Utvärdering av biomaterial för urinblåsan Augmentation använda Cystometriska Analyser i olika gnagarmodeller

* These authors contributed equally
Bioengineering
 

Summary

Kirurgiska stadier av urinblåsan augmentation beskrivs med 3-D byggnadsställningar i murina och råtta modeller. För att testa effektiviteten av biomaterial konfigurationer för användning i blåsan förstärkning är tekniker för både vaken och sövdes cystometry presenteras.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Tu, D. D., Seth, A., Gil, E. S., Kaplan, D. L., Mauney, J. R., Estrada Jr., C. R. Evaluation of Biomaterials for Bladder Augmentation using Cystometric Analyses in Various Rodent Models. J. Vis. Exp. (66), e3981, doi:10.3791/3981 (2012).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Njurfunktionen och avhållsamhet av urin är kritiskt beroende av korrekt funktion av urinblåsan, som lagrar urin vid lågt tryck och driver ut den med en exakt iscensatt kontraktion. Ett antal medfödda och förvärvade urologiska avvikelser inklusive bakre uretravalvel, benign prostatahyperplasi och neurogen blåsa sekundärt till ryggmärgsbråck / ryggmärgsskada kan resultera i patologisk vävnad remodellering som leder till försämrad efterlevnad och reducerad kapacitet 1. Funktionell eller anatomisk förträngning i urinvägarna är ofta förenat med dessa villkor, och kan leda till urininkontinens och njurskador av ökad lagring och annullerade tryck 2. Kirurgisk implantation av gastrointestinala segment för att öka organ kapaciteten och minska intravesikal trycket representerar den primära kirurgiska behandlingsalternativ för dessa sjukdomar när de medicinska ledningen inte 3. Emellertid är detta tillvägagångssätt hindrared med begränsning av tillgängliga donatorvävnad, och är förknippade med betydande komplikationer, inklusive kronisk urinvägsinfektion, metabolisk störning, urin stenbildning, och sekundär malignitet 4,5.

Aktuell forskning inom blåsan tissue engineering är starkt inriktad på att identifiera biomaterial konfigurationer som kan stödja regenerering av vävnad på defekta ställen. Konventionell 3-D stödstrukturer som härrör från naturliga och syntetiska polymerer, såsom Tunntarmssubmucosa och poly-glykolsyra har visat en viss kortsiktig framgång i att stödja urotelial och glatt muskulatur förnyelse samt underlätta ökad kapacitet organ lagring i både djurmodeller och i kliniken 6,7. Men brister i byggnadsställningen mekanisk integritet och biokompatibilitet leder ofta till skadliga fibros 8, transplantat kontrakturer 9 och förkalkning 10, vilket ökar risken för implantatet misslyckande och behöver FOr sekundära kirurgiska ingrepp. Dessutom har återupprättande av normala tömning egenskaper som använder vanliga biomaterial konstruktioner för förstärkning cystoplasty ännu inte uppnåtts och därför forskning och utveckling av nya matriser som kan uppfylla denna roll behövs.

För att framgångsrikt utveckla och utvärdera optimala biomaterial för klinisk blåsan augmentation måste effekten forskning först utföras i standardiserade djurmodeller med detaljerade kirurgiska metoder och funktionella bedömningar resultat. Vi har tidigare rapporterat användning av en blås-förstärkning modell i möss för att bestämma potentialen för silke fibroin-baserade ställningar för att mediera vävnadsregenerering och funktionella egenskaper tömning. 11,12 Cystometriska analyser av denna modell har visat att variationer i de strukturella och mekaniska egenskaper implantat kan påverka de resulterande urodynamiska funktioner i vävnadstekniska blåsor 11,12. Positiv korrelationtioner mellan graden av matrix-medierad vävnadsregenerering bestämmas histologiskt och funktionell efterlevnad och kapacitet utvärderas av cystometry visades i denna modell 11,12. Dessa resultat tyder därför på att funktionella utvärderingar av biomaterial konfigurationer i augmentation gnagare urinblåsan system kan vara ett användbart format för att bedöma byggnadsställning egenskaper och fastställande in vivo genomförbarheten före stora djurstudier och kliniska distributionsalternativ. I den aktuella studien kommer vi att presentera olika kirurgiska skeden av urinblåsan förstärkning hos både möss och råttor med siden ställningar och demonstrera teknik för vaken och sövdes cystometry.

Protocol

Kirurgiska metoder

1. Kirurgisk Förberedelser och anestesi

  1. Ställ in det sterila kirurgiska fältet med de nödvändiga kirurgiska instrument: rakning saxar, pincetter med tänder, fina atraumatic griptänger fin nål förare, gasväv, Metzenbaum saxar, tenotomy saxar, skalpellblad, 30 gauge injektionsnål, fylld koksaltlösning 1 ml spruta, fyra 6-0 polypropylen suturer, 7-0 polyglaktin sutur 4-0 polyglaktin sutur.
  2. Bedöva djuret med isofluran inhalation induktion kammaren. Bekräfta fullständig induktion av djuret innan överföring till det kirurgiska området. Se till att inhalationsanestesi röret är i lämpligt läge för att ha kontinuerlig anestesi.
  3. Placera djuret på rygg på den sterila duken.
    [För cystometrisk analys, se avsnitt nedan i tunnel på cystostomy katetern.]
  4. Använd rakning saxen för att ta bort pälsen från den nedre delen av magen.
  5. Prep buken med Betadine och 70% etanol.
  6. Innan snittet, smärtstillande som buprenorfin (0,05-0,1 mg / kg) en kan injiceras subkutant för perioperativ smärtlindring.

2. Snittet och Exponering av blåsan

  1. Göra en 1-2 cm (beroende på storleken av djuret, och om råtta eller mus) som är lägre mittlinjesnitt med skalpell genom huden. Fördjupa snitt vid det nedre partiet av snittet genom rektusmuskeln noggrann med att inte skada den underliggande tarm eller blåsa.
  2. Med tandade pincett, höja rektusmuskeln och dissekera fria den bakre ytan av muskeln med fina Metzenbaum sax.
  3. Incisionsfilm återstoden av muskeln i mittlinjen för hela längden av huden snitt.
  4. Leverera blåsan genom Snittet (figur 1). Blåsan är oftast den mest beroende organ i bäckenet. (Hos mannen är prostatan faktiskt mer beroende och är större än dendekomprimeras blåsan.)
  5. Placera en vistelse sutur genom den bakre väggen i urinblåsan, och sedan en annan genom den främre väggen av urinblåsan med hjälp 6-0 polypropylen sutur. Placera ytterligare suturer sidled. Häng inte dessa suturer. När de suturer hålls spänd, kommer blåsan har en fyrkantig konfiguration som mäter cirka 1 cm 2 (figur 2). Var noga med att inte ha för mycket spänning på dessa suturer, eftersom de lätt kan dras genom blåsan vävnaden.
  6. Incisionsfilm blåsan i längdriktningen genom den främre blåsväggen (något mindre än den välvda av blåsan) i mittlinjen i ca 1 cm (1,5-2 cm i råttan blåsan).

3. Anastomos av Scaffold

  1. Med fina saxar, trimma silke ställningen till den ungefärliga området i urinblåsan felet.
  2. Med 7-0 polyglaktin sutur, börja vid ett hörn av ställningen och sutur den till blåsan i en kontinuerlig, löpandesätt för att skapa en vattentät tätning runt hela defekten (figur 3).
  3. Testa integriteten hos anastomosen genom att fylla blåsan med steril saltlösning, genom att uppmuntra det genom väggen av blåsan med en 30 gauge hypodermisk nål. Om en läcka upptäcks kan detta stängas med en avbruten ytterligare 7-0 polyglaktin sutur för att stänga gapet.
  4. Minska den rekonstruerade blåsan tillbaka till buken.

4. Incisional Stängning

  1. Före förslutning av den abdominala väggen, sprutas rektusmuskeln och subkutan vävnad med bupivicaine för lokalbedövning (<3 mg / kg av 0,25%).
  2. Reapproximate rektusmuskeln med en kontinuerlig, rinnande 4-0 polyglaktin sutur.
  3. Stäng huden med en kontinuerlig, löpande 4-0 polyglaktin sutur.
  4. Rengör och torka snitt (Figur 4).
  5. Överför djuret i en varm, ren bur för uppvaknande från narkos.
  6. Stegen för cystostomy kateterplacering för cystometrisk analys är som följer:

    5. Tunnling av Cystostomy Kateter

    1. Ställ in det sterila kirurgiska fältet med de nödvändiga kirurgiska instrument: rakning sax, pincett med tänder, fina atraumatic pincett, fin nål förare, gasbinda, Metzenbaum sax, sax tenotomy, liten böjd klämma, skalpellblad, 6-0 polypropylen, 4-0 polyglaktin sutur, 3-0 silkesutur (4-0 silkesutur för möss), 18G nål, 22G trubbig spets nål, 25G nål, 1 ml saltlösning förfylld spruta, polyetenslang 50 (PE-50) klippa en längd av ca 10 cm.
    2. Utflytning slutet av PE-50 rör genom att försiktigt exponera den för en flamma. Var noga med att inte smälta slutet av eller täppa till lumen (detta kan verifieras genom att injicera saltlösning genom en 25G nål kopplad till "icke-utsvängda" slutet och se flöde). Detta tjänar som ett ankare för att bibehålla röret i blåsan (fig. 5).
    3. Använd rakning saxen för att ta bort pälsen från både dorsum av djuret mellan skulderbladet och nedre delen av buken på ventrum.
    4. Prep områden med Betadine och 70% etanol. Placera djuret utsträckt på lakanet.
    5. Göra en 1 cm snitt på dorsum mellan skapula. Med användning av Metzenbaum sax, utveckla en plan mellan huden och den underliggande muskeln genom att placera spetsen på saxen i planet och sprider dem för att skapa en tunnel runt till den ventrala delen av buken.
    6. Ompositionera djuret liggande. Gör din buksnitt och exponera urinblåsan enligt ovan i steg 2.1-2.4. Minska blåsan tillbaka in i buken.
    7. Placera en liten klämma i din subkutan tunnel skapade i steg 5,6 starta från rygghuden snitt. Med hjälp av fingrarna för att skydda intraabdominella innehåll, tränga igenom bukväggen med tips på klämman i buken.
    8. Ta tag i smooth slutet av PE-50 slang med klämma och dra den tillbaka genom dorsal snitt. Säkerställa att det buktade änden inte dras förbi den abdominala väggen (fig 6).

    6. Placering av Cystostomy Tube

    1. Leverera blåsan genom snittet. Från denna punkt, skall blåsan hanteras med fin pincett för att förhindra trauma urinblåsan som kan orsaka skada eller inflammation som kan skeva dina cystometriska resultat eller resultera i ytterligare obehag för djuret postoperativt.
    2. Anteckna av den föreslagna platsen för cystostomy röret. Det ska placeras på kupolen i urinblåsan (överlägset öka segmentet). Detta kommer att förhindra kinkning eller ocklusion av röret.
    3. Använda 6-0 polypropylen sutur, placera en pursestring maska ​​i kupolen av urinblåsan på följande sätt: Placera den första kastet genom väggen i urinblåsan längsgående, laterala den föreslagna platsen för cystostomy röret. Lämna en liten klämma på den lösa änden så att suturen inte oavsiktligt dras hela vägen igenom. Placera nästa kast i en tvärgående riktning, med början först gå in i blåsväggen något lateralt till utgången av din första kast.
    4. Dra inte i suturen spänt. Placera din nästa sutur parallellt med din första (längsgående) som går in i urinblåsan precis cephalad till utgången platsen för din senaste, tvärgående sutur. Den fjärde kast börjar sidled till utgången av den sista sömmen och slutet intill entrén för din allra första kast. Görs på rätt sätt, utgör detta en perifer fyrkant runt den föreslagna kateterstället (Figur 7).
    5. Användning av en 18G nål, på blåsväggen punkteras i centrum av den pursestring suturen. Var noga med att inte tränga för djupt (precis tillräckligt för att vara intraluminal). Placera tips av dina fina pincetten i öppningen och försiktigt spred sig till vidga hålet.
    6. Sätt det buktade änden av katetern in i defekten iurinblåsan tills den är intraluminal. Dra pursestring suturen hårt runt katetern och knyta ner det. Detta bör cinch blåsväggen runt katetern hålla den på plats (fig 8).
    7. Ta ena änden av suturen och linda den runt katetern en gång och knyta ned detta för att ytterligare säkra katetern.

    7. Testa katetern och stänga buksnitt

    1. Med en 1 ml spruta och 25G nålen och för in nålen i slangen och injicera långsamt saltlösning för att utvidga blåsan. Observera att läcka runt katetern. När man se att läcka från urinröret, aspirera saltlösning för att dekomprimera blåsan igen.
    2. Stänga buksnitt som ovan i steg 4.1-4.4.

    8. Stängning av Dorsal snittet och säkra katetern (för råttor)

    1. Flytta djuret liggande.
    2. Skär kateterröret vid nivån av huden med saxen. Sätt en 22G trubbigt tip nål in i röret.
    3. Stäng huden över slangen med 4-0 polyglaktin i en löpande sätt. Lämnar nålnavet strängsprutning från huden.
    4. Placera en intravenös linje locket på den trubbiga nålen. Med 3-0 silkesutur, säkra kateterspetsen på huden (Figur 9).
    5. Rengör snittet. Överför råttan i en varm, ren bur för uppvaknande från narkos.

    8. * Stänga Dorsal snittet och säkra katetern (För möss eller råttor)

    1. * Ockludera den distala änden av katetern genom kinkning det eller med användning av en flamma för att smälta änden.
    2. * Coil slutet av slangen och lämna den i den subkutana påsen på ryggen av djuret (klipp inte slang för att förkorta den) (Figur 10).
    3. * Stäng huden över slangen med 4-0 polyglaktin i en löpande sätt (Figur 11).
    4. * På dagen för cystometry, förbereda den dorsala snitt med betadin och 70% etanol. Öppna den dorsala snitt under anestesi och avlägsna det lindade röret från den subkutana fickan. Stänga snittet. Väcka djuret från anestesi och utför cystometry när det är fullt vaken.

    9. Representativa Resultat - Kirurgiska metoder

    Den rekonstruerade blåsan bör vara så vattentätt som möjligt för att undvika komplikationer i samband med en betydande urin läcka (Figur 3). Smärta eller obehag brukar manifestera sig som frossa eller repor och gnager på buksnitt. Detta kan hanteras med dagliga subkutana injektioner av en icke-steroid anti-inflammatoriskt, såsom meloxikam (0,5-1,0 mg / kg subkutant). Vanligtvis, djuren kräver endast injektioner för de första 3 dagarna efter operationen. Detta kan kompletteras med en opioid, behövs såsom buprenorfin (0,05-0,1 mg / kg subkutant varje 8-12 h) som. Djuren bör övervakas 3 gånger dagligen under de första 3 postoperativt dagar, twis dagligen för postoperativa dagar 3-5 och sedan dagligen därefter att utvärdera för smärta, tecken på infektion, adekvat sårläkning, aktivitet, grooming och hud turgor. Antibiotika (Baytril, 5mg/kg subkutan var 24 timmar i en volym som inte överstiger 0,1 ml) ges för de första 72 timmar efter operation, som kirurgisk profylax mot infektion. Tecken på normal återhämtning är normala förflyttningar och aktivitetsnivåer, lämplig utfodring och dricka, frånvaro av smärta eller oro (ingen vocalization) och normal socialisering med cagemates. En återhämtning tid av minst 5-7 dagar bör ges före cystometrisk analys för att möjliggöra urinblåsan läkning och minskad inflammation som potentiellt skulle kunna påverka resultaten.

    Cystometriska Analyser

    10. Vaken cystometrisk Analys

    1. Setup beskrivs med MLT844 ADInstruments med datafångst och analys med LabChart v6 (ADInstruments) och infusion med en Harvard 22 sprutpump (Harvard driftmedelTUS, Holliston, MA), även om andra jämförbara system finns tillgängliga (Figur 12).
    2. Kalibrera både volym och tryck på grundval av specifikationer som används cystometrisk systemet.
    3. Placera djuren i metaboliska burar (burar med ett trådnät golv) vilka är upphängda över en skala. Skalan är ansluten till en transduktor.
    4. Systemet renas från eventuella luftbubblor och säkerställa kontinuerligt flöde från infusionspumpen.
    5. Anslut datafångstsystemet till en dator och observera för data kurvor. Anpassa storleken därefter. Bladder tryck och urinvolym kommer kontinuerligt in.
    6. Komma suprapubiska katetrar med en 27G nål ansluten via ett T-rör till tryckomvandlaren och infusionspumpen. Påbörja infusionen av fysiologisk saltlösning vid 12,5 | il / min för mus och 100 | il / min under råttan.
    7. Tillåta tömning mönstret spårning att stabilisera (blåsan tryckökning, följt av en ogiltig). Det tar vanligtvis cirkacirka 10-20 minuter. Anteckna de vattenkastningsbesvär cyklerna för 45-120 minuter eller minst 3-4 cykler tömning.
    8. Observera hela proceduren i realtid för att felsöka för komplikationer som leder till artefakt (dvs kateter skarpa böjar, obstruktion, etc, se nedan diskussion).
    9. Avbryta infusionen, koppla bort katetern från systemet, och tillbaka djuret till sin bur.

    11. Omedvetna cystometrisk Analys (Nej suprapubisk kateter)

    1. Bedöva djuret med uretan (1-2 g / kg) intraperitoneal injektion (IP).
    2. Exponera urinblåsan enligt ovan i steg 1,3-2,4.
    3. Kalibrera systemet som i steg 9.2. Förbereda systemet som i steg 9,4-9,5.
    4. Sätt en 27G nål ansluten via ett T-rör till tryckomvandlaren och infusionspump in i den laterala aspekten av blåsan.
    5. Anteckna de vattenkastningsbesvär cykler för 45-90 minuter.
    6. Stoppa infusionen bort nålen från urinblåsan och euthanize djuret. </ Li>

    12. Representativa Resultat - Cystometriska Analyser

    Urodynamiska tracings kan sedan analyseras för att härleda parametrar som annulleras volymer, efterlevnad, topp annullerade tryck, bland kontraktion intervall, urinering cykeltid och residualurin volymer.

    Cystometrogram kan delas in i en fyllning och en tömning fas. En normal fyllning fasen är den del av miktion cykel i vilken blåsan fylls med mycket liten förändring i intravesikalt tryck. En normal tömning fas av spårning består av en stadig ökning av intravesikala tryck som motsvarar den detrusorkontraktionen. Det högsta trycket uppnås under tömning fasen av spårning kallas toppen tömning trycket. En hög topp tömning tryck kan föreslå en obstruktiv tömning mönster, en hypercontractile blåsa eller ett veck i SP katetern. Överensstämmelse kan beräknas genom att förvärva förhållandet av volymen instillerade During fyllningen fasen och förändringen i tryck (överensstämmelse = AV / AP). En hypocompliant blåsan är en som inte kan inrymma adekvata mängder urin vid låga tryck. Den intercontraction intervall kan beräknas genom att analysera tiden mellan två kontraktioner som kan ses på cystometrogram. En kort intercontraction intervallet tyder på en irriterad blåsa. Den miktion cykeltiden avser den tid det tar för en hel fyllning och tömning fas för att slutföra och kan lätt fastställas genom att analysera spårning. Vid ingående av cystometry kan efter residualurin (PVR) erhållas. Detta görs genom att aspirera på suprapubisk kateter på slutförandet av en detrusorkontraktionen. Dessa parametrar hjälpa utredaren objektivt studera blåsan dynamik när blåsan fylls och töms.

    Figur 1
    Figur 1. Fotografi av den abdominala incisionenoch extrudering av blåsan.

    Figur 2
    Figur 2. Urinblåsan snitt med exponering av urinblåsan lumen.

    Figur 3
    Figur 3. Integration av implantatet på blåsväggen.

    Figur 4
    Figur 4. Fotografi av den slutna snittet.

    Figur 5
    Figur 5. Utsvängda änden av PE-50 rör.

    Figur 6
    Figur 6. PE-50-slang (kateter) genom den dorsala snittet.

    Figur 7
    Figur 7.Pursestring sutur.

    Figur 8
    Figur 8. Säkra katetern till blåsan.

    Figur 9
    Figur 9. Säker katetemavet.

    Figur 10
    Figur 10. Lindade röret i subkutan ficka.

    Figur 11
    Figur 11. Dorsal incisional stängning.

    Figur 12
    Figur 12. Exempel cystometrisk set-up.

    Figur 13
    Figur 13. Representativa cystometry spårning.

Discussion

Cystometriska utvärderingar av biomaterial konfigurationer efter implantation och blåsan förstärkning i små djurmodeller representerar en viktig validering steget vid identifiering av optimala strukturella och mekaniska egenskaperna hos matrisen konstruktioner för användning i kliniska situationer. I denna studie beskriver vi kirurgiska metoder för att utföra urinblåsan förstärkning hos möss och råttor samt cystometriska tekniker för att bestämma urodynamiska egenskaper hos konstruerade organ för funktionella bedömningar. Vi har använt dessa tekniker i flera experiment med både möss och råttor, där varje experiment består av 30 + gnagare utan viktiga frågor. Vår forskning laboratorium är ett mångsidigt konglomerat av grundforskare och kirurger läkare och kirurger med minst 5-6 års eftergymnasial kirurgisk träning utförs de processuella aspekterna av dessa experiment.

Oberoende av typen av biomaterialet används, omfattande difference mellan utöka blåsan hos råttor jämfört möss är storleken av blåsan. På grund av mindre urinblåsan storlek är dissektion och införlivandet av biomaterial mer tekniskt svårt i musen. Att hjälpa till vid visualisering, kan ett kirurgiskt mikroskop användas. Eftersom storleken på blåsan hos råttor är högre, är det mer mottagligt för situationer där mer än en procedur måste utföras på blåsan (t.ex. förstärkning och placeringen av cystostomy kateter). Dessutom beskriver protokollet ovan användning av PE-50 rör för råttan 13, dock ännu större storlek katetrar, upp till PE-100 har använts, särskilt för långtidsstudier 14. Hos möss kan en mindre kaliber, såsom PE-10 slang utnyttjas 15,16, men det bör hållas i minnet att mindre, mer följsamma rören inte kan sända tryckförändringar till givaren exakt. Också, att den alternativa metoden för att fästa katetern på dorsum (steg 8 * ovan) görs i mice på grund av deras mindre kroppsstorlek och den trubbiga spetsen nålen och IV locket är för tungrott. Nackdelen med detta är behovet av anestesi för att extrahera änden av katetern i den subkutana fickan innan cystometry.

Studier har visat att i de första första dagarna (0-4 dagar) efter placering av katetrar visade cystometry höga urinblåsan tryck och överaktivitet med låga tömning volymer. Dessa fynd verkade stabiliseras runt sjätte till sjunde dagen 14,17 och därför är förmodligen den idealiska tidpunkten för cystometrisk utvärdering. De flesta rapporter i litteraturen utför cystometry inom de första 3 dagarna av kateterisering 18, och detta står för den stora variationen i ovanstående parametrar i förhållande till tiden. Lämnar suprapubisk kateter för en varaktighet längre än 3 dagar bär med sig följdsjukdomar såsom risk för stenar, förskjutning, infektion, hematuri och ocklusion av katetern med skräp.

<p class = "jove_content"> Olika infusionshastigheter under cystometry har beskrivits från 1-3mL/hr för möss 15,16 och 10-11mL/hr för råttor 13,19,20. Suprafysiologiska infusionshastigheter kan orsaka falskt förhöjda tryck 14. Vi använder en infusionshastighet av 12,5 ^ il / min (0,75 ml / h) för möss och 100 pl / min (6 ml / h) för råttor i vår konfiguration, men lägre hastigheter kan också användas. Temperaturen hos fysiologisk saltlösning bör vara åtminstone rumstemperatur, även om varm (37 °) saltlösning är mer optimal, för att undvika överaktiv blåsa provocerade med ingjuta kalla lösningen. I Vakna cystometry är det viktigt att tillåta stabilisering av tömning mönster som djuret blir anpassad till buren, vilket i vår erfarenhet krävs en period av ~ 10-20 minuter. Efter detta kan reguljära vattenkastningsbesvär cykler registreras för 45-120 minuter eller vid minst 3-4 tömning cykler. Djuret bör iakttas i realtid eftersom djuret är fritt Moving och komplikationer såsom vrida eller vika av katetern kan ändra cystometrisk analys. Begränsa buller under cystometry är önskvärt att minska djurens rörelser och efterföljande artefakter. Medvetslös cystometry har inte de åtföljande problem som vaken cystometry, medan multipla anestetika har visats hämma spontana kontraktioner av blåsan. Denna hämning direkt motsvarar den förväntade varaktigheten av verkan av anestesimedel, dvs när den anestetiska effekten avtar, spontana sammandragningar återupptas 14. Dessutom var trycket mätt när blåsan svämmade över, statistiskt större i sövda råttor, både levande och efter slakt, vilket indikerar en effekt på passiva efterlevnad egenskaper blåsväggen. Denna effekt ses med pentobarbital 21, ketamin och kloralos IM / IP, utöver inhalerad halotan och intratekal nesacaine 14. En mer omfattande studie av olika bedövningsmedel bekräftelsem detta fynd med hämning av miktionsreflexen för både inhalationsanestesi (isofluran och metoxifluran) och barbiturat (pentobarbital och thiobutabarbital) narkosmedel under måttliga anestesi nivåer 17. Denna effekt observerades med ännu ljus eller lugnande nivåer av anestesi med läkemedel såsom fentanyl-droperidol och ketamin-diazepam, och som i den tidigare studien, som anestesi effekten avtagit, så gjorde inhibition 17. För detta förfarande kan uretan intraperitoneala injektioner användas eftersom det har visats att reflexen miktion bevaras samtidigt som den tillåter tillräcklig anestesi 17,22. Vidare är ingen effekt observerades med avseende på vattenkastningsbesvär tryck 23. Suprapubisk kateter placering för cystometry beskrivs här, eftersom intrauretral kateterisering har visat sig ha högre kurvor urinblåsan tryck och lägre flöden som är förenliga med relativt blåstömningshinder 24.Dessutom är intrauretral kateterisering endast genomförbar i sövda djur, och även då kan kateterisering vara svårt, speciellt i manliga gnagare och möss.

Sammanfattningsvis är valet av vilken modell som ska användas för urinblåsan förstärkning och / eller cystometrisk analysen beroende av målen för den specifika studien. Ur teknisk synvinkel råttmodell har tydligt fördelen för de skäl som diskuterats ovan. Emellertid kan den musmodell användas i studier som utvärderar de roller som specifika gener kodade slutprodukter i sjukdomar i urinvägarna, på grund av deras känslighet för genetisk manipulering. Detta är i allmänhet inte möjligt i råtta.

Vakna cystometry så exakt efterliknar det normala fysiologiska tillstånd i vilket dessa djur genomgå sina vattenkastningsbesvär cykler, och det är sannolikt att ge en mer tillförlitlig fysiologisk bestämning av urinblåsans funktion. Dessutom, den förbryllande variabeln direkta effekter av ennesthetics på urinblåsans funktion undviks.

Disclosures

Inga intressekonflikter deklareras.

Acknowledgments

Dessa studier har finansierats delvis genom de barnsjukhuset Boston Urology Kapitalförsäkring Intäkter fonden och National Institutes of Health bidrag NIBIB P41-EB002520 (Kaplan), NIDDK T32-DK60442 (Freeman), NIDDK 1K99-DK083616 (Mauney). Vi erkänner Dr Peter Zvara från University of Vermont för att få hjälp att etablera tekniken för cystostomy rör placering och cystometry.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Shaving shears Preparation of rat/mouse for surgery
Sterile drapes, betadine, 70% ethanol, sterile gauze Preparation of sterile surgical field
Instruments:
Scalpel blade Skin incision
forceps with teeth Manipulating skin
Fine forceps Atraumatic (no teeth), no serrations or with fine serrations to manipulate
Small needle driver Sharp tissue dissection
Metzenbaum scissors Bldder incision
Tenotomy scissors For retraction sutures and to develop subcutaneous tunnel (cystostomy catheter)
Small curved clamps Subcutaneous tunnel (cystostomy catheter)
Sutures:
6-0 polypropylene sutures Bladder stay sutures and pursestring suture
7-0 polyglactin suture Anastomosis of scaffold to bladder
4-0 polyglactin suture Closure of muscle/skin
3-0 or 4-0 Silk suture Securing catheter tip to skin
Needles and syringes:
18 Gauge needle Piercing the bladder for cystostomy catheter
25 and 30 Gauge needles Testing bladder for leakage
1 mL saline filled syringe
22 Gauge blunt tip needle
Cystostomy catheter:
PE-50 tubing
Lighter Flaring PE-50 tubing
Small curved clamp Developing subcutaneous tunnel
Cystometry:
MLT844 ADInstruments data capture and LabChart software Pressure data acquisition
Harvard 22 syringe pump (Harvard Apparatus, Holliston, MA) Fluid infusion pump
Anesthetics (Unconscious cystometry):
Isoflurane Induction/maintenance of general anesthesia
Urethane Unconconscious cystometry
Bupivicaine or equivalent Local anesthesia
Meloxicam Post-operative analgesia
Buprenorphine Post-operative analgesia

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Atala, A. Tissue engineering for bladder substitution. World. J. Urol. 18, 364-370 (2000).
  2. Roehrborn, C. G. Male lower urinary tract symptoms (LUTS) and benign prostatic hyperplasia (BPH). Med. Clin. North Am. 95, 87-100 (2011).
  3. Niknejad, K. G., Atala, A. Bladder augmentation techniques in women. Int. Urogynecol. J. Pelvic Floor Dysfunct. 11, 156-169 (2000).
  4. Hensle, T. W., Gilbert, S. M. A review of metabolic consequences and long-term complications of enterocystoplasty in children. Curr. Urol. Rep. 8, 157-162 (2007).
  5. Somani, B. K. Bowel dysfunction after transposition of intestinal segments into the urinary tract: 8-year prospective cohort study. J. Urol. 177, 1793-1798 (2007).
  6. Atala, A., Bauer, S. B., Soker, S., Yoo, J. J., Retik, A. B. Tissue-engineered autologous bladders for patients needing cystoplasty. Lancet. 367, 1241-1246 (2006).
  7. Sharma, A. K. A nonhuman primate model for urinary bladder regeneration using autologous sources of bone marrow-derived mesenchymal stem cells. Stem Cells. 29, 241-250 (2011).
  8. Chung, S. Y. Bladder reconstitution with bone marrow derived stem cells seeded on small intestinal submucosa improves morphological and molecular composition. J. Urol. 174, 353-359 (2005).
  9. Ashley, R. A. Regional variations in small intestinal submucosa evoke differences in inflammation with subsequent impact on tissue regeneration in the rat bladder augmentation model. BJU Int. 105, 1462-1468 (2010).
  10. Zhang, Y., Frimberger, D., Cheng, E. Y., Lin, H. K., Kropp, B. P. Challenges in a larger bladder replacement with cell-seeded and unseeded small intestinal submucosa grafts in a subtotal cystectomy model. BJU Int. 98, 1100-1105 (2006).
  11. Gomez, P. 3rd The effect of manipulation of silk scaffold fabrication parameters on matrix performance in a murine model of bladder augmentation. Biomaterials. 32, 7562-7570 (2011).
  12. Mauney, J. R. Evaluation of gel spun silk-based biomaterials in a murine model of bladder augmentation. Biomaterials. 32, 808-818 (2011).
  13. Persson, K. Spinal and peripheral mechanisms contributing to hyperactive voiding in spontaneously hypertensive rats. Am. J. Physiol. 275, 1366-1373 (1998).
  14. Yaksh, T. L., Durant, P. A., Brent, C. R. Micturition in rats: a chronic model for study of bladder function and effect of anesthetics. Am. J. Physiol. 251, 1177-1185 (1986).
  15. Pandita, R. K., Fujiwara, M., Alm, P., Andersson, K. E. Cystometric evaluation of bladder function in non-anesthetized mice with and without bladder outlet obstruction. J. Urol. 164, 1385-1389 (2000).
  16. Soler, R., Fullhase, C., Lu, B., Bishop, C. E., Andersson, K. E. Bladder dysfunction in a new mutant mouse model with increased superoxide--lack of nitric oxide. J. Urol. 183, 780-785 (2010).
  17. Matsuura, S., Downie, J. W. Effect of anesthetics on reflex micturition in the chronic cannula-implanted rat. Neurourol. Urodyn. 19, 87-99 (2000).
  18. Andersson, K. E., Soler, R., Fullhase, C. Rodent models for urodynamic investigation. Neurourol. Urodyn. 30, 636-646 (2011).
  19. Soler, R., Fullhase, C., Santos, C., Andersson, K. E. Development of bladder dysfunction in a rat model of dopaminergic brain lesion. Neurourol Urodyn. 30, 188-193 (2011).
  20. Streng, T., Santti, R., Andersson, K. E., Talo, A. The role of the rhabdosphincter in female rat voiding. BJU Int. 94, 138-142 (2004).
  21. Malmgren, A. Cystometrical evaluation of bladder instability in rats with infravesical outflow obstruction. J. Urol. 137, 1291-1294 (1987).
  22. Smith, P. P., Kuchel, G. A. Continuous uroflow cystometry in the urethane-anesthetized mouse. Neurourol. Urodyn. 29, 1344-1349 (2010).
  23. Cannon, T. W., Damaser, M. S. Effects of anesthesia on cystometry and leak point pressure of the female rat. Life Sci. 69, 1193-1202 (2001).
  24. Smith, P. P., Hurtado, E., Smith, C. P., Boone, T. B., Somogyi, G. T. Comparison of cystometric methods in female rats. Neurourol. Urodyn. 27, 324-329 (2008).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics