. Photophysiologie de Colacium sp. (étage attaché)
<ol><li>Isoler les individus de S. mucronata avec Colacium sp. à l’aide d’une pipette au microscope optique.</li>
	<li>Laver S. mucronata utilisant FLW, comme à l’étape 1.8.</li>
	<li>Transfert S. mucronata dans un 100 mL de FLW. Pour la famine, conserver dans des conditions sombres à température in situ pendant 90 min.</li>
	<li>Verser 1,5 mL de FLW dans une cuvette.</li>
	<li>Transfert ~10 S. mucronata individus avec Colacium sp. dans une cuvette. Pour les mesures, plus de 100 cellules Colacium par 2 mL sont nécessaires. Ajouter FLW pour porter l’échantillon à 2 mL.</li>
	<li>Acclimater sous basse lumière (photon de 1-10 μmol·m−2·s−1) à température in situ pendant 15 min. Mesurer la fluorescence Chl-a comme aux étapes 3.2.6-3.2.8.</li>
	<li>Pour dénombrer le nombre de cellules attachées, fixez l’échantillon avec du glutaraldéhyde (2% du volume final) après avoir pris la mesure FRRf. Prenez des photos à plusieurs profondeurs focales et positions de S. mucronata sous un microscope optique.</li>
</ol>5. Photophysiologie de Colacium sp. (stade planctonique)
<ol><li>Cultiver Colacium sp. échantillonné dans un milieu AF-6 à température in situ comme aux étapes 3.1.1-3.1.5.</li>
	<li>Pour la phase stationnaire, prendre 2 mL de Colacium sp. cultivé et verser dans une cuvette.</li>
	<li>Acclimater sous basse lumière (photon de 1-10 μmol·m−2·s−1) à température in situ pendant 15 min. Mesurer la fluorescence Chl-a comme aux étapes 3.2.6-3.2.8.</li>
</ol>6. Effets de l’addition de Ca et de Mn sur la photophysiologie de Colacium sp.
<ol><li>Effets sur la scène attachée<ol>
<li>Isoler les individus de S. mucronata avec Colacium sp. à l’aide d’une pipette au microscope optique. Laver à l’aide de FLW, comme à l’étape 1.8.</li>
		<li>Transférer six individus chacun dans 12 béchers en verre avec 30 mL de FLW. Assurez-vous que chaque bécher contient >100 cellules Colacium sp.</li>
		<li>Ajouter 200 μmol· L−1 CaCl2· H2O (traitement au Ca), 40 μmol· L−1 MnCl4 (traitement Mn), ou eau ultrapure (contrôle) à chaque bécher. Incuber les échantillons sous 200 μmol photon·m−2 ·s−1 à température in situ dans une chambre de croissance.</li>
		<li>À 3 h et 21 h, transférer tous les individus et les peaux muées dans une cuvette avec 2 mL du milieu.</li>
		<li>Pour examiner la réponse rapide à l’augmentation de la lumière, cliquez sur Haut des périodes de 8 pas de lumière actinique et tapez 20 (Figure 3A) pour définir la durée de chaque étape en 20 s. Pour définir la lumière actinique par étapes sur 0, 11, 25, 44, 68, 101, 144 et 200 μmol photon·m−2·s−1, cliquez sur High E et Step Up et modifiez les valeurs à 200 et 34, respectivement (Figure 3B).</li>
		<li>Après 15 min d’acclimatation à l’obscurité, mesurez la fluorescence Chl-a de chaque échantillon de manière similaire aux étapes 3.2.6-3.2.8. REMARQUE : Vérifiez que les valeurs RσPSII et RσPSII se situent dans la plage optimale (0,03-0,08)48.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Effets sur le stade planctonique<ol>
<li>Cultiver Colacium sp. échantillonné dans un milieu AF-6 à température in situ comme aux étapes 3.1.1-3.1.5.</li>
		<li>Transférer le Colacium sp. cultivé dans flW et s’acclimater à une température in situ inférieure à 200 μmol photon·m−2·s−1 pendant 3 jours.</li>
		<li>Transférer 1 mL des échantillons acclimatés dans trois flacons en verre contenant 10 mL de FLW.</li>
		<li>Ajouter 200 μmol· L−1 CaCl2· H2O (traitement au Ca), 40 μmol· L−1 MnCl3 (traitement Mn), ou eau ultrapure (contrôle) aux flacons. Incuber les échantillons sous 200 μmol photon·m−2·s−1 à température in situ dans une chambre de croissance.</li>
		<li>À 3 h et 21 h, mesurer la fluorescence Chl-a de chaque échantillon comme aux étapes 3.2.6-3.2.8.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

Les auteurs n’ont aucune divulgation à déclarer.

Ce protocole a démontré pour la première fois que la photophysiologie de Colacium sp. pendant la phase attachée dans un environnement naturel est comparable à son stade planctonique en milieu AF-6. De plus, le contenu intestinal de S. mucronata affamé n’a pas affecté la fluorescence initiale et Chl-a lorsque la densité était de ≤5 inds·mL−1 (Figure 5 et Figure 6). Ces résultats suggèrent que ce protocole peut mesurer la phot...

La fluorescence variable de la chlorophylle est un outil utile pour mesurer la photophysiologie du photosystème algal II (PSII). Les algues réagissent à divers stress environnementaux, tels que l’excès de lumière et la carence en nutriments, en modifiant leur photophysiologie PSII. Le fluoromètre à taux de répétition rapide (FRRf) est une méthode courante pour mesurer la photophysiologie PSII1,2 et estimer la productivité primaire1,3,4, ce qui permet de surveiller la photophysiologie PSII du phytoplancton, ainsi que la productivité primaire sur de larges échelles spatiales et temporelles5,6,7. FRRf peut mesurer simultanément la section transversale d’absorption PSII (σ PSII), la concentration du centre de réaction ([RCII]), l’efficacité photochimique maximale (Fv/Fm), l’efficacité photochimique efficace (Fq′/Fm′) et la trempe non photochimique (NPQNSV) (tableau 1). En général, Fv/Fm et Fq′/Fm′ sont définis comme une activité PSII8, tandis que NPQNSV est défini comme une énergie relative dissipée par la chaleur9.
Il est important de noter que les flashs de FRRf à renouvellement unique (ST) réduisent complètement l’accepteur d’électrons de quinone primaire, QA, mais pas le pool de plastoquinone. Inversement, les flashs à rotation multiple (MT) d’un fluoromètre à modulation d’amplitude d’impulsion (PAM) peuvent réduire les deux. La méthode ST présente un net avantage par rapport à la méthode MT lors de l’identification des origines possibles du NPQNSV en mesurant simultanément la cinétique de récupération de Fv/Fm, Fq′/Fm′, NPQNSV et σ PSII10. À ce jour, plusieurs types d’instruments FRRf, tels que le type submersible, le type cuvette et le type flow-through, sont disponibles dans le commerce. Le FRRf de type submersible permet des mesures in situ dans les océans et les lacs, tandis que le FRRf de type cuvette convient à la mesure de petits volumes d’échantillons. Le type d’écoulement est couramment utilisé pour mesurer en continu la photophysiologie du phytoplancton dans les eaux de surface.
Compte tenu du développement des fluoromètres PAM, y compris le type cuvette, pour un large éventail de sujets11, les fluoromètres PAM sont encore plus courants que les FRRfs dans la recherche en photophysiologie des algues12. Par exemple, bien que la structure de la chambre d’échantillonnage et la capacité de la cuvette entre ces outils ne diffèrent que légèrement, le PAM de type cuvette a été appliqué aux phytoplanctones13,14,15, aux microalgues benthiques16,17,18, aux algues de glace19 et aux algues épizoïques20, tandis que le FRRf de type cuvette a été appliqué principalement aux phytoplanctonons21,22,23 et un nombre limité de communautés d’algues de glace24,25. Compte tenu de son efficacité, le FRRf de type cuvette est également applicable aux algues benthiques et épizoïques. Par conséquent, l’élargissement de son application fournira des informations considérables sur la photophysiologie PSII, en particulier pour la photophysiologie des algues épizoïques moins connue.
Les algues épizoïques ont reçu peu d’attention, avec peu d’études examinant leur photophysiologie PSII20,26, probablement en raison de leur rôle mineur dans les réseaux trophiques aquatiques27,28. Cependant, les épibiotes, y compris les algues épizoïques, peuvent influencer positivement la dynamique des communautés de zooplancton, comme l’augmentation des taux de reproduction et de survie29,30, ainsi que les processus d’impact négatif, tels que l’augmentation du taux de naufrage29,31 et la vulnérabilité aux prédateurs visuels32,33,34,35,36 . Par conséquent, il est crucial d’explorer les facteurs environnementaux et biologiques contrôlant la dynamique des épibiotes dans les communautés de zooplancton.
Parmi les algues épizoïques, Colacium Ehrenberg 1834 (Euglenophyta) est un groupe algal commun d’eau douce32,37,38,39 avec différents stades de vie, y compris attaché (Figure 1A-D), planctonique non mobile (Figure 1E,F) et planctonique mobile40,41 . Au cours de la phase planctonique non mobile, les cellules vivent sous forme de planctons unicellulaires, de colonies agrégées ou de colonies de feuilles à une couche, recouvertes de mucilage42. Au stade attaché, Colacium sp. utilise le mucilage excrété de l’extrémité antérieure de la cellule37,39,41 pour se fixer aux organismes du substrat (basibiontes), en particulier les microcrustacés41,43. Leur cycle de vie implique également de se détacher de l’exosquelette en mue ou du basibiont mort et de nager avec leurs flagelles pour trouver un autre organisme substrat39. Les stades planctoniques et attachés peuvent augmenter la taille de leur population par mitose40. Bien que leur stade attaché soit supposé être un trait évolutif pour la collecte de ressources, telles que la lumière44 et les oligo-éléments41,45,46, ou comme une stratégie de dispersion27, peu de preuves expérimentales sont disponibles sur ces aspects37,41,44 et les principaux mécanismes d’attachement sont largement inconnus. Par exemple, Rosowski et Kugrens s’attendaient à ce que Colacium obtienne du manganèse (Mn) à partir de copépodes de substrat41, concentrés dans l’exosquelette47.
Ici, nous décrivons comment mesurer la photophysiologie PSII des algues planctoniques et la méthode d’application connexe pour cibler les algues attachées (se fixant au zooplancton) avec des cellules Colacium sp. en utilisant le FRRf de type cuvette. Nous utilisons le système Act2 équipé de trois diodes électroluminescentes (LED) qui fournissent une énergie d’excitation flash centrée à 444 nm, 512 nm et 633 nm48. Ici, 444 nm (bleu) correspond au pic d’absorption de la chrophylle a (Chl-a), tandis que 512 nm (vert) et 633 nm (orange) correspondent aux pics d’absorption de la phycoérythrine et de la phycocyanine, respectivement. Le pic de détection du signal fluorescent est de 682 nm avec une demi-bande passante de 30 nm. Comme il est difficile de trouver le stade planctonique de Colacium sp. dans les environnements naturels, leur stade attaché a été collecté pour les expériences. Parmi les nombreux organismes substrats, Scapholeberis mucronata O.F. Müller 1776 (Branchiopoda, Daphniidae; Figure 1A, B, G) est l’un des plus simples à manipuler en raison de sa vitesse de nage lente, de sa grande taille corporelle (400-650 μm) et de son comportement unique (suspendu à l’envers à la surface de l’eau). Par conséquent, ce protocole utilise Colacium sp. attaché sur S. mucronata comme étude de cas du système Colacium-basibiont. Pour éviter la fluorescence dérivée du contenu intestinal, S. mucronata était affamé. Comme une étude précédente a rapporté que le signal de fluorescence du contenu intestinal (algues ingérées) affiche une diminution de cinq fois après 40 min49, nous nous attendions à ce que 90 min de famine soient suffisants pour minimiser la possibilité que la fluorescence du contenu intestinal affecte la mesure FRRf avec un minimum d’effets de stress expérimental sur Colacium sp., tels qu’une carence en nutriments. En outre, ce protocole a été appliqué pour clarifier le mécanisme de fixation de Colacium sp. et déterminer comment deux métaux, le calcium (Ca) et le manganèse (Mn) affectent la photophysiologie des stades planctonique et attaché. Le calcium joue un rôle clé dans les voies photosynthétiques50 de multiples façons, et les deux métaux sont nécessaires pour construire les complexes évolutifs en oxygène du PSII51. Comme le calcium et le manganèse sont très concentrés dans la carapace du zooplancton des crustacés47, nous émettons l’hypothèse que la photophysiologie de Colacium sp. pourrait répondre plus en évidence à l’enrichissement en Ca et Mn au cours de la phase planctonique si cette étape de la vie obtient ces éléments de S. mucronata pendant la phase attachée.

<table><tbody><tr><td>Filtre à seringue Acrodisc</td><td>Pall Corporation, Ann Arbor, MI, États-Unis</td><td></td><td>0.2 &mu ; taille des pores</td></tr><tr><td>Act2Run</td><td>CTG Ltd., West Molesey, Royaume-Uni</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Biotine</td><td>Wako</td><td>023-08711</td><td>AF-6 moyen</td></tr><tr><td>CaCl2&middot ; 2H2O</td><td>Wako</td><td>031-25031</td><td>AF-6 moyen</td></tr><tr><td>CaCO3</td><td>Wako</td><td>036-00382</td><td>AF-6</td></tr><tr><td>moyen Acide citrique</td><td>Wako</td><td>036-05522</td><td>AF-6 moyen</td></tr><tr><td>CoCl2&middot ; 6H2O</td><td>Wako</td><td>036-03682</td><td>AF-6</td></tr><tr><td>moyen concentré Chlorella</td><td>Recenttec, Tokyo, Japon</td><td></td><td>20 mg C&middot ; mL&moins ; 1 ; Stocker à 4 &deg ; C</td></tr><tr><td>FastOcean Act2</td><td>CTG Ltd., West Molesey, Royaume-Uni</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Fe-citrate</td><td>Wako</td><td>093-00952</td><td>AF-6 moyen</td></tr><tr><td>FeCl3&middot ; 6H2O</td><td>Wako</td><td>091-00872</td><td>AF-6 medium</td></tr><tr><td>HCLP-880PF</td><td>Nippon Medical and Chemical Instruments &nbsp ;Co., Ltd., Osaka, Japon</td><td></td><td>Avec ampoules LED</td></tr><tr><td>K2HPO4</td><td>Wako</td><td>160-04292</td><td>AF-6 medium</td></tr><tr><td>KH2PO4</td><td>Wako</td><td>167-04241</td><td>AF-6 moyen</td></tr><tr><td>MgSO4&middot ; 7H2O</td><td>Wako</td><td>137-00402</td><td>AF-6 moyen</td></tr><tr><td>MnCl3&middot ; 4H2O</td><td>Wako</td><td>139-00722</td><td>AF-6 medium</td></tr><tr><td>Na2EDTA</td><td>Wako</td><td>343-01861</td><td>AF-6 medium</td></tr><tr><td>Na2MoO4</td><td>Wako</td><td>196-02472</td><td>AF-6 medium</td></tr><tr><td>NaNO3</td><td>Wako</td><td>191-02542</td><td>AF-6</td></tr><tr><td>medium NH4NO3</td><td>Wako</td><td>015-03231</td><td>AF-6 medium</td></tr><tr><td>Compteur de plancton</td><td>Matsunami Glass, Osaka, Japon</td><td>S6300</td><td></td></tr><tr><td>Pylex</td><td>éprouvette CTG Ltd., West Molesey, UK</td><td></td><td>Avec jante, 16 x 100 mm</td></tr><tr><td>Vit. B1</td><td>Wako</td><td>203-00851</td><td>AF-6 medium</td></tr><tr><td>Vit. B12</td><td>Wako</td><td>226-00343</td><td>AF-6 medium</td></tr><tr><td>Vit. B6</td><td>Wako</td><td>165-05401</td><td>AF-6 moyen</td></tr><tr><td>ZnSO4&middot ; 7H2O</td><td>Wako</td><td>264-00402</td><td>AF-6 moyen</td></tr></tbody></table>

mesure de la photophysiologie du stade attaché de colacium sp. par un fluoromètre à taux de répétition rapide de type cuvette

Measuring Photophysiology of Attached Stage of Colacium sp. by a Cuvette-Type Fast Repetition Rate Fluorometer

Le fluoromètre à taux de répétition rapide (FRRf) est une méthode bénéfique pour mesurer la photophysiologie du photosystème II (PSII) et la productivité primaire. Bien que frRf puisse mesurer la section transversale d’absorption psiI (σ PSII), l’efficacité photochimique maximale (Fv / Fm), l’efficacité photochimique efficace (Fq ′ / Fm ′ ) et la trempe non photochimique (NPQNSV) pour diverses algues eucaryotes et cyanobactéries, presque toutes les études FRRf à ce jour se sont concentrées sur le phytoplancton. Ici, le protocole décrit comment mesurer la photophysiologie PSII d’une algue épizoïque Colacium sp. Ehrenberg 1834 (Euglenophyta), dans son stade attaché (attaché au zooplancton), en utilisant frRf de type cuvette. Tout d’abord, nous avons estimé les effets du zooplancton substrat (Scapholeberis mucronata O.F. Müller 1776, Cladocera, Daphniidae) sur la fluorescence de base et σ PSII, Fv/Fm, Fq′/Fm′ et NPQNSV de Colacium sp planctonique. Pour valider cette méthodologie, nous avons enregistré des mesures photophysiologiques de Colacium sp. attaché sur S. mucronata et comparé ces résultats avec son stade planctonique. Des résultats représentatifs ont montré comment le protocole pouvait déterminer les effets du calcium (Ca) et du manganèse (Mn) sur la photophysiologie de Colacium sp. et identifier les divers effets de l’enrichissement en Mn entre les stades attaché et planctonique. Enfin, nous discutons de l’adaptabilité de ce protocole à d’autres algues périphytes.

Il n’y avait pas d’effet significatif de la fluorescence initiale (Figure 5) ou de la fluorescence Chl-a (Figure 6) par S. mucronata jusqu’à 5 individus (inds.) mL−1. Cependant, Fv/Fm et NPQNSV ont été significativement affectés lorsque S. mucronata était de 7,5 inds·mL−1. Par conséquent, pour mesurer la photophysiologie de Colacium sp. au cours ...

Le fluoromètre à taux de répétition rapide (FRRf) est une méthode bénéfique pour mesurer la photophysiologie du photosystème II et la productivité primaire. Nous décrivons ici un protocole pour mesurer la photophysiologie PSII de l’algue épizoïque, Colacium sp. sur substrat zooplancton en utilisant FRRf de type cuvette.

Mesure de la photophysiologie du stade attaché de Colacium sp. par un fluoromètre à taux de répétition rapide de type cuvette

Fast repetition rate fluorometer (FRRf) is a beneficial method for measuring photosystem II (PSII) photophysiology and primary productivity. Although FRRf ...

Ce protocole mesure l’activité photosynthétique des algues attachées, alors qu’elles s’attachent encore au plancton, tout comme dans la nature. Le principal avantage de cette technique est que la mesure de la photophysiologie peut être effectuée en temps réel sans distraction de l’échantillon. Pour examiner les effets des individus de zooplancton sur la fluorescence de base, préparez scapholeberis mucronata adulte à partir de la culture sans aucun organisme attaché.Maintenant, affamez les individus en FLW à 20 degrés Celsius pendant au moins 90 minutes pour éviter la fluorescence du contenu intestinal. Versez 1,5 millilitre de FWL dans une cuvette. Récupérez le nombre de s souhaité.les individus mucronata utilisant une pipette sous un microscope optique à un grossissement de 100 fois et les transfèrent dans la cuvette. Ajouter FLW pour porter le volume de l’échantillon à 2 millilitres et lui permettre de s’acclimater sous une faible lumière à 20 degrés Celsius pendant 15 minutes avant la mesure rapide du fluoromètre à taux de répétition. Cliquez ensuite sur act to run"pour démarrer la mesure et répéter les mesures plus de trois fois par échantillon.Lisez la valeur F0 du tracé résul

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Droplet plates-formes basées microfluidiques sont des candidats prometteurs pour l'expérimentation à haut débit car ils sont capables de générer picolitres, auto-compartimentées vaisseaux moindre coût aux cadences kHz. Grâce à l'intégration rapide, sensible et haute résolution de fluorescence des méthodes spectroscopiques, les grandes quantités de données générées au sein de ces systèmes peut être efficacement extraite, exploité et utilisé.

Méthodes de détection par fluorescence pour les plateformes microfluidiques gouttelettes

Förster énergie de résonance de transfert (FRET) microscopie est une technique puissante pour surveiller en temps réel des événements de signalisation dans les cellules vivantes en utilisant différents biocapteurs en tant que journalistes. Ici, nous décrivons comment construire un épifluorescence personnalisée FRET système d'imagerie à partir de composants disponibles dans le commerce et la façon de l'utiliser pour des expériences de FRET.

FRET microscopie pour Surveillance en temps réel des événements de signalisation dans les cellules vivantes en utilisant Biocapteurs unimoléculaires

Cette vidéo présente la technique de spectroscopie de fluctuation de fluorescence (FFS) pour étudier l’homo-oligomérisation des protéines. Les protéines marquées par fluorescence dans un échantillon sont dimérisées à l’aide d’un agent lors de l’étude de l’oligomérisation des protéines à l’aide de la FFS. À l’aide d’un microscope confocal, au fur et à mesure que les protéines entrent et sortent du petit volume d’observation, l’analyse des fluctuations de la luminosité des molécules fluorescentes...

Spectroscopie de fluctuation de fluorescence pour étudier l’homo-oligomérisation des protéines

Source : Kulkarni, M. et al. Imagerie Ca2+ Dynamique dans les terminaux axonaux des photorécepteurs coniques de la rétine de la souris. J. Vis. Exp. (2015)Cette vidéo montre l’utilisation de la microscopie à deux photons pour surveiller la dynamique calcique dans les photorécepteurs coniques d’une rétine de souris transgénique. Il décrit les étapes de préparation des coupes rétiniennes, d’imagerie des biocapteurs de calcium basés sur FRET et d’analyse des changements de fluorescence pour...

Microscopie à deux photons pour la surveillance de la dynamique calcique dans les photorécepteurs coniques rétiniens de souris

Mesure intracellulaire de Ca<sup&gt; 2 +</sup&gt; Les changements dans le sperme humain à l&#39;aide de quatre techniques: FLUOROMETRIE conventionnel, s&#39;est arrêté Fluorimétrie du flux, la cytométrie en flux et l&#39;imagerie cellulaire unique

Actuellement, la plupart des indicateurs calciques disponibles sont utilisés pour quantifier les transitoires calciques cytoplasmiques en tant que mesures indirectes du calcium libéré par le réticulum sarcoplasmique dans les cellules musculaires lisses en culture. Ce protocole décrit l’utilisation d’un indicateur spécifique basé sur le FRET qui permet de mesurer directement les signaux calciques dans la lumière du réticulum sarcoplasmique.

Imagerie confocale à base de FRET mesure des fluctuations de calcium à l&#39;intérieur du réticulum sarcoplasmique de Cultured cellules musculaires lisses Utilisation

Dans le cœur, les événements moléculaires coordonnent la fonction électrique et contractile de l'organe. Un ensemble de techniques de microscopie de fluorescence de champ locales présentées ici permet l'enregistrement des variables cellulaires dans les cœurs intacts. mécanismes définissant la fonction cardiaque Identifier est essentiel dans la compréhension comment le cœur fonctionne dans des situations pathologiques.

Champ local Fluorescence Microscopy: Imagerie signaux cellulaires dans les coeurs intacts

Nous décrivons ici l’acquisition optique et la caractérisation des potentiels d’action à partir de cardiomyocytes dérivés de cellules souches pluripotentes induites à l’aide d’un système de photométrie modulaire à grande vitesse.

Mesure du potentiel d’action optique unicellulaire dans les cardiomyocytes dérivés de cellules souches pluripotentes induites par l’homme

Cet article présente une méthode d’analyse spatio-temporelle de sondes mobiles à transfert d’énergie de résonance de Förster (smFRET) à molécule unique utilisant la microscopie à fluorescence à grand champ. La boîte à outils logicielle nouvellement développée permet de déterminer les traces temporelles smFRET des sondes en mouvement, y compris l’efficacité FRET correcte et les positions moléculaires, en tant que fonctions du temps.

Analyse spatio-temporelle bidimensionnelle automatisée de sondes FRET mobiles à molécule unique

Le présent protocole décrit l’imagerie par autofluorescence étape par étape et l’évaluation des changements phycobiliprotéiques dans les algues rouges sur la base d’une analyse spectrale. Il s’agit d’une méthode non marquée et non destructive pour évaluer l’adaptation cellulaire à des habitats extrêmes, lorsque seul du matériel rare est disponible et que les cellules se développent lentement, voire pas du tout, dans des conditions de laboratoire.

Imagerie par autofluorescence pour évaluer la physiologie des algues rouges

Découvrez la mesure de la photophysiologie du photosystème II chez Colacium sp. attaché à Scapholeberis mucronata par fluorométrie à taux de répétition rapide. Cette méthode permet d'évaluer en temps réel la photosynthèse des algues épizoïques dans leur environnement naturel.

Mesure de la photophysiologie du stade attaché de Colacium sp. par un fluoromètre à taux de répétition rapide de type cuvette

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