Name: Hoofdimplantaten voor de neuroimaging van wakkere, op het hoofd gefixeerde ratten (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-09-07T13:40:00.000+00:00
Duration: 7 min 1 s
Description: Leer functionele neuro-imaging bij wakkere, op het hoofd gefixeerde ratten met behulp van een lichtgewicht hoofdimplantaat. Deze methode elimineert verstorende anesthetica en levert 140 keer sterkere neurale responsen voor betrouwbaarder onderzoek.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

We erkennen Clara Jones, James Stirwalt, Linh Hoang, Young Joon Ha en Amirsoheil Zareh voor hun hulp tijdens het trainen van de ratten en de voorbereiding van de slings. Financiering werd verstrekt door de National Institutes of Health (NIH, Grant Number: NS119852) en Leducq Foundation (Grant Number: 15CVD02).

Alle procedures waren in overeenstemming met de richtlijnen van het National Institute of Health en goedgekeurd door de University of California, Irvine Animal Care and Use Committee. Zeven mannetjes en een vrouwelijke rat (Sprague-Dawley, gewicht: 185-350 g) werden gebruikt in deze studie. Na voltooiing van de studie werden de ratten geofferd met behulp van een overdosis koolstofdioxide.
1. Ontwerp van verschillende componenten
<ol><li>Ontwerp van het hoofdimplantaat:<ol><li>Maak het hoofdimplantaat met behulp van CAD-software (figuur 1C) en ontwerp het om het gebied achter de bregma en grenzend aan de middellijn gecentreerd op de somatosensorische cortex in beeld te brengen. Zorg ervoor dat het hoofdimplantaat een gebied van 0,9 mm tot 1,9 mm op de schedel bedekt, weg van het beeldvormingsgebied.</li>
		<li>Gebruik slechts drie schroeven om het hoofdimplantaat op de schedel van de rat te verankeren. Ontwerp alle schroefgaten zo dat ze aan de andere kant van de middellijn in de contralaterale hemisfeer van de afgebeelde hemisfeer blijven.</li>
		<li>Plaats een staaf, van binnenuit uitgehold, in het bovenste deel van het hoofdimplantaat om draden in staat te stellen de hoofdkap aan het hoofdimplantaat te bevestigen, zoals weergegeven in figuur 1D.</li>
	</ol></li>
	<li>Ontwerp van de hoofdkap:<ol><li>Zorg ervoor dat de hoofdkap het beeldvormingsgebied volledig bedekt en beschermt tegen elke vorm van trauma zoals weergegeven in figuur 1A, B. Voeg een kromming toe aan de hoofdkap, zodat deze is afgestemd op de vorm van het hoofd zonder de dagelijkse activiteiten van het dier in de standaard verrijkte kooien te verstoren.</li>
		<li>Snijd de binnenkant van de hoofdkap in een bredere rechthoekige vorm, zodat het bovenste deel van het hoofdimplantaat erin past, zoals weergegeven in figuur 1E. Haaks op deze rechthoek snijdt u twee andere rechthoekige gebieden om de hoofdkap aan het hoofdimplantaat te verankeren.</li>
		<li>Haal één draad door de bovenste uitgeholde staaf van het hoofdimplantaat voor bevestiging van het hoofdkapje op de rattenkop zoals weergegeven in figuur 1E-G. Passeer de tweede draad op dezelfde manier. OPMERKING: Deze draden kunnen eenvoudig worden verwijderd met een tang of tang. De 3D-afdrukbestanden worden geleverd (bestandsindeling: STL) als aanvullend bestand 1 en aanvullend bestand 2.</li>
	</ol></li>
	<li>Ontwerp van het hoofdframe:<ol><li>Ontwerp het hoofdframe zo dat een gesneden deel door de bovenste balk van het hoofdimplantaat kan bewegen en met een klem wordt bevestigd.</li>
		<li>Hoek het andere gesneden deel om extra sterkte te bieden om de rattenkop vast te houden om de contralaterale kant volledig toegankelijk te maken voor beeldvorming. Snijd voor dit onderzoek de stalen plaat met tinsnippers om het kopframe te produceren (figuur 1H, I). OPMERKING: Dit onderdeel kan ook 3D-geprint worden.</li>
	</ol></li>
</ol>2. Initiële rattenopleiding
<ol><li>Laat ratten 2-3 dagen wennen aan de vivariumomgeving in hun kooien.</li>
	<li>Begin met het hanteren van de rat in een rustige kamer. Open de kooi en laat de experimentator zijn hand gedurende 15-20 minuten in de kooi bij de rat leggen om de rat te laten wennen.</li>
	<li>Zodra de rat kalmte vertoont door niet te schrikken of weg te rennen van de handen van de experimentator, pak je de rat voorzichtig op voor hantering. Behandel de rat elke dag 30-45 minuten voordat je gaat slingeren.</li>
</ol>3. Sling training
<ol><li>Train de ratten gedurende ten minste 2-3 dagen in de draagdoeken vóór de chirurgische implantatie van het hoofdimplantaat en het hoofdkapje.</li>
	<li>Rangschik de slingopstelling zoals weergegeven in figuur 2A. Reinig de sling setup met behulp van ethanoldoekjes. OPMERKING: Alle stroppen zijn met de hand genaaid en gemaakt van een netmateriaal aan de onderkant of aan beide zijden, zoals weergegeven in figuur 2A, B.</li>
	<li>Voor slingtraining, verdoven de ratten met behulp van 4% isofluraan voor inductie en 1% voor onderhoud totdat er geen achterpoot knijpreflex is.</li>
	<li>Plaats de ratten onder isofluraananesthesie op een flexibele plastic plaat van 20 cm x 8 cm (lengte x breedte), waarbij 10 cm x 8 cm van de plastic plaat volledig is bedekt met het zachtere deel van het klittenband. OPMERKING: Het verdoven van de ratten voor draagdoektraining is een optionele stap, voornamelijk gebruikt om stress en angst te verminderen.</li>
	<li>Leg de rat de eerste 2 dagen van de training knus in een babysok (maat 0-3 maanden) met het hoofd naar buiten door een klein gaatje dat aan het einde van de sok is ingesneden.</li>
	<li>Wikkel een klein stukje absorberend kussen rond het onderlichaam om de rat droog te houden en uitwerpselen te verzamelen.</li>
	<li>Wikkel de rat in een ademende katoenen doek (afmeting: 25 cm x 25 cm). Plaats de rat op een plastic vel waar klittenbandstrips op zijn gelijmd.</li>
	<li>Bevestig de rat verder aan de plastic plaat met behulp van 0,5 cm brede klittenbandstrips op een afstand van 3-6 mm van elkaar.</li>
	<li>Zet de rat vast in de draagdoek. Verwijder de gasanesthesie. Laat de rat herstellen van gasanesthesie in de draagdoek.</li>
	<li>Wanneer de rat begint te kloppen, bied dan elke 10-15 minuten een paar druppels 10% sucrose-oplossing aan als beloning.</li>
	<li>Presenteer de rat willekeurig met de sensorische stimuli die tijdens de beeldvorming zullen worden gebruikt (hier snorharenstimulatie, elke 15-25 minuten) om hem te laten wennen aan sensorische stimuli. Stimuleer de snorharen handmatig met willekeurige tussenpozen.</li>
	<li>Train de rat in de draagdoek gedurende 1 uur op dag 1, 2 uur op dag 2 en 3 uur op dag 3 zoals weergegeven in figuur 2C.</li>
</ol>4. Prechirurgische voorbereiding
<ol><li>Print het hoofdimplantaat en de hoofdkap met de 3D-printer (figuur 1).</li>
	<li>Steriliseer alle chirurgische instrumenten en hoofddeksels (implantaten en doppen) door de apparatuur gedurende 10 uur onder te dompelen in het Metricide28 kiemdodend middel. Spoel gereedschappen grondig af met steriel water vlak voor de operatie.</li>
	<li>Stel de rat bloot aan 4% isofluraan en houd vervolgens op 1% -2% isofluraan totdat er geen achterpootknijpreflex is. Deze operatie kan worden uitgevoerd onder vele soorten anesthesie, zoals isofluraan, natriumpentobarbital en ketamine-xylazine.</li>
	<li>Injecteer atropine (0,05 mg/kg) intramusculair om slijmafscheidingen te verminderen om te helpen bij de ademhaling.</li>
	<li>Scheer de kop van de rat 5 mm gecentreerd rond de middellijn met behulp van een haartrimmer die begint tussen de ogen tot de achterkant van de oren.</li>
	<li>Controleer de gedeeltelijke zuurstofverzadiging en hartslag via een pulsoximeter en hartslagmetersonde die aan de achterpoot van de rat zijn bevestigd.</li>
	<li>Veeg de kop van de rat en de omgeving drie keer af met afwisselende rondes betadine en 70% alcoholdoekjes.</li>
	<li>Bevestig de rat in een stereotaxisch systeem.</li>
	<li>Plaats een met vaseline gesmeerde rectale sonde om de lichaamstemperatuur van de rat te meten en deze door het feedbacksysteem van de verwarmingsdeken te houden om onderkoeling na toediening van verdoving te voorkomen.</li>
	<li>Dien lokaal verdovingsmiddel lidocaïnehydrochloride toe in een concentratie van 20 mg/ml, 0,07 mg/kg +/-0,2 lichaamsgewicht subcutaan op de operatieplaats.</li>
	<li>Breng oogheelkundige zalf aan op beide ogen om uitdroging te voorkomen.</li>
	<li>Dien 2% lokaal verdovingsmiddel subcutaan toe over de operatieplaats.</li>
	<li>Injecteer 3 ml ringeroplossing met lactatie bij kamertemperatuur subcutaan om uitdroging te voorkomen en voeding te geven tijdens de operatie.</li>
</ol>5. Operatie
<ol><li>Verwijder het deel van de huid over de operatieplaats (4 mm diameter gecentreerd rond de middellijn en het midden van het hoofd) met een scherpe chirurgische schaar. Ontleed en verwijder een deel van de huid (~ 2 mm diameter, over de linker somatosensorische cortex) tussen het oor en het oog op het tijdelijke deel van het hoofd.</li>
	<li>Verwijder met behulp van een scalpel het onderliggende huidweefsel (pericranium) om de schedel bloot te leggen. Reinig de schedel met gesteriliseerd katoenen gaas.</li>
	<li>Retract/reseceer temporale spier om de gewenste grootte voor het beeldvormingsgebied bloot te leggen [7,5 mm bij 7,5 mm voor dit onderzoek].</li>
	<li>Leg de schedel bloot op de contralaterale hemisfeer voor het hoofdimplantaat. Plaats het hoofdimplantaat op de schedel om de locatie van de verankeringsschroeven voor het implantaat te bepalen, zoals weergegeven in figuur 2D-F.</li>
	<li>Markeer de schedel voor het boren van de schroeven met India Ink met boor 1. Boor de braamgaten voor de schroeven met behulp van tandboor 3. Schroef het hoofdimplantaat op zijn plaats.</li>
	<li>Droog de schedel met steriel gaas. Breng een dunne laag weefsellijm aan rond en onder het hoofdimplantaat om het op de schedel te lijmen. Breng een laag tandcement aan om het hoofdimplantaat verder op zijn plaats te ondersteunen en laat het cement 2-3 minuten drogen. OPMERKING: Het gebruik van weefsellijm naast tandcement zorgt voor een sterke hold8.</li>
	<li>Met behulp van tandboor 3, dun een gebied van 7,5 mm x 7,5 mm aan de linkerkant van de schedel net achter de bregma en lateraal naar de middellijn. Dun de schedel uit tot ~50 μm zoals weergegeven in figuur 3A.</li>
	<li>Breng actuele antibiotische zalf aan op de operatieplaats en bedek deze vervolgens met een dunne laag siliconenrubber om de verdunde schedel te beschermen, zoals weergegeven in figuur 3B. Bedek de operatieplaats met behulp van de hoofdkap zoals weergegeven in figuur 3C. Bevestig het op zijn plaats met de twee kleine stukjes draden die door zowel het hoofdimplantaat als het hoofdkapje gaan, zoals weergegeven in figuur 3D, E. Breng siliconenrubber aan om de hoofdkap en schedel te bedekken om de hoofdkap verder op het hoofd van de rat te stabiliseren, zoals weergegeven in figuur 3F. OPMERKING: Siliconenrubber biedt extra bescherming aan verdunde schedels.</li>
	<li>Injecteer de rat subcutaan met flunixine meglumine (2,5 mg/kg) voor pijn- en ontstekingsbeheersing. Om infectie te voorkomen, injecteer enrosiet antibioticum enrofloxacine (22,7 mg / ml, 10 mg / kg +/-.01), intraperitoneaal.</li>
	<li>Verplaats de rat naar de herstelkamer om zijn lichaamstemperatuur te handhaven met een verwarmende deken en een warmtelamp. Controleer de rat continu totdat hij weer bij bewustzijn komt en sternale lighouding kan behouden.</li>
	<li>Breng de rat terug naar zijn aparte kooi zodra hij volledig is hersteld.</li>
	<li>Dien de komende 3 dagen flunixine en buprenorfine toe om ontsteking en pijn te verlichten en enrosite om infectie tweemaal daags te voorkomen.</li>
</ol>6. Wakkere beeldvorming
<ol><li>Verdoof de rat met 4% isofluraan voor inductie en 1% voor onderhoud wanneer er geen knijpreflex van de achterpoot is. Injecteer acepromazine (0,3-0,5 mg/kg) subcutaan. OPMERKING: Deze concentratie van acepromazine ligt onder milde sedatieniveaus en helpt alleen de ratten kalm te houden tijdens het beeldvormingsproces.</li>
	<li>Bevestig de rat met behulp van aangepaste stroken klittenband op de plastic plaat die tijdens de trainingsprocedures wordt gebruikt. Wikkel het onderste lichaamsdeel met een absorptiekussen en plaats de rat goed in de draagdoek.</li>
	<li>Verwijder het siliconenrubber. Verwijder de dop door de bevestigingsdraden te verwijderen. Bevestig het hoofdframe in het hoofdimplantaat zoals weergegeven in figuur 2G.</li>
	<li>Vergrendel het hoofdframe in klemmen zoals weergegeven in figuur 2H, I.</li>
	<li>Verwijder gasanesthesie. Spoel het beeldgebied 3x met zoutoplossing en reinig met nat gaas. Droog het beeldvormingsgebied en maak een put, met behulp van vaseline, rond het beeldvormingsgebied. Vul de put met gesteriliseerde zoutoplossing en dek af met een glasplaat (figuur 2E).</li>
	<li>Raadpleeg de acquisitieprocedures voor optische beeldvorming van intrinsieke signalen, het whisker-stimulatieprotocol en gegevensanalyse en -presentatie, die eerder in detail zijn besproken 6,7.</li>
	<li>Controleer tijdens het experiment de ratten op tekenen van agitatie en rusteloosheid, die verder kunnen worden verminderd door de ogen van de ratten te bedekken met een zachte doek of gaas (optioneel).</li>
</ol>

<ol><li>Cicero, L., Fazzotta, S., Palumbo, V. D., Cassata, G., Lo Monte, A. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anesthesia+protocols+in+laboratory+animals+used+for+scientific+purposes%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Biomedica%22%5BJournal%5D)">Anesthesia protocols in laboratory animals used for scientific purposes.</a> Acta Biomedica. 89 (3), 337-342 (2018).</li>
<li>Lythgoe, M. F., Sibson, N. R., Harris, N. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neuroimaging+of+animal+models+of+brain+disease%5BTitle%5D)+AND+%22British+Medical+Bulletin%22%5BJournal%5D)">Neuroimaging of animal models of brain disease.</a> British Medical Bulletin. 65, 235-257 (2003).</li>
<li>Albrecht, M., Henke, J., Tacke, S., Markert, M., Guth, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Influence+of+repeated+anaesthesia+on+physiological+parameters+in+male+Wistar+rats%3A+A+telemetric+study+about+isoflurane%2C+ketamine-xylazine+and+a+combination+of+medetomidine%2C+midazolam+and+fentanyl%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Veterinary+Research%22%5BJournal%5D)">Influence of repeated anaesthesia on physiological parameters in male Wistar rats: A telemetric study about isoflurane, ketamine-xylazine and a combination of medetomidine, midazolam and fentanyl.</a> BMC Veterinary Research. 10, 310(2014).</li>
<li>Uhlig, C., Krause, H., Koch, T., Gama de Abreu, M., Spieth, P. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anesthesia+and+monitoring+in+small+laboratory+mammals+used+in+anesthesiology%2C+respiratory+and+critical+care+research%3A+A+systematic+review+on+the+current+reporting+in+top-10+impact+factor+ranked+journals%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Anesthesia and monitoring in small laboratory mammals used in anesthesiology, respiratory and critical care research: A systematic review on the current reporting in top-10 impact factor ranked journals.</a> PLoS One. 10 (8), 0134205(2015).</li>
<li>Chen-Bee, C. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Visualizing+and+quantifying+evoked+cortical+activity+assessed+with+intrinsic+signal+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">Visualizing and quantifying evoked cortical activity assessed with intrinsic signal imaging.</a> Journal of Neuroscience Methods. 97 (2), 157-173 (2000).</li>
<li>Chen-Bee, C. H., Agoncillo, T., Xiong, Y., Frostig, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+triphasic+intrinsic+signal%3A+Implications+for+functional+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">The triphasic intrinsic signal: Implications for functional imaging.</a> The Journal of Neuroscience. 27 (17), 4572-4586 (2007).</li>
<li>Chen-Bee, C. H., Agoncillo, T., Lay, C. C., Frostig, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intrinsic+signal+optical+imaging+of+brain+function+using+short+stimulus+delivery+intervals%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">Intrinsic signal optical imaging of brain function using short stimulus delivery intervals.</a> Journal of Neuroscience Methods. 187 (2), 171-182 (2010).</li>
<li>Scott, B. B., Brody, C. D., Tank, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cellular+Resolution+Functional+Imaging+in+Behaving+Rats+Using+Voluntary+Head+Restraint%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Cellular Resolution Functional Imaging in Behaving Rats Using Voluntary Head Restraint.</a> Neuron. 80 (2), 371-384 (2013).</li>
<li>Frostig, R. D., Lieke, E. E., Ts'o, D. Y., Grinvald, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cortical+functional+architecture+and+local+coupling+between+neuronal+activity+and+the+microcirculation+revealed+by+in+vivo+high-resolution+optical+imaging+of+intrinsic+signals%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Cortical functional architecture and local coupling between neuronal activity and the microcirculation revealed by in vivo high-resolution optical imaging of intrinsic signals.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 87 (16), 6082-6086 (1990).</li>
<li>Chang, P. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Novel+method+for+functional+brain+imaging+in+awake+minimally+restrained+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurophysiology%22%5BJournal%5D)">Novel method for functional brain imaging in awake minimally restrained rats.</a> Journal of Neurophysiology. 116 (1), 61-80 (2016).</li>
<li>Stenroos, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Awake+rat+brain+functional+magnetic+resonance+imaging+using+standard+radio+frequency+coils+and+a+3D+printed+restraint+kit%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Awake rat brain functional magnetic resonance imaging using standard radio frequency coils and a 3D printed restraint kit.</a> Frontiers in Neuroscience. 12, 548(2018).</li>
<li>Vogler, G. A. Chapter 19 - Anesthesia and Analgesia (Second Edition). <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aVogler%2C+GA+%22The+Laboratory+Rat%22">The Laboratory Rat</a>. Suckow, M. A., Weisbroth, S. H., Franklin, C. L. , Academic Press. Cambridge, MA. 627-664 (2006).</li>
<li>Schwarz, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+head-fixed+behaving+rat--Procedures+and+pitfalls%5BTitle%5D)+AND+%22Somatosensory+and+Mot+Research%22%5BJournal%5D)">The head-fixed behaving rat--Procedures and pitfalls.</a> Somatosensory and Mot Research. 27 (4), 131-148 (2010).</li>
<li>Roh, M., Lee, K., Jang, I. S., Suk, K., Lee, M. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acrylic+resin+molding+based+head+fixation+technique+in+rodents%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Acrylic resin molding based head fixation technique in rodents.</a> Journal of Visualized Experiments. (107), e53064(2016).</li>
<li>Ferris, C. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Applications+in+awake+animal+magnetic+resonance+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Applications in awake animal magnetic resonance imaging.</a> Frontiers in Neuroscience. 16, 854377(2022).</li>
<li>Tiran, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transcranial+functional+ultrasound+imaging+in+freely+moving+awake+mice+and+anesthetized+young+rats+without+contrast+agent%5BTitle%5D)+AND+%22Ultrasound+in+Medicine+and+Biology%22%5BJournal%5D)">Transcranial functional ultrasound imaging in freely moving awake mice and anesthetized young rats without contrast agent.</a> Ultrasound in Medicine and Biology. 43 (8), 1679-1689 (2017).</li>
<li>Desjardins, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Awake+mouse+imaging%3A+From+two-photon+microscopy+to+blood+oxygen+level-dependent+functional+magnetic+resonance+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Biological+Psychiatry%3A+Cognitive+Neuroscience+and+Neuroimaging%22%5BJournal%5D)">Awake mouse imaging: From two-photon microscopy to blood oxygen level-dependent functional magnetic resonance imaging.</a> Biological Psychiatry: Cognitive Neuroscience and Neuroimaging. 4 (6), 533-542 (2019).</li>
<li>Koletar, M. M., Dorr, A., Brown, M. E., McLaurin, J., Stefanovic, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Refinement+of+a+chronic+cranial+window+implant+in+the+rat+for+longitudinal+in+vivo+two-photon+fluorescence+microscopy+of+neurovascular+function%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Refinement of a chronic cranial window implant in the rat for longitudinal in vivo two-photon fluorescence microscopy of neurovascular function.</a> Scientific Reports. 9, 5499(2019).</li>
<li>Drew, P. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+optical+access+through+a+polished+and+reinforced+thinned+skull%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Methods%22%5BJournal%5D)">Chronic optical access through a polished and reinforced thinned skull.</a> Nature Methods. 7 (12), 981-984 (2010).</li>
<li>Cao, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+and+oxygen-metabolic+photoacoustic+microscopy+of+the+awake+mouse+brain%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroimage%22%5BJournal%5D)">Functional and oxygen-metabolic photoacoustic microscopy of the awake mouse brain.</a> Neuroimage. 150, 77-87 (2017).</li>
<li>Grinvald, A., Frostig, R. D., Siegel, R. M., Bartfeld, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-resolution+optical+imaging+of+functional+brain+architecture+in+the+awake+monkey%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">High-resolution optical imaging of functional brain architecture in the awake monkey.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 88 (24), 11559-11563 (1991).</li>
<li>Roe, A. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+optical+imaging+of+intrinsic+signals+in+anesthetized+and+awake+monkeys%5BTitle%5D)+AND+%22Applied+Optics%22%5BJournal%5D)">Long-term optical imaging of intrinsic signals in anesthetized and awake monkeys.</a> Applied Optics. 46 (10), 1872-1880 (2007).</li>
<li>Polley, D., Kvašňák, E., Frostig, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Naturalistic+experience+transforms+sensory+maps+in+the+adult+cortex+of+caged+animals%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Naturalistic experience transforms sensory maps in the adult cortex of caged animals.</a> Nature. 429 (6987), 67-71 (2004).</li>
</ol>

De auteurs hebben geen belangenconflicten bekend te maken.

Het gebruik van wakkere, hoofdvaste rattenbeeldvorming biedt veel voordelen op het gebied van gemak en maatwerk. Met de speciaal ontworpen stroppen kunnen de ratten door ademend netmateriaal worden gewikkeld, waardoor het niet nodig is om dieren gedurende langere tijd in gesloten, plastic fixatiekamers te sluiten10,11. Ratten worden kalm en stressvrij gehouden gedurende de lange duur van opeenvolgende beeldvormingssessies met behulp van een zeer lage dosis acepro...

De meeste fundamentele, preklinische en translationele wetenschappelijke neuroimaging-onderzoeken worden verkregen van verdoofde dieren 1,2. Anesthetica vergemakkelijken experimenten, maar beïnvloeden voortdurend het metabolisme, de bloeddruk en de hartslag van de hersenen en het lichaam3. Het type anestheticum en de duur en wijze van toediening voegen verstorende variabelen toe aan de interpretatie van gegevens die kunnen bijdragen aan reproduceerbaarheid en translationele storingen4. Een belangrijk knelpunt van wakkere, hoofdvaste neuroimagingstudies bij ratten is de vereiste om de rat stationair en kalm te houden tijdens de voorbereidings- en gegevensverzamelingsprocessen. Kleine bewegingen produceren ongerechtvaardigde bewegingsartefacten, die een negatieve invloed kunnen hebben op gegevensanalyse en -interpretaties.
Een nieuw model van neuroimaging van wakkere, hoofdvaste ratten met behulp van aangepaste draagdoeken, driedimensionale (3D) geprinte hoofdimplantaten, hoofdkappen en een hoofdframe is bedacht dat verschillende voordelen biedt voor eenvoudig experimenteren. Het 3D-hoofdimplantaat is licht en bedekt een klein deel van de schedel dat nodig is voor transfixatie. De 3D-geprinte hoofdimplantaten en doppen zijn ontworpen met behulp van computer-aided design (CAD) software. De protocollen van snorharenstimulatie, data-acquisitie, data-analyse en resultaten van verdoofde ratten zijn in detail beschreven in eerder werk 5,6,7.

<table><tbody><tr><td>Rats</td><td>Charles River</td><td>Sprague Dawley</td><td></td></tr><tr><td>Isofluraan</td><td>Pivetal</td><td>21295098</td><td>Algemeen anestheticum</td></tr><tr><td>Lidocaine HCl 2% injectie</td><td>Phoenix</td><td>L-2000-04</td><td>Locaal verdovingsmiddel</td></tr><tr><td>Atropine sulfaat injectie</td><td>Vedco</td><td>5098907512</td><td>Help bij ademhaling</td></tr><tr><td>Lactated Ringer's injectieoplossing</td><td>Vedco</td><td>50989088317</td><td></td></tr><tr><td>Flunixin injectie</td><td>Vedco</td><td>6064408670</td><td>Pijnmanagement</td></tr><tr><td>Enrosite injectie (Enrofloxacine 2,27%)</td><td>VetOne</td><td>501084</td><td>Om infectie te voorkomen</td></tr><tr><td>PromAce injectie (Acepromazine maleaat)</td><td>Boehringer Ingelheim</td><td>136059</td><td></td></tr><tr><td>Animax zalf</td><td>Dechra Veterinary Products</td><td>122-75</td><td>actieve ingrediënten van nystatine 1000 eenheden per gram, neomycinesulfaat 2,5 mg per gram, thiostrepton 2500 eenheden per gram en triamcinolonacetonide 1 mg per gram</td></tr><tr><td>Puralube oogzalf</td><td>Dechra Veterinary Products</td><td>211-38</td><td></td></tr><tr><td>Povidon-jood PVP prep pads</td><td>Medline</td><td>MDS093917</td><td>Betadine generiek</td></tr><tr><td>Isopropyl alcohol wattenstaafjes</td><td>BD</td><td>326895</td><td></td></tr><tr><td>Vetbond weefselkleefstof</td><td>3M</td><td>1469SB</td><td></td></tr><tr><td>Boor (boorkop), standaard operatorium carbide</td><td>SS White Burs</td><td>14829</td><td>#3 boor</td></tr><tr><td>Schroeven, 00-90 x 1/8 platkop roestvrij staal</td><td>J.I. Morris</td><td>F0090CE125</td><td>Ankerschroven</td></tr><tr><td>Stereotactisch systeem</td><td>Kopf Instruments</td><td>1430</td><td></td></tr><tr><td>Homeotherme verwarmingsdeken</td><td>Harvard Apparatus</td><td>50-7220-F</td><td></td></tr><tr><td>Pulsoximeter & hartslagmeter</td><td>Kent Scientific</td><td>MouseStat Jr.</td><td></td></tr><tr><td>Petrolatum</td><td>Fisher Scientific</td><td>P66-1LB</td><td>Vaseline generiek</td></tr><tr><td>Draad, blank koper</td><td>Fisher Scientific</td><td>15-545-2C</td><td>20 gauge</td></tr><tr><td>Teets Cold Cure poeder</td><td>Pearson Dental</td><td>C73-0054&nbsp;</td><td>actief bestanddeel: Methyl Methacrylaat</td></tr><tr><td>Teets Cold Cure vloeistof</td><td>Pearson Dental</td><td>C73-0078&nbsp;</td><td>actief bestanddeel: Methyl Methacrylaat</td></tr><tr><td>Siliconen malrubber</td><td>Smooth-On</td><td>Body Double Fast</td><td>siliconen polymeer</td></tr><tr><td>Metricide 28 (kiemdodende stof)</td><td>Metrex</td><td>Oct-05</td><td></td></tr><tr><td>India inkt, zwart</td><td>Pelikan</td><td>301051</td><td></td></tr><tr><td>Tandartsboor</td><td>NSK Dental</td><td>Ultimate XL-F</td><td></td></tr><tr><td>3D-printer</td><td>Prusa Research</td><td>i3 MK3S+</td><td></td></tr><tr><td>Naaiklemmen</td><td>Velcro</td><td>90030</td><td></td></tr><tr><td>Huisdier screening utillity stof</td><td>Joann</td><td>10173334</td><td>Netwerk materiaal</td></tr><tr><td>Boor (boorkop), standaard operatorium carbide</td><td>SS White Burs</td><td>14829</td><td>#1 boor</td></tr></tbody></table>

hoofdimplantaten voor de neuroimaging van wakkere, op het hoofd gefixeerde ratten

Head Implants for the Neuroimaging of Awake, Head-Fixed Rats

Anesthetica, vaak gebruikt in preklinisch en fundamenteel wetenschappelijk onderzoek, hebben een depressieve invloed op de metabole, neuronale en vasculaire functies van de hersenen en kunnen neurofysiologische resultaten nadelig beïnvloeden. Het gebruik van wakkere dieren voor onderzoeksstudies is voordelig, maar vormt de grootste uitdaging om de dieren kalm en stationair te houden om bewegingsartefacten tijdens het verzamelen van gegevens te minimaliseren. Wakkere beeldvorming bij kleinere knaagdieren (bijv. Muizen) komt heel vaak voor, maar blijft schaars bij ratten omdat ratten groter en sterker zijn en een grotere neiging hebben om zich te verzetten tegen bewegingsbeperkingen en hoofdfixatie gedurende de lange duur die nodig is voor beeldvorming. Een nieuw model van neuroimaging van wakkere, op het hoofd gefixeerde ratten met behulp van aangepaste handgenaaide stroppen, 3D-geprinte hoofdimplantaten, hoofdkappen en een hoofdframe wordt beschreven. De resultaten verkregen na een enkele studie van single-whisker stimulatie suggereren een toename van de intensiteit van de opgeroepen functionele respons. De verwerving van de opgeroepen functionele respons van wakkere, hoofdvaste ratten is sneller dan die van verdoofde ratten, betrouwbaar, reproduceerbaar en kan worden gebruikt voor herhaalde longitudinale studies.

De representatieve optische beeldvormingssignalen van een enkele proef met een verdoofde rat en de opgetelde respons (van 40 verzamelde onderzoeken) van een wakkere rat worden getoond (figuur 4). De signaalintensiteit voor single-whisker stimulatie van een wakkere rat kan worden gevisualiseerd op een hogere drempel dan voor de verdoofde rat, met een sterker signaal van het wakkere dier. De C2-snorharen van ratten worden gestimuleerd bij 5 Hz gedurende 1 s en de functionele respons wordt weer...

Een gedetailleerde nieuwe procedure voor functionele beeldvorming van wakkere, op het hoofd gefixeerde ratten wordt beschreven.

Hoofdimplantaten voor de neuroimaging van wakkere, op het hoofd gefixeerde ratten

Anesthetics, commonly used in preclinical and fundamental scientific research, have a depressive influence on the metabolic, neuronal, and vascular ...

Het meeste basale en translationele werk komt van verdoofde dieren. Anesthetica kunnen verstorende variabelen toevoegen aan gegevensanalyse en -interpretatie. Dit werk maakt wakkere beeldvorming bij ratten mogelijk om dat probleem te omzeilen.Dit ontwerp is vrij eenvoudig. De hele assemblage is licht van gewicht, dus het schaadt het normale leven van het dier niet. Dit betekent dat het ook kan worden gebruikt voor chronische beeldvorming op lange termijn.Dr. Mehwish Bhatti, een senior postdoc van ons laboratorium, zal helpen om deze procedure te demonstreren. Begin met het maken van het hoofdimplantaat met behulp van CAD-software om het gebied achter de bregma en grenzend aan de middellijn gecentreerd op de somatosensorische cortex in beeld te brengen. Zorg ervoor dat het hoofdimplantaat een gebied van 0,9 tot 1,9 millimeter op de schedel bedekt, weg van het beeldvormingsgebied.Gebruik slechts drie schroeven om het hoofdimplantaat op de schedel van de rat te verankeren. Ontwerp alle schroefgaten aan de andere kant van de middellijn in het contralaterale deel van de beeldhelft. Om draden in staat te stellen de hoofdkap aan het hoofdimplantaat te bevestigen, plaatst u een holle staaf

head-implants-for-the-neuroimaging-of-awake-head-fixed-rats

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neurowetenschap

The video demonstrates a procedure for implanting a wireless bidirectional multichannel electrode unit into a rat brain to record and stimulate multichannel neural networks.

Implanting a Wireless Bidirectional Microelectrode System in a Rat Brain

This video demonstrates the method of implanting an on-head electrode system in an anesthetized rat for real-time seizure detection. The procedure includes placing stimulation and recording electrodes, securing them with dental cement, and connecting them to a head-mounted amplifier.

Implanting an On-Head Electrode System in a Rat Model for Real-Time Seizure Detection

Dit protocol beschrijft een standaard methode voor gelijktijdige functionele magnetische resonantie imaging en diepe hersenstimulatie bij de knaagdieren. Het gecombineerde gebruik van deze experimentele instrumenten maakt de exploratie van wereldwijde downstream activiteit in antwoord op elektrische stimulatie vrijwel elk doel hersenen.

Deep Brain Stimulation met gelijktijdige fMRI in Knaagdieren

Dit protocol beschrijft het ontwerp en de chirurgische implantatie van een hoofdbevestigingsmechanisme om neuronale activiteit in subcorticale hersenstructuren bij alerte ratten te monitoren. Het beschrijft procedures om afzonderlijke neuronen in de juxtaculaire configuratie te isoleren en om hun anatomische locaties efficiënt te identificeren.

Juxtacellular Monitoring en lokalisatie van Single neuronen in Sub-corticale hersenstructuren van Alert, Head ingetogen Ratten

Traditionele hoofdfixatietechnieken hebben metalen frames gebruikt die aan de schedel zijn bevestigd als een interface voor hoofdfixatieapparatuur. Dit protocol demonstreert een frameloze, op acrylhars gebaseerde hoofdfixatietechniek voor gedragstaken bij knaagdieren.

Acrylhars Molding Based Head Fixatie Techniek in Knaagdieren

We tonen chirurgische implantatie en recording procedures visuele elektrofysiologische signalen van het oog (electroretinogram) en hersenen (visuele evoked potential) in ratten bij bewustzijn, dat meer analoog is aan de menselijke aandoening waarbij opnamen zonder verdoving uitgevoerd worden verwart meten.

Implantatie en Registratie van Wireless electroretinogram en Visual opgewekte potentiele in Conscious Rats

Een draadloze, bidirectionele systeem voor meerkanaals neurale opnamen en stimulatie in vrij gedragen ratten wordt ingevoerd. Het systeem is licht en compact, dus met minimale impact op het gedrags repertoire van animal´s. Bovendien biedt dit systeem bidirectionele een geavanceerde tool om te beoordelen van de causale relaties tussen hersenen activering patronen en gedrag.

Een draadloze, bidirectionele Interface voor In Vivo opname en stimulatie van neurale activiteit in vrij gedragen ratten

Hier presenteren we een uniek, 3D-printbaar implantaat voor ratten, genaamd TD Drive, dat in staat is tot symmetrische, bilaterale draadelektrode-opnames, momenteel in maximaal tien gedistribueerde hersengebieden tegelijk.

De TD Drive: een parametrisch, open-source implantaat voor elektrofysiologische opnames van meerdere gebieden bij zich gedragende en slapende ratten

Hier introduceren we een lichtgewicht, kosteneffectief sonde-implantaatsysteem voor chronische elektrofysiologie bij knaagdieren, geoptimaliseerd voor gebruiksgemak, sondeherstel, experimentele veelzijdigheid en compatibiliteit met gedrag.

Het DREAM-implantaat: een lichtgewicht, modulair en kosteneffectief implantaatsysteem voor chronische elektrofysiologie bij muizen die zich op het hoofd fixeren en zich vrij gedragen

Dit protocol presenteert een op microcontrollers gebaseerde gedragsbox om prepulsinhibitie (PPI) te beoordelen door versnellingsgegevens te verzamelen van een sensor onder de box. Deze gegevens evalueren sensorische poorttekorten bij sociaal geïsoleerde ratten, met een toegevoegde methode voor het synchroniseren van gegevens met neuronale activiteit om neurofysiologische studies naar gedragsstoornissen vooruit te helpen.

Het ontwikkelen van een gedragsbox voor het beoordelen van prepulsinhibitie en neurale activiteit in psychiatrische diermodellen

Leer functionele neuro-imaging bij wakkere, op het hoofd gefixeerde ratten met behulp van een lichtgewicht hoofdimplantaat. Deze methode elimineert verstorende anesthetica en levert 140 keer sterkere neurale responsen voor betrouwbaarder onderzoek.

Hoofdimplantaten voor de neuroimaging van wakkere, op het hoofd gefixeerde ratten

Meer video's verkennen