Evaluering av biomaterialer for Blære Augmentation bruk Cystometric Analyser i ulike gnagere

* These authors contributed equally
Bioengineering
 

Summary

Kirurgiske stadier av blæren silikonpupper er beskrevet ved hjelp av 3-D stillasene i murine og rotte modeller. For å teste effekten av biomateriale konfigurasjoner for bruk i blæren silikonpupper, er teknikker for både våken og bedøvet cystometry presentert.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Tu, D. D., Seth, A., Gil, E. S., Kaplan, D. L., Mauney, J. R., Estrada Jr., C. R. Evaluation of Biomaterials for Bladder Augmentation using Cystometric Analyses in Various Rodent Models. J. Vis. Exp. (66), e3981, doi:10.3791/3981 (2012).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Nedsatt funksjon og kontinens for urin er kritisk avhengig av riktig funksjon av urinblæren, som lagrer urin ved lavt trykk og utstøter det med en nøyaktig orkestrert sammentrekning. En rekke medfødte og ervervede urologiske anomalier inkludert bakre urinrør ventiler, benign prostatahyperplasi, og nevrogen blære sekundært til ryggmargsbrokk / ryggmargsskade kan resultere i patologisk vev ombygging fører til nedsatt etterlevelse og redusert kapasitet en. Funksjonell eller anatomisk obstruksjon av urinveiene er ofte forbundet med disse forholdene, og kan føre til urininkontinens og nyreskader av økt lagring og du gjør press 2. Kirurgisk implantasjon av gastrointestinale segmenter å utvide orgel kapasiteten og redusere intravesikal press representerer den primære kirurgisk behandling for disse lidelsene når medisinsk behandling svikter tre. Imidlertid er denne tilnærmingen hemmeed ved begrensning av tilgjengelig donor vev, og er forbundet med betydelige komplikasjoner, inkludert kroniske urinveisinfeksjon, metabolsk forstyrrelse, urin stein formasjon, og sekundær malignitet 4,5.

Aktuell forskning i blæren tissue engineering er sterkt fokusert på å identifisere biomateriale konfigurasjoner som kan støtte regenerering av vev ved defekte områder. Konvensjonell 3-D stillasene kommer fra naturlige og syntetiske polymerer som liten intestinal submucosa og poly-glykolsyre har vist noe kortsiktig suksess i støtte uroteliale og glatt muskelregenerasjonenen samt tilrettelegge for økt organ lagringskapasitet i både dyremodeller og i klinikk 6,7. Men svikt i stillaset mekanisk integritet og biokompatibilitet ofte resultere i skadelig fibrose 8, pode kontraktur 9, og forkalkning 10, og dermed øke risikoen for implantatet svikt og trenger FOr sekundære kirurgiske prosedyrer. I tillegg har restaurering av normale ugyldig kjennetegn som benytter standard biomateriale konstruerer for styrking cystoplasty ennå ikke oppnådd, og derfor forskning og utvikling av nye matriser som kan fylle denne rollen trengs.

For å lykkes med å utvikle og evaluere optimale biomaterialer for klinisk blære styrking, må effekten forskning først bli utført i standardiserte dyremodeller med detaljerte kirurgiske metoder og funksjonelle resultatet vurderinger. Vi har tidligere rapportert ved bruk av en blære silikonpupper modell i mus for å fastslå potensialet i silke fibroin-baserte stillasene å megle vev regenerering og funksjonelle annullere egenskaper. 11,12 Cystometric analyser av denne modellen har vist at variasjoner i strukturelle og mekaniske implantat eiendommer kan påvirke de resulterende Urodynamiske funksjonene i vevet konstruerte blærer 11,12. Positiv korrelasjonsjoner mellom graden av matrix-mediert vev regenerering bestemt histologisk og funksjonelt etterlevelse og kapasiteten vurderes av cystometry ble demonstrert i denne modellen 11,12. Disse resultatene derfor foreslå at funksjonelle vurderinger av biomateriale konfigurasjoner i gnagere blære styrking systemer kan være et nyttig format for å vurdere stillaset eiendommer og etablere in vivo mulighetsstudie før store dyrestudier og kliniske distribusjon. I denne studien vil vi presentere ulike kirurgiske stadier av blæren silikonpupper i både mus og rotter med silke stillasene og demonstrere teknikker for våken og bedøvet cystometry.

Protocol

Kirurgiske metoder

1. Kirurgisk Forberedelse og anestesi

  1. Sett opp sterilt kirurgisk feltet med de nødvendige kirurgiske instrumenter: Barbering sakser, tenger med tenner, fine Atraumatisk tang, fin nål driver, tåkete, Metzenbaum sakser, tenotomy saks, skalpell blad, 30 gauge kanyle, fylt saltvann 1 ml sprøyte, fire 6-0 polypropylen sting, 7-0 polyglactin sutur, 4-0 polyglactin sutur.
  2. Anesthetize dyret med isofluran inhalasjon i induksjon kammeret. Bekrefte fullstendig induksjon av dyret før overføring til kirurgisk feltet. Pass på at inhalasjon bedøvelse røret er i passende stilling å ha kontinuerlig anestesi.
  3. Plasser dyret liggende på det sterile drapere.
    [For cystometric analyse, se avsnittet nedenfor i tunnel på cystostomy kateteret.]
  4. Bruk barbering hagesaks for å fjerne pelsen fra nedre del av magen.
  5. Prep magen med væretadine og 70% etanol.
  6. Før snitt, et smertestillende som for eksempel buprenorfin (0,05-0,1 mg / kg) kan injiseres subkutant for perioperativ smerte kontroll.

2. Innsnitt og Eksponering av blæren

  1. Lag en 1-2 cm (avhengig av størrelsen på dyret og om rotte eller mus) lavere midtlinjen snitt med skalpellen gjennom huden. Utdype snitt på nedre del av snittet gjennom rectus muskler tar seg ikke å skade den underliggende tarm eller blære.
  2. Ved hjelp toothed tang, heve rectus muskler og dissekere gratis bakre overflaten av muskelen med fine Metzenbaum saks.
  3. Incise resten av muskelen i midtlinjen for hele lengden av huden din innsnitt.
  4. Lever blæren gjennom operasjonssåret såret (figur 1). Blæren er vanligvis det mest avhengige organ i bekkenet. (I den mannlige, er prostata faktisk mer avhengig og er større enndekomprimeres blære.)
  5. Plasser ett opphold sutur gjennom bakre veggen av blæren, og deretter en annen gjennom fremre vegg av blæren med 6-0 polypropylene sutur. Plasser flere sting sidelengs. Ikke knytte disse suturer. Når suturene holdes stram, vil blæren har en firkantet konfigurasjon som måler ca 1 cm 2 (figur 2). Pass på å ikke ha for mye spenning på disse sting som de enkelt kan trekkes gjennom blæren vev.
  6. Incise blæren lengderetningen gjennom fremre blæreveggen (bare dårligere kuppelen av blæren) i midtlinjen i ca 1 cm (1,5-2 cm i rotte blæren).

3. Anastomose av stillaset

  1. Ved hjelp av gode saks, trimme silke stillaset til omtrentlig området av blæren mangelen.
  2. Bruke 7-0 polyglactin sutur, starter på det ene hjørnet av stillaset og sy det til blæren i en kontinuerlig, kjørermåte for å lage en vanntett forsegling hele veien rundt defekten (figur 3).
  3. Test integritet anastomose ved å fylle blæren med sterilt saltvann ved instilling den gjennom veggen av blæren med en 30 gauge kanyle. Hvis en lekkasje er funnet, kan denne lukkes med en ekstra avbrutt 7-0 polyglactin sutur til å lukke gapet.
  4. Reduser rekonstruerte blæren tilbake i magen.

4. Operasjonssåret Closure

  1. Før lukking av bukveggen, injisere rectus muskler og underhud med bupivicaine for lokal anestesi (<3 mg / kg på 0,25%).
  2. Reapproximate rectus muskler med en sammenhengende, kjører 4-0 polyglactin sutur.
  3. Lukk huden med en sammenhengende, kjører 4-0 polyglactin sutur.
  4. Rengjør og tørk snitt (figur 4).
  5. Overfør dyret inn i en varm, ren bur for oppvåkning fra narkose.
  6. Trinnene for cystostomy kateteriseringen for cystometric analyse er som følger:

    5. Tunnelering den Cystostomy kateter

    1. Sett opp sterilt kirurgisk feltet med de nødvendige kirurgiske instrumenter: Barbering hagesaks, tang med tenner, fine Atraumatisk tang, fin nål sjåfør, gasbind, Metzenbaum saks, tenotomy saks, liten buet klemme, skalpell blad, 6-0 polypropylen, 4-0 polyglactin sutur, 3-0 silke sutur (4-0 silke sutur for mus), 18G nål, 22g butt spiss nål, 25G nål, 1 ml saltvann sprøyte, polyetylen 50 tubing (PE-50) kuttet i en lengde på ~ 10 cm.
    2. Flare slutten av PE-50 rør ved forsiktig å utsette det til en flamme. Vær forsiktig så du ikke smelte i slutten av eller occlude lumen (dette kan verifiseres ved å injisere saltvann gjennom en 25G nål koblet til "non-blusset" end og sikre flyt). Dette fungerer som et anker for å opprettholde røret i blæren (figur 5).
    3. Bruk barbering hagesaks for å fjerne pelsen fra både dorsum av dyret mellom skulderblad og nedre del av magen på ventrum.
    4. Prep områder med Betadine og 70% etanol. Plasser dyret utsatt på drapere.
    5. Lag en 1 cm snitt på dorsum mellom skulderblad. Bruke Metzenbaum saks, utvikle et fly mellom huden og underliggende muskulatur ved å plassere tuppen av saksen i flyet og spre dem til å lage en tunnel rundt til ventrale abdomen.
    6. Omplassere dyret liggende. Gjør din abdominal snitt og utsett blæren som ovenfor i trinn 2.1-2.4. Reduser blæren tilbake i magen.
    7. Plasser en liten klemme inn subkutan tunnel opprettet i trinn 5,6 starte fra dorsal huden innsnitt. Bruk fingrene for å beskytte intraabdominale innhold, Pierce gjennom bukveggen med tips av klemmen inn i magen.
    8. Grip smooth slutten av PE-50 rør med klemmen og trekk den tilbake gjennom dorsal snitt. Pass på at bulbed slutt ikke trekkes forbi bukveggen (figur 6).

    6. Plassere Cystostomy Tube

    1. Lever i blæren gjennom snittet. Fra dette punktet, bør blæren behandles med fine tang for å forebygge traumer til blæren som kan forårsake skade eller betennelse som kan forskyve dine cystometric resultater eller resultere i økt ubehag for dyret postoperativt.
    2. Noter foreslåtte området for cystostomy tube. Den skal plasseres ved kuppelen av blæren (overordnet det øke segmentet). Dette vil forhindre floker eller okklusjon av tuben.
    3. Bruke 6-0 polypropylen sutur, plassere en pursestring maske på kuppelen av blæren på følgende måte: Plasser den første kastet gjennom veggen av blæren lengderetning, sideveis til den foreslåtte området for cystostomy tube. Legg igjen en liten klemme på den løse enden slik at suturen ikke utilsiktet blir dratt hele veien gjennom. Plasser neste kast i en tverrgående retning, starter første som går inn i blæreveggen litt sideveis til avkjørselen til din første kast.
    4. Ikke dra i sutur stram. Plasser din neste sutur parallelt med den første (lengderetning) går inn i blæren bare cephalad til avkjørselen området til sist, tverrstilt sutur. Den fjerde kast vil begynne lateral til utgangen av den siste masken og ende ved inngangen for din aller første kast. Gjort riktig, danner dette en omkrets firkant rundt det foreslåtte kateterstedet (figur 7).
    5. Ved hjelp av en 18G nål, blæreveggen pierce i midten av pursestring sutur. Vær forsiktig med å pierce altfor dypt (akkurat nok til å være intraluminal). Plasser tuppen av din fine tang i åpningen og forsiktig spre å utvide hullet.
    6. Sett bulbed enden av kateteret inn feilen iblære til den er intraluminal. Trekk pursestring sutur stramt rundt kateteret og bind den ned. Dette bør cinch blæreveggen rundt kateteret holde den på plass (figur 8).
    7. Ta den ene enden av sutur og vikle den rundt kateteret gang og knytte dette ned til ytterligere sikre kateteret.

    7. Testing kateteret og lukke Abdominal Innsnitt

    1. Med en 1 ml sprøyte og 25G nål, stikk nålen inn i slangen og sakte injisere saltvann til distend blæren. Observer for lekker rundt kateteret. Når du ser lekker ut fra urinrøret, aspirer saltvann å dekomprimere blæren igjen.
    2. Lukk abdominal snitt som ovenfor i trinn 4.1-4.4.

    8. Lukke Dorsal snitt og Sikring av kateter (for rotter)

    1. Omplassere dyret utsatt.
    2. Skjær kateteret slangen på nivået av huden med saksen. Sett en 22g stump TIp nål inn i røret.
    3. Lukk huden over slangen med 4-0 polyglactin i en løpende mote. La nålen navet ekstrudering fra huden.
    4. Plasser en intravenøs linje cap på den butte nålen. Bruke 3-0 silke sutur, sikre kateterspissen til huden (Figur 9).
    5. Rengjør såret. Overfør rotte inn i en varm, ren bur for oppvåkning fra narkose.

    8. * Lukking av Dorsal snitt og Sikring av kateter (for mus eller rotter)

    1. * Occlude den distale enden av kateteret ved vridning det eller ved hjelp av en flamme å smelte slutten.
    2. * Coil enden av slangen og la den i det subkutane posen på dorsum av dyret (IKKE kutt slangen å forkorte det) (Figur 10).
    3. * Lukk huden over slangen med 4-0 polyglactin i en løpende mote (Figur 11).
    4. * På dagen for cystometry, forberede dorsal snitt med Betadine og 70% etanol. Åpne dorsal snitt under narkose og fjerne kveilerør fra det subkutane posen. Lukk snittet. Vekke dyret fra anestesi og utføre cystometry når det er helt våken.

    9. Representative Resultater - kirurgiske metoder

    Den rekonstruerte blæren bør være så vanntett som mulig for å unngå komplikasjoner knyttet til en betydelig urin lekkasje (figur 3). Smerter eller ubehag vanligvis manifest som skjelving eller skrape og gnage på abdominal snitt. Dette kan styres med daglig subkutan injeksjon av ikke-steroide anti-inflammatoriske som meloksikam (0,5 til 1,0 mg / kg subkutant). Vanligvis dyrene bare krever injeksjoner for de første 3 dager postoperativt. Dette kan suppleres med et opioid, som for eksempel buprenorfin (0,05-0,1 mg / kg subkutant hver 8-12 timer) etter behov. Dyrene bør overvåkes 3 ganger daglig de første 3 postoperativt dager, TWis daglig for postoperative dager 3-5 og deretter daglig deretter å vurdere for smerte, tegn på infeksjon, adekvat sårtilheling, aktivitet, grooming, og huden turgor. Antibiotika (Baytril, 5mg/kg subkutan hver 24. time i et volum som ikke overstiger 0,1 ml) er gitt for den første 72 timer etter operasjonen, som kirurgisk profylakse mot infeksjon. Tegn på normal utvinning er normal bevegelse og og aktivitetsnivå, passende fôring og drikke, fravær av smerte eller ubehag (ingen vokalisering) og normal sosialisering med cagemates. En restitusjonstid på minst 5-7 dager bør gis før cystometric analyse, for å tillate blære healing og redusert betennelse som potensielt kan påvirke resultatene.

    Cystometric Analyser

    10. Awake Cystometric Analyse

    1. Oppsett beskrevet med MLT844 ADInstruments med datafangst og analyse med LabChart v6 (ADInstruments) og infusjon med en Harvard 22 Sprøytepumpe (Harvard apparatTUS, Holliston, MA), selv om andre sammenlignbare systemer er tilgjengelig (Figur 12).
    2. Kalibrer både volum og press basert på spesifikasjonene til cystometric systemet som brukes.
    3. Plasser dyrene i metabolske bur (bur med en netting gulv) som er suspendert over en skala. Skalaen er koblet til en svinger.
    4. Rense systemet for eventuelle luftbobler og sikre kontinuerlig strøm fra infusjonspumpen.
    5. Koble datafangstsystem til en datamaskin og observere for data tracings. Juster skala tilsvarende. Blære trykk og urin volumet vil bli fortløpende registrert.
    6. Åpne suprapubisk kateter med en 27 G nål tilkoblet via en T-rør for presset svingeren og infusjonspumpe. Begynn infusjon av fysiologisk saltvann på 12,5 mL / min for musen og 100 mL / min for rotte.
    7. La voiding mønsteret tracing for å stabilisere (blære trykkøkning, etterfulgt av et tomrom). Dette tar vanligvis calag 10-20 minutter. Registrer de vannlating sykluser for 45-120 minutter eller minst 3-4 ugyldig sykluser.
    8. Følg hele prosedyren i sanntid for å feilsøke for komplikasjoner som vil føre til gjenstand (dvs. kateter floker, obstruksjon, etc, se nedenfor diskusjon).
    9. Stopp infusjonen, koble kateteret fra systemet, og returnere dyret til buret sitt.

    11. Bevisstløs Cystometric Analysis (No suprapubisk kateter)

    1. Anesthetize dyret med uretan (1-2 g / kg) intraperitoneal injeksjon (IP).
    2. Avslør blæren som ovenfor i trinn 1.3-2.4.
    3. Kalibrere systemet som i trinn 9.2. Klargjør systemet som i trinn 9.4 til 9.5.
    4. Sett inn en 27 G nål tilkoblet via en T-rør til trykkgiveren og infusjonspumpe inn den laterale aspekt av blæren.
    5. Registrer de vannlating sykluser for 45-90 minutter.
    6. Stopp infusjonen, fjernes kanylen fra blæren og avlive dyret. </ Li>

    12. Representative Resultater - Cystometric Analyser

    Urodynamiske tracings kan deretter bli analysert for å utlede parametre som annullert volumer, samsvar peak vannlating press, blant sammentrekning intervall, vannlating syklus tid og post void rester volumer.

    Cystometrogram kan deles inn i en fylling og en renons fase. En normal fylling fase er den delen av vannlating syklus der blæren fylles med svært liten endring i intravesikal press. En normal vannlating fase av tracing består av en jevn økning i intravesikal trykket tilsvarende detrusor kontraksjon. Den høyeste trykket nådd under ugyldig fasen av tracing kalles peak voiding trykket. En høy peak voiding trykk kunne foreslå en obstruktiv voiding mønster, en hypercontractile blære eller en kink i SP kateteret. Compliance kan beregnes ved å anskaffe forholdet mellom volumet innpodet during fylling fase og endringen i trykket (compliance = ΔV / Ap). En hypocompliant blære er en som ikke er i stand til å imøtekomme tilstrekkelig urin volumer ved lavt trykk. Den intercontraction intervall kan beregnes ved å analysere tiden mellom to rier sett på cystometrogram. En kort intercontraction intervall tyder på en irritabel blære. Den vannlating syklus tid refererer til den tiden det tar for en hel fylling og voiding fase for å fullføre og kan lett påvises ved å analysere tracing. Ved avslutningen av cystometry, kan post-void residual (PVR) innhentes. Dette gjøres ved å aspirere til suprapubisk kateter ved fullføring av en detrusor kontraksjon. Disse parametrene hjelpe etterforsker objektivt studere blæren dynamikken som blæren fyller og tømmer.

    Figur 1
    Figur 1. Fotografi av abdominal snittog ekstrudering av blæren.

    Figur 2
    Figur 2. Blære snitt med eksponering av blæren lumen.

    Figur 3
    Figur 3. Integrering av implantatet på blæreveggen.

    Figur 4
    Figur 4. Fotografi av den lukkede innsnitt.

    Figur 5
    Figur 5. Flared slutten av PE-50 rør.

    Figur 6
    Figur 6. PE-50 rør (kateter) gjennom dorsal snitt.

    Figur 7
    Figur 7.Pursestring sutur.

    Figur 8
    Figur 8. Feste kateter til blæren.

    Figur 9
    Figur 9. Secured kateter hub.

    Figur 10
    Figur 10. Kveilerør i subkutan posen.

    Figur 11
    Figur 11. Dorsal operasjonssåret nedleggelse.

    Figur 12
    Figur 12. Eksempel cystometric satt opp.

    Figur 13
    Figur 13. Representant cystometry sporing.

Discussion

Cystometric evalueringer av biomateriale konfigurasjoner etter implantering og blære silikonpupper i små dyremodeller representerer en viktig validering skritt i å identifisere optimale strukturelle og mekaniske egenskaper til matrise design til bruk i kliniske situasjoner. I denne studien, beskriver vi kirurgiske metoder for å utføre blære silikonpupper i mus og rotter samt cystometric teknikker for å bestemme Urodynamiske egenskaper konstruerte organer for funksjonelle vurderinger. Vi har benyttet disse teknikkene i flere forsøk med både mus og rotter, med hvert forsøk bestående av 30 + gnagere uten store problemer. Vår forskning laboratorium er en mangfoldig konglomerat av grunnleggende forskere og lege kirurger, og kirurger med minst 5-6 års post-graduate kirurgisk trening utført de prosessuelle aspektene ved disse eksperimentene.

Uavhengig av type biomateriale brukes, stor difference mellom augmenting blæren i rotter versus mus er størrelsen på blæren. På grunn av mindre blære størrelse, er disseksjon og inkorporering av biomateriale mer teknisk vanskelig i musen. Til hjelp i visualisering, kan en kirurgisk mikroskop brukes. Siden størrelsen på blæren hos rotter er større, er det mer mottagelig for situasjoner der mer enn én prosedyre å utføre forsøk på blæren (f.eks styrking og plassering av cystostomy kateter). I tillegg beskriver protokollen over bruken av PE-50 rør for rotta 13, men selv større størrelse katetre, opp til PE-100 har vært brukt, spesielt for langsiktige studier 14. Hos mus, kan en mindre kaliber som PE-10 rør benyttes 15,16, men det bør holdes i bakhodet at mindre og mer bøyelige rør ikke kan overføre trykkforandringer til svingeren nøyaktig. Også den alternative metoden for å sikre kateteret på dorsum (trinn 8 * ovenfor) er gjort i miCE grunn av deres mindre kroppsstørrelse og den butte spissen nålen og IV cap er for tungvint. Ulempen med dette er behovet for anestesi å trekke enden av kateteret i det subkutane posen før cystometry.

Studier har vist at i de første første dagene (0-4 dager) etter plassering av kateter, cystometry avslørte høye blære trykk og overaktivitet med lave ugyldig volumer. Disse funnene dukket opp for å stabilisere seg rundt sjette-syvende dag 14,17 og derfor er trolig den ideelle tidspunktet for cystometric evaluering. Men de fleste rapporter i litteraturen utføre cystometry løpet av de første 3 dagene av kateterisering 18, og dette utgjør den store variasjonen i de ovennevnte parametere i forhold til tid. Forlate suprapubisk kateter for en varighet lenger enn 3 dager bærer med seg tilleggslidelser som risiko for stein, dislodgement, infeksjon, hematuri og okklusjon av kateter med rusk.

<p class = "jove_content"> Ulike infusjonshastigheter under cystometry har blitt beskrevet fra 1-3mL/hr for mus 15,16 og 10-11mL/hr for rotter 13,19,20. Supraphysiologic infusjonshastigheter kan forårsake falskt forhøyede press 14. Vi bruker en infusjonshastighet på 12,5 mL / min (0,75 ml / time) for mus og 100 mL / min (6 ml / time) for rotter i oppsett vår, men lavere priser kan også benyttes. Temperaturen på fysiologisk saltvann bør være minst romtemperatur, men varm (37 °) saltvann er mer optimal for å unngå blære overaktivitet provoserte med instilling kald løsning. I våken cystometry, er det avgjørende å tillate stabilisering av ugyldig mønster som dyret blir justert til buret, som i vår erfaring krever en periode på ~ 10-20 minutter. Etter dette, kan vanlige vannlating sykluser bli registrert for 45-120 minutter eller ved minimum 3-4 ugyldig sykluser. Dyret bør observeres i sanntid siden dyret er fritt Moving og komplikasjoner som vrir eller vridning på kateteret kan endre cystometric analyse. Begrense miljømessige støy under cystometry er ønskelig å redusere dyrs bevegelse og etterfølgende gjenstander. Bevisstløs cystometry har ikke de ledsagende problemer som våken cystometry, men flere anestetika har vist seg å hemme spontane blære sammentrekninger. Denne hemmingen tilsvarer direkte til den forventede varigheten av handlingen av anestesimidler, dvs. når de bedøvende effekt avtar, spontane sammentrekninger gjenoppta 14. Videre var presset målt når blæren oversvømmet, statistisk større i anesteserte rotter, både levende og post-mortem, indikerer en effekt på de passive etterlevelse egenskaper blæreveggen. Denne effekten er sett med pentobarbital 21, ketamin, og Chloralose IM / IP, i tillegg til inhalert halotan og intratekal nesacaine 14. En mer omfattende studie av ulike anestetika confirm dette funnet med undertrykking av vannlating refleks for både inhalasjonsanestesi (isofluran og methoxyflurane) og barbiturat (pentobarbital og thiobutabarbital) bedøvelse under moderate anestesi nivåer 17. Denne effekten ble observert med jevnt lys eller beroligende nivåer av anestesi med medisiner som fentanyl-droperidol og ketamin-diazepam, og som i forrige undersøkelse, som anestesi effekten avtok, så gjorde hemming 17. For denne prosedyren, kan uretan intraperitoneal injeksjonene brukes siden det har blitt demonstrert at refleks vannlating er bevart, mens også muliggjør tilstrekkelig anestesi 17,22. Videre er ingen effekt observert med hensyn til vannlating press 23. Suprapubisk kateter for cystometry er beskrevet her, siden intraurethral kateterisering har vist seg å ha høyere blære trykk kurver og lavere strømningshastigheter i samsvar med relativ blære uttak obstruksjon 24.Videre er intraurethral kateterisering kun mulig i anesteserte dyr, og selv da, kan kateterisering være vanskelig, spesielt i mannlige gnagere og mus.

I konklusjonen, er valget av hvilken modell som skal brukes til blære silikonpupper og / eller cystometric analyse avhengig målene i spesifikke studier. Fra et teknisk synspunkt rotte modellen har klart fordel for de grunner diskutert ovenfor. Imidlertid kan musen modellen brukes i studier som evaluerte rollene til spesifikke gen-kodede sluttprodukter i sykdommer i urinveiene, på grunn av deres følsomhet for genetisk manipulasjon. Dette er vanligvis ikke gjennomførbart i rotte.

Awake cystometry mest nøyaktig etterligner normal fysiologisk tilstand hvor disse dyrene gjennomgår sine vannlating sykluser, og så, er sannsynligvis å gi et mer pålitelig fysiologisk fastsettelse av blærefunksjon. Videre confounding variable av direkte effekter av ennesthetics på blærefunksjon unngås.

Disclosures

Ingen interessekonflikter erklært.

Acknowledgments

Disse studiene ble finansiert, delvis ved Barnas Hospital Boston Urologi Endowment Inntekter fondet og National Institutes of Health tilskudd NIBIB P41-EB002520 (Kaplan); NIDDK T32-DK60442 (Freeman); NIDDK 1K99-DK083616 (Mauney). Vi erkjenner Dr. Peter Zvara fra University of Vermont om bistand i å etablere teknikk for cystostomy rør plassering og cystometry.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Shaving shears Preparation of rat/mouse for surgery
Sterile drapes, betadine, 70% ethanol, sterile gauze Preparation of sterile surgical field
Instruments:
Scalpel blade Skin incision
forceps with teeth Manipulating skin
Fine forceps Atraumatic (no teeth), no serrations or with fine serrations to manipulate
Small needle driver Sharp tissue dissection
Metzenbaum scissors Bldder incision
Tenotomy scissors For retraction sutures and to develop subcutaneous tunnel (cystostomy catheter)
Small curved clamps Subcutaneous tunnel (cystostomy catheter)
Sutures:
6-0 polypropylene sutures Bladder stay sutures and pursestring suture
7-0 polyglactin suture Anastomosis of scaffold to bladder
4-0 polyglactin suture Closure of muscle/skin
3-0 or 4-0 Silk suture Securing catheter tip to skin
Needles and syringes:
18 Gauge needle Piercing the bladder for cystostomy catheter
25 and 30 Gauge needles Testing bladder for leakage
1 mL saline filled syringe
22 Gauge blunt tip needle
Cystostomy catheter:
PE-50 tubing
Lighter Flaring PE-50 tubing
Small curved clamp Developing subcutaneous tunnel
Cystometry:
MLT844 ADInstruments data capture and LabChart software Pressure data acquisition
Harvard 22 syringe pump (Harvard Apparatus, Holliston, MA) Fluid infusion pump
Anesthetics (Unconscious cystometry):
Isoflurane Induction/maintenance of general anesthesia
Urethane Unconconscious cystometry
Bupivicaine or equivalent Local anesthesia
Meloxicam Post-operative analgesia
Buprenorphine Post-operative analgesia

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Atala, A. Tissue engineering for bladder substitution. World. J. Urol. 18, 364-370 (2000).
  2. Roehrborn, C. G. Male lower urinary tract symptoms (LUTS) and benign prostatic hyperplasia (BPH). Med. Clin. North Am. 95, 87-100 (2011).
  3. Niknejad, K. G., Atala, A. Bladder augmentation techniques in women. Int. Urogynecol. J. Pelvic Floor Dysfunct. 11, 156-169 (2000).
  4. Hensle, T. W., Gilbert, S. M. A review of metabolic consequences and long-term complications of enterocystoplasty in children. Curr. Urol. Rep. 8, 157-162 (2007).
  5. Somani, B. K. Bowel dysfunction after transposition of intestinal segments into the urinary tract: 8-year prospective cohort study. J. Urol. 177, 1793-1798 (2007).
  6. Atala, A., Bauer, S. B., Soker, S., Yoo, J. J., Retik, A. B. Tissue-engineered autologous bladders for patients needing cystoplasty. Lancet. 367, 1241-1246 (2006).
  7. Sharma, A. K. A nonhuman primate model for urinary bladder regeneration using autologous sources of bone marrow-derived mesenchymal stem cells. Stem Cells. 29, 241-250 (2011).
  8. Chung, S. Y. Bladder reconstitution with bone marrow derived stem cells seeded on small intestinal submucosa improves morphological and molecular composition. J. Urol. 174, 353-359 (2005).
  9. Ashley, R. A. Regional variations in small intestinal submucosa evoke differences in inflammation with subsequent impact on tissue regeneration in the rat bladder augmentation model. BJU Int. 105, 1462-1468 (2010).
  10. Zhang, Y., Frimberger, D., Cheng, E. Y., Lin, H. K., Kropp, B. P. Challenges in a larger bladder replacement with cell-seeded and unseeded small intestinal submucosa grafts in a subtotal cystectomy model. BJU Int. 98, 1100-1105 (2006).
  11. Gomez, P. 3rd The effect of manipulation of silk scaffold fabrication parameters on matrix performance in a murine model of bladder augmentation. Biomaterials. 32, 7562-7570 (2011).
  12. Mauney, J. R. Evaluation of gel spun silk-based biomaterials in a murine model of bladder augmentation. Biomaterials. 32, 808-818 (2011).
  13. Persson, K. Spinal and peripheral mechanisms contributing to hyperactive voiding in spontaneously hypertensive rats. Am. J. Physiol. 275, 1366-1373 (1998).
  14. Yaksh, T. L., Durant, P. A., Brent, C. R. Micturition in rats: a chronic model for study of bladder function and effect of anesthetics. Am. J. Physiol. 251, 1177-1185 (1986).
  15. Pandita, R. K., Fujiwara, M., Alm, P., Andersson, K. E. Cystometric evaluation of bladder function in non-anesthetized mice with and without bladder outlet obstruction. J. Urol. 164, 1385-1389 (2000).
  16. Soler, R., Fullhase, C., Lu, B., Bishop, C. E., Andersson, K. E. Bladder dysfunction in a new mutant mouse model with increased superoxide--lack of nitric oxide. J. Urol. 183, 780-785 (2010).
  17. Matsuura, S., Downie, J. W. Effect of anesthetics on reflex micturition in the chronic cannula-implanted rat. Neurourol. Urodyn. 19, 87-99 (2000).
  18. Andersson, K. E., Soler, R., Fullhase, C. Rodent models for urodynamic investigation. Neurourol. Urodyn. 30, 636-646 (2011).
  19. Soler, R., Fullhase, C., Santos, C., Andersson, K. E. Development of bladder dysfunction in a rat model of dopaminergic brain lesion. Neurourol Urodyn. 30, 188-193 (2011).
  20. Streng, T., Santti, R., Andersson, K. E., Talo, A. The role of the rhabdosphincter in female rat voiding. BJU Int. 94, 138-142 (2004).
  21. Malmgren, A. Cystometrical evaluation of bladder instability in rats with infravesical outflow obstruction. J. Urol. 137, 1291-1294 (1987).
  22. Smith, P. P., Kuchel, G. A. Continuous uroflow cystometry in the urethane-anesthetized mouse. Neurourol. Urodyn. 29, 1344-1349 (2010).
  23. Cannon, T. W., Damaser, M. S. Effects of anesthesia on cystometry and leak point pressure of the female rat. Life Sci. 69, 1193-1202 (2001).
  24. Smith, P. P., Hurtado, E., Smith, C. P., Boone, T. B., Somogyi, G. T. Comparison of cystometric methods in female rats. Neurourol. Urodyn. 27, 324-329 (2008).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics