De Helsinki Rat Microchirurgische Sidewall Aneurysma Model

1Neurosurgery Research Group, University of Helsinki, Helsinki, Finland
Published 10/12/2014
0 Comments
  CITE THIS  SHARE 
Medicine

Your institution must subscribe to JoVE's Medicine section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

Welcome!

Enter your email below to get your free 10 minute trial to JoVE!





By clicking "Submit", you agree to our policies.

 

Summary

Cite this Article

Copy Citation

Marbacher, S., Marjamaa, J., Abdelhameed, E., Hernesniemi, J., Niemelä, M., Frösen, J. The Helsinki Rat Microsurgical Sidewall Aneurysm Model. J. Vis. Exp. (92), e51071, doi:10.3791/51071 (2014).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Experimentele saccular aneurysma modellen zijn nodig voor het testen van nieuwe chirurgische en endovasculaire behandeling opties en apparaten voordat ze worden geïntroduceerd in de klinische praktijk. Bovendien zijn experimentele modellen nodig zijn complexe aneurysma biologie leiden tot scheuren van zakvormige aneurysma helderen.

Verschillende soorten experimentele modellen voor zakvormige aneurysma's zijn in verschillende species vastgesteld. Velen van hen, echter, vereisen speciale vaardigheden, dure apparatuur, of speciale omgevingen, waarin de grootschalige toepassing ervan beperkt. Een eenvoudige, robuuste en goedkope diermodel is nodig als gestandaardiseerde instrument dat kan worden gebruikt op een gestandaardiseerde wijze verschillende instellingen.

De microchirurgische rat abdominale aorta aneurysma zijwand model combineert de mogelijkheid om zowel nieuwe endovasculaire behandelingsstrategieën en de moleculaire basis van aneurysma biologie in een gestandaardiseerd en goedkoop te bestuderenwijze. Gestandaardiseerde transplantaten door vorm, afmeting en geometrie worden geoogst uit een donor ratten thoracale aorta en vervolgens getransplanteerd op een syngene ontvanger rat. De aneurysma worden gehecht end-to-side met doorlopende of onderbroken 9-0 nylon hechtingen de infrarenale abdominale aorta.

We presenteren stap-voor-stap de nodige instructies, informatie over de benodigde apparatuur, en bespreken belangrijke anatomische en chirurgische informatie voor een succesvolle microchirurgische oprichting van een abdominaal aorta-aneurysma zijwand bij de rat.

Introduction

Breuk van een saccular cerebrale slagader aneurysma veroorzaakt levensbedreigende bloedingen leiden tot een beroerte, blijvende neurologische schade, of de dood. Breuk kan worden voorkomen door een microchirurgische knippen of endovasculaire aneurysma occlusie. Een medische behandeling groei aneurysma en breuk voorkomen is nog niet vastgesteld.

Experimentele modellen voor zakvormige aneurysma nodig zijn biologie van arteriële aneurysma en het testen van nieuwe therapeutische hulpmiddelen en strategieën bestuderen. Voor deze doeleinden zijn verschillende modellen in verschillende soorten ontwikkeld en gepubliceerd 1. Grotere aneurysma modellen varkens, honden, konijnen en worden bij voorkeur gebruikt om endovasculaire innovaties testen in complexe aneurysma architectuur 1,2. Muizen aneurysma modellen, aan de andere kant, zodat het testen van onderzoeksvragen in genetisch gemodificeerde soorten 3,4 en faciliteren verduidelijking van aneurysma biologie op cellulair en moleculairniveau veel beter dan grotere soorten 1. Hoewel endovasculaire trans-carotide en trans-iliacale inrichting implementatie beperkt tot grotere ratten (> 400-500 g) en stents kleiner dan 2,0 mm en 1,5 mm diameter 5,6, stents kunnen worden door directe insertie geplaatst in de abdominale aorta segment die het op experimentele aneurysma. Contract met ratten microchirurgische abdominale aorta aneurysma zijwand model toonde de haalbaarheid testen van nieuwe embolische inrichtingen en het gebruik ervan bij het ​​bestuderen van de moleculaire basis van aneurysma biologie 3,7.

Veel van de momenteel gepubliceerde experimentele zakvormige aneurysma modellen vereisen dure apparatuur, speciale omgevingen (bijvoorbeeld steriele operatiekamers met fluoroscopie mogelijkheden), interventionele radiologie competentie of gebruik van dure species. Deze eisen beperken het wijdverbreide gebruik van deze modellen, en leiden tot het gebruik van verschillende modellen in verschillende laboratoria, die makes gegevensvergelijking en meta-analyse moeilijk, zo niet onmogelijk. Een eenvoudige, robuuste en goedkope diermodel is nodig als gestandaardiseerde instrument dat kan worden gebruikt op een gestandaardiseerde wijze verschillende laboratoria zodat de resultaten van verschillende instellingen krijgen. Voor dit doel hebben we de rat aorta zijwand saccular arteriële aneurysma model.

Het doel van dit rapport is om stap voor stap de nodige instructies, gegevens presenteren over benodigde apparatuur, en om belangrijke anatomische en chirurgische kenmerken voor een succesvolle microchirurgische creatie van abdominale aorta-aneurysma zijwand bij de rat te bespreken.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

OPMERKING: Man Wistarratten (gemiddelde lichaamsgewicht: 356 ± 44 g; 10-14 weken oud) werden gehuisvest in het dier kamer bij 22-24 ° C en twaalf uur licht / donker cyclus met gratis toegang tot pellet dieet, gewoon kraanwater en kreeg ook humane zorg conform institutionele richtlijnen. De experimenten werden beoordeeld en door het Comite voor Dierenwelzijn aan de Universiteit van Helsinki, Finland goedgekeurd.

Opmerking: In de volgende demonstratie onze chirurgische methode is als volgt: Verdoven de rat door gewicht aangepaste subcutane injectie van medetomidine hydrochloride (0,5 mg / kg) en intraperitoneale injectie van ketamine hydrochloride (50 mg / kg). Test voor het ontbreken van een toe-pinch reflex te bevestigen dat de rat volledig verdoofd. Toepassing oogzalf, clip de operatiewond, en reinig de huid met een geschikt desinfectiemiddel, bijvoorbeeld chloorhexidine, hetzij in alcohol of water. Handen te wassen, op beschermende kleding, een hoofdbedekking en het gezichtmaskeren, en steriele chirurgische handschoenen. Hebben een chirurgisch assistent hulp bij het ​​handhaven van aseptische chirurgie voorwaarden en documenteren van de chirurgische kenmerken (zoals vermeld in tabel 1). Bewaken van de diepte van de anesthesie elke 15 minuten tijdens de operatie door het volgen van ademhaling, hartslag, en de reactie op schadelijke stimulatie (teen knijpen test). Subcutane injectie van buprenorfine (0,03 mg / kg) werd gegeven voor postoperatieve analgesie en herhaald als nodig om de 12 uur.

1 hardware, verbruiksartikelen, en positionering

  1. Houd de kleine dier operatie kamer rustig, aseptische en de kamertemperatuur bij 23 +/- 3 ° C te houden. Om de experimentele aneurysma operatie de volgende minimale uitrusting nodig is uit te voeren:
    1. Gebruik een tafelblad chirurgische microscoop ideaal uitgerust met een assistent reikwijdte en digitale microscoop camera. Gebruik niet-poreuze herbruikbare operationele oppervlak en reinigbare instrument oppervlak naar het laboratorium bank te beschermen.
    2. Gebruik de volgende standaard chirurgische instrumenten: Chirurgische schaar, pincet weefsel, zacht weefsel spreider of zelf-behoud oprolmechanisme, en twee Mosquito chirurgische klemmen.
    3. Gebruik een basis microchirurgische instrument set die bestaat uit: Gebogen microneedle houder, een gebogen en twee rechte microforceps, en een rechte of gebogen microscissor.
    4. Houd de microchirurgische instrumenten in een nier schaal gevuld met steriele zoutoplossing om het instrument niet klevend en schoon houden tijdens de operatie. De nier schotel is opgevuld met rubber mat of een chirurgische handschoen om schade aan de uiteinden van het micro-instrumenten te voorkomen. Zorg ervoor dat alle leveringen zijn steriel en de procedure wordt uitgevoerd met aseptische techniek volgens de huidige aanbevelingen om te overleven de operatie op proefdieren
    5. Daarnaast gebruikt u een vasculaire clip applicator en drie atraumatische tijdelijke vasculaire klemmen. Het is belangrijk dat de klemmen gebruikt een lage sluitkracht tot letsel bij de zeer dunne wand van de aorta rat. Ook de voorbereiding van een liniaal met een halve millimeter schaal bars, een kleine gekleurde rubberen pad, en een korte stompe naald.
    6. Plaats de ratten in een liggende positie, immobiliseren zowel voor-en achterpoten met chirurgische tape zonder toepassing van stretch of compressie op de huid, en buigen hun rug met een dikke marker of cauterisatie pen door het onder de lenden van de rug. Het is belangrijk om zoveel lumbale wervelkolom lordose mogelijk om retroperitoneale blootstelling en toegang tot de infrarenale aorta die microchirurgische anastomose vergemakkelijkt verbeteren verkrijgen. Deze positionering wordt aanbevolen voor abdominale aorta aneurysma creëren maar niet noodzakelijk thoracale graft oogsten.

2 Graft Oogsten

  1. Under narcose, opent de borstholte (start graft ischemie tijd). Breng een schadelijke teen knijpen om te bevestigen dat de rat niet reageert voordat u doorgaat met de volgende stappen. Knip de midventral buikwand identificeer de membraan net boven de lever en snijd het bindweefsel onderaan membraan toegang tot de ribbenkast mogelijk. Met een grote schaar, stompe kant naar beneden, dwars door de ribben net een centimeter naar links en rechts van de ribbenkast middellijn en het openstellen van de borstholte. De longen worden gemobiliseerd naar de rechterkant van het hart. Offer de ratten door overdosering met intracardiale injectie van ketamine hydrochloride.Pulmonary kofferbak, links subclavia, links craniale vena cava, en de azygous ader interfereren met de oogst van de proximale thoracale aorta.
  2. Caudaal van de prominente aderen is er een goede ingang tot de dissectie van de thoracale aorta met behulp van micro-schaar en microforceps beginnen.
  3. Traceren van de thoracale aorta back van de dorsale wand van de thorax omhoog om de aortaboog door zachte stompe terugtrekken en dissectie met de Mosquito chirurgisch.
  4. Klem en knip dan de aderen met een schaar. Handhaving van de klemmen op de aderen en te gebruiken als een oprolmechanisme aan de onderliggende aortaboog bloot.
  5. Plaats een niet absorbeerbare 6-0 zijden ligatuur net boven de eerste intercostale arterie verlaten van de aorta.
  6. Snijd de dalende aorta net onder de linker subclavia en vervolgens onder de ligatuur. Bekleding kan worden gedaan om een ​​loodrechte gestandaardiseerde aneurysma geometrie krijgen, of indien nodig, een bepaalde hoek tussen de as van het aneurysma en de aorta krijgen. Meet het transplantaat in de breedte en lengte.
    OPMERKING: De geoogste grafts kunnen onmiddellijk worden getransplanteerd in ontvanger ratten of verder verwerkt tot decellularisatie van het transplantaat muur te bereiken. Ontcelde grafts kunnen worden opgeslagen bij -4 graden Celsius tot hernieuwde implantatie later (figuur 1). The cellen ontdoen van het aneurysma wand is aangetoond dat het aneurysma te vergroten 11 vatbaar.

3 Graft Decellularisatie

  1. Freeze donor grafts in fosfaatgebufferde zoutoplossing bij -4 ° C.
  2. De volgende dag ontdooien de enten, spoelen met gezuiverd en gedeïoniseerd water bij kamertemperatuur en incubeer gedurende 10 uur bij 37 ° C in 0,1% natriumdodecylsulfaat.
  3. Tenslotte was de natrium dodecyl sulfaat behandelde transplantaten driemaal met zacht schudden, invriezen in fosfaatgebufferde zoutoplossing, en laten -4 ° C tot gebruik.

4 Aneurysma Creation

  1. Dissectie van de abdominale aorta
    1. Nadat het dier is verdoofd, knip de vacht uit het operatiegebied en het reinigen van de huid met een geschikt ontsmettingsmiddel. Test voor het ontbreken van een toe-pinch reactie vóór incisie. Start de incisie 1 cm proximaal van de genitaliën in midventral positie (start operatie tijd). Haal voorzichtig de huid van de onderliggende spieren. End dissectie 01:59 centimeter onder het borstbeen.
    2. Voorzichtig maar stevig trek de onderliggende buikspieren om schade aan de onderliggende organen voorkomen. Verleng de langsdoorsnede langs de linea alba boven de processus xiphoideus en eind in caudale richting ter hoogte van de blaas.
    3. Voorzichtig druk uitoefenen op de blaas te legen om de toegang tot de retroperitoneale ruimte vergemakkelijken.
    4. Verplaats de dunne darm en de prominente blindedarm naar rechts of links. Identificeer de dikke darm namelijk de dalende dikke darm aan de linker onderkant van de buikholte.
    5. Snijd het ligament tussen de dunne darm en colon descendens craniale richting grotere bekendheid van het dorsale lichaamswand mogelijk. Plaats een zelf-behoud oprolmechanisme om de darmen uit elkaar te houden.
    6. De ideale ligging van end-to-side anastomose aneurysma is gevonden op het niveau tussen de nier en iliolumbar aderen. De abdominale aorta ligt retroperitoneale ingebed in vetweefsel. Tijdens de dissectie bijzondere aandacht besteden aan de gepaarde bijna transparant urineleiders en testiculaire vaten.
    7. Als de verdere terugtrekking van darmen nodig is, gebruik groter gaas swaps. De lumbale wervelkolom lordose geïnduceerd tijdens de positionering door het plaatsen van een cauterisatie pen of soortgelijk voorwerp onder de onderrug van de rat, vermindert de noodzaak van de darm intrekken.
    8. De ventrale oppervlak van de dorsale lichaamswand is bedekt met een dunne parietale peritoneum. Als dit eenmaal is geopend, visualiseer de aorta net onder. Bij zorgvuldige scherpe en stompe dissectie van de abdominale aorta van aangrenzende grote aderen grijpen alleen de adventitia om schade aan de vaatwand te voorkomen.
    9. Zelden, kleine lumbale slagaders ontstaan ​​als segmentaal vaartuig uit het dorsale oppervlak van de abdominale aorta en interfereren met de voorbereiding. Ligatie en snijden van het schip is needed aan retrograde lekt tijdens aneurysma hechten voorkomen. Het gebruik van gebogen micro-tang kan ligatuur plaatsing in de diepte te vergemakkelijken.
  2. End-to-side anastomose
    1. Zet een gekleurde rubberen pad onder de abdominale aorta en stofferen het met een kleine gaas wattenstaafje. Losse bindweefsel en adventitia op het niveau van de geplande anastomosisplaats.
    2. Klem de abdominale aorta distaal van de anastomose, daarna proximale (start aorta klemming tijd). Dit zorgt voor een stevige vulling van het vaartuig en vergemakkelijkt latere arteriotomie.
    3. Voer de arteriotomie met behulp van rechte of gebogen micro-schaar. Een micro-pincet heeft een zeer klein stukje van de vaatwand een elliptische vorm te snijden.
    4. Spoel de slagader grondig met een zoutoplossing in beide richtingen met een stomp getipt naald.
    5. Plaats de eerste twee hechtingen van het end-to-side anastomose aan het proximale en distale uiteinde van de arteriotomie (start anastomose tijd). Vermijd het grijpen van de vaatwand met de micro-pincet waar mogelijk. Zorg ervoor dat elke hechtdraad wordt geplaatst door alle lagen van de vaatwand.
    6. Voeren hechten hetzij als continu of onderbroken hechtingen. Als onderbroken hechtingen wordt gekozen plaats dan eerst de achterkant negen uur 'hechtdraad. Daaropvolgende hechtingen kunnen op afstand van elkaar beginnen naast de eerste hechting. Pak de adventitia zorgvuldig. Vermijd knijpen / grijpen van de intima.
    7. Wanneer de achterwand is voltooid, controleert u de endoluminal deel van de anastomose voor misplaatste hechtingen. Voer dezelfde procedures in dezelfde volgorde aan de voorzijde. Zorg ervoor dat de eerste van in totaal drie knopen per hechtdraad is stevig, maar niet te strak.
  3. Hemostase en Sluiting
    1. Na het einde van kant anastomose is afgerond (eind anastomose tijd), spoel de site met zoutoplossing en verwijder de distale klem eerste om voor terugstroom (eind aorta klemmen en eindtijd graft ischemie time).
    2. Als duidelijk bloeden plaatsvindt van terugstroming een extra steek nodig zijn (starttijd van hemostase). Bij kleine lekt, bereiken hemostase lichte druk via bloeden plaatse met een klein stukje van een gaas wattenstaafje.
    3. Verwijder de proximale vasculaire klem, spoel de anastomosisplaats eens, en snijd de resterende uiteinden van de ligatuur aan het aneurysma koepel.
    4. Bevestig doorgankelijkheid van het aneurysma door waarneming van volume toename van het aneurysma tijdens de piek arteriële puls golf. Beoordelen distale buikslagader doorgankelijkheid door de directe "melken test".
    5. Verwijder het plastic en de kleine gaas wattenstaafje eronder. De pulserende bloed werveling binnen de geschapen aneurysma is duidelijk zichtbaar.
    6. Cover hechtdraad lijnen rond de anastomose met stukjes vetweefsel of Spongostan extra hemostase als kleine lekt nog aanwezig (eindtijd van hemostase).
    7. Verwijder het zachte weefsel spreider en gaas swabs.Plaats de dunne darm, de blindedarm en de vetmassa opnieuw in de juiste positie.
    8. Sluit de middellijn buikspieren met behulp van 5-0, 4-0 of 3-0 resorbeerbaar of niet-absorbeerbare hechtingen gevolgd door huid wondsluiting met behulp van continue hechtdraad techniek met 3-0 resorbeerbare polyfilament hechtdraad (einde bedrijfstijd). Opmerking: In getolereerd onze ervaring ratten resorbeerbare hechtingen huid beter dan niet-absorbeerbare monofilament hechtingen.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Een pilot-serie bestaat uit 14 ratten. Vervolgens wordt een totaal van 84 dieren werden gebruikt volgens de gepresenteerde protocol voor verschillende onderzoeksprojecten tussen maart en september 2012 Extra 29 dieren dienden als donoren voor arteriële saccular enten. De overige experimenten werden uitgevoerd middels voorbehandeld grafts geoogst en opgeslagen uit eerdere experimenten met ratten van hetzelfde geslacht, soort, gewicht en leeftijd.

Lichaamsgewicht, algehele bewerkingstijd aorta klemming tijd, tijd voor anastomose creëren, tijd hemostase na anastomose creëren, graft ischemie tijd en aneurysma dimensies de schepping (aneurysma breedte en lengte) werden geregistreerd en geëxtraheerd uit schriftelijke statussen . Alle kenmerken zijn samengevat en gevisualiseerd in tabel 1 en figuur 1.

Met uitzondering van een dier dat een tweede operatie ondergaan vanwege trombose van de abdominal aorta distaal van de anastomosisplaats waren geen periprocedural mortaliteit of morbiditeit. De gemiddelde operatietijd was minder dan 52 minuten (52 ± 12 min). Bij dieren met transplantatie van syngene aneurysma (n = 21) gemiddelde graft ischemie bedroeg 29 ± 7 min. Totale gemiddelde aorta vastklemmen tijd was 25 ± 7 minuten. Aneurysma afmetingen onthuld constant met een lage afwijking van omvang te zijn (gemiddelde breedte van 2,5 ± 0,2 mm en de gemiddelde lengte van 3,8 ± 0,2 mm).

De verzamelde gegevens onderging beschrijvende analyse en visualisatie met behulp van statistische software. De waarden worden uitgedrukt als gemiddelde ± standaarddeviatie (SD) en 95% betrouwbaarheidsinterval (BI).

Figuur 1
Figuur 1:. Niet-cellen ontdane of cellen ontdane Enten Onbehandelde natieve donor grafts van de thoracale aorta wordt onmiddellijk opnieuw geïmplanteerd in ontvangende ratten (1). Enten zijnontcelde behandeld met natriumdodecylsulfaat (SDS) en opgeslagen bij -4 graden Celsius tot hernieuwde implantatie (2). De histologische panel toont langsdoorsnede door een onbehandeld (links) en ontceld (rechts) transplantaat wand. Hematoxyline-eosine kleuring.

Figuur 2
Figuur 2: Chirurgische Eigenschappen. De grafieken visualiseren de verdeling van enkele data waarden (kleine zwarte puntjes), data-gemiddelde (vet lange bar), en de standaarddeviatie (error bars). Klik hier om een grotere versie van deze afbeelding te bekijken.

Karakteristiek Betekenen ± SD 95% CI bovenste - onderste
Gemiddeld lichaamsgewicht (gram) 363 47 350-373
Gemiddelde gebruiksduur (minuten) 50 11 48-53
Bedoel aorta vastklemmen tijd (minuten) 25 7 23 - 27
Bedoel anastomose tijd (minuten) 18 6 16 - 19
De gemiddelde tijd van de hemostase (minuten) 2 2 2-3
Bedoel graft ischemie tijd (minuten) 29 7 26-32
Gemiddelde aneurysma breedte (mm) 2,5 0,2 2,4-2,5
Bedoel aneurysma lengte (mm) 3.7 0.5 3,5-3,8

Tabel 1: Chirurgische Eigenschappen. SD = standaarddeviatie; BI = betrouwbaarheidsinterval

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Vooruitgang in ons begrip van de complexe biologie van saccular cerebrale slagader aneurysma hangt af van de analyse van de epidemiologische en klinische gegevens, aangevuld met laboratoriumonderzoek op monsters van patiënten en experimenteel werk in diermodellen 3,12,13.

Kleine dieren zoals ratten zijn inherent aan lagere kosten experimenten en huisvesting en verminderde behoefte aan gespecialiseerde apparatuur. Een gemiddelde totale bedrijfstijd van minder dan 60 minuten voor microchirurgische totstandbrenging van een zijwand aneurysma in ratten veel korter dan de tijd gebruikt voor het maken van complexere microchirurgische veneuze pouch arteriële vertakking aneurysma in konijnen en honden 2,14,15. De voordelen van lage kosten en snellere werkwijzen aneurysma kan creëren geleiding van studies vergemakkelijkt met grotere aantal experimenten en daaropvolgende verhoogde statistische kracht. Bovendien zijn de huidige muizenmodellen succes geïmplementeerd Researc beantwoorden h vragen die meer verfijnde laboratoriummethoden, waaronder transgene dieren 3,4. Bij het gebruik van muizen voor het creëren van de zijwand aneurysma, een noodzaak om in het achterhoofd te houden dat het nodig is onderbroken 11-0 hechtingen nodig bijkomende microchirurgische vaardigheden. Prestaties van de gepresenteerde aneurysma model bij muizen is ook geassocieerd met een hogere mortaliteit (30%, vooral als gevolg van complicaties bij vochtbalans en anesthesie en kleinere diameter (0,5-1 mm) van de muis aorta) 3.

Uitgangspunten van de rat aneurysma model kan worden beheerst in een korte tijd. Een inleidende cursus in knaagdieren microchirurgie wordt aanbevolen voor diegenen onderzoekers onervaren in het uitvoeren van dissecties en hechtdraad technieken onder een operationele microscoop. Gemarkeerd belangrijke stappen in de gepresenteerde protocol zal verdere vereenvoudiging van de procedure. Bijzondere voorzichtigheid is geboden tijdens de dissectie van de abdominale aorta van de aangrenzende grote aderen.

ntent "> De kleine perifere vaatstelsel diameter van een middelgrote rat maakt trans-carotis en trans-iliacale endovasculaire apparaat inzet moeilijk 5,6. echter apparaten kunnen ook worden via directe abdominale aorta inbrengen of directe plaatsing geplaatst in de experimentele aneurysma vóór eind to-terrein anastomose 7,16. volumetrische veranderingen in de nek restanten en aneurysma geometrie kan follow-up met een seriële en niet-invasieve hoge frequentie echografie, micro-CT, of hoge resolutie magnetische resonantie angiografie 16 zijn. Eerdere experimenten onthuld hoge totale doorgankelijkheid van 92,5% bij een mediane follow-up van zes weken na de schepping zonder peri-of intra-procedurele antistolling en antiaggregation 3,7,16. Met uitzondering van een enkel geval significante groei of dilatatie van de experimentele aneurysma werd niet waargenomen en geen van hen gescheurd 3.

Indien de geoogste enten ontceld aneurysma demonstrate een heterogeen patroon van trombose, rekanalisatie, groei en uiteindelijke breuk 11. Groeien aneurysma in deze studie toonden aanzienlijke adventitia fibrose en ontsteking, volledige wand ontwrichting en verhoogde neutrofiel-accumulatie in ongeorganiseerde intraluminale trombus. Zo kan het model groei aneurysma en breuk bestuderen en kunnen eventueel worden gebruikt om biologische reacties geïnduceerd door embolisatie apparaten groeien en breuk gevoelige aneurysmata beoordelen. Geen van de beschikbare aneurysma modellen die ideaal kan worden geëmboliseerd vertegenwoordigen een mens saccular cerebrale slagader aneurysma of reproduceren van de exacte pathobiology achter aneurysmavorming of scheuren.

Het blijft een punt van discussie in hoeverre de keuze van de graft (veneuze of arteriële zakje) en de keuze van angioarchitecture (zijwand of bifurcatie constructie) van invloed op de vertaling van de resultaten naar de klinische praktijk. Zeker uitvoering hebben optimaal voor verschillendedoeleinden en kunnen worden geoptimaliseerd om een ​​zeer hoog niveau in bepaalde instellingen. Het gepresenteerde model zal geen andere modellen overbodig maken. Het zal nodig blijven voor een onderzoeker te kiezen uit een breed scala van verschillende technische modellen en dieren die het best past bij de experimentele doelen, praktische overwegingen en laboratoriumomgeving.

Toch moeten enkele experimenten idealiter uitgevoerd in eenzelfde standaardmodel in verschillende instellingen en laboratoria, om een ​​betere vergelijking van gegevens en apparaten of behandelingen toestaan. Tot op heden zijn er geen richtlijnen voor gestandaardiseerde testen van endovasculaire hulpmiddelen vóór de klinische toepassing en diermodellen blijven onderbenut 1. Gestandaardiseerde modellen zullen aan belang winnen nadat multicentrische gerandomiseerde preklinische studies ook naar voren in dit gebied van onderzoek.

Microchirurgische aneurysma creëren maakt standaardisatie van graft oorsprong volume tot opening ratio, en hoofdvatte lange as hoek aneurysma. De gepresenteerde techniek is gericht op gestandaardiseerde aneurysma met minimale variatie in aneurysma afmeting, locatie en relatie tot de hoofdslagader genereren. Deze hoge mate van standaardisatie en de relatief lage kosten maken het model een goed hulpmiddel om embolisatie materialen en apparaten die vervolgens worden getest in andere, meer ingewikkelde en dure modellen te testen.

Concluderend de gepresenteerde microchirurgische zijwand rat model aneurysma is een snelle, betaalbare en consistente werkwijze experimentele aneurysma die gestandaardiseerd door grootte, vorm en geometrische configuratie van het aneurysma met betrekking tot de hoofdslagader maken.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

De auteurs hebben geen financieel of commercieel belang in een van de drugs, de materialen, of de gebruikte apparatuur.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Medetomidine Any genericon
Ketamin Any genericon
Buprenorphine Any genericon
Phosphate buffered saline
Sodium dodecyl sulfate (0.1%)
3-0 resorbable suture Ethicon Inc., USA VCP824G
5-0 non absorbable suture Ethicon Inc., USA 8618G
6-0 non absorbable silk suture B. Braun, Germany C0761060
9-0 nylon micro suture B. Braun, Germany G1118471
Spongostan Ethicon Inc., USA MS0002
Operation microscope Leica , Germany M651
Digital microscope camera Sony, Japan SSC-DC58AP
Standard surgical instruments B. Braun, Germany Multiple See protocol 1.4
Microsurgical instruments B. Braun, Germany Multiple See protocol 1.5
Vascular clip applicator B. Braun, Germany FT495T
Temporary vascular clamps B. Braun, Germany FT250T
Graph Pad Prism statistical software  GraphPad Software, San Diego, California, USA V 6.02 for Windows

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Bouzeghrane, F., et al. In vivo experimental intracranial aneurysm models: a systematic review. AJNR Am J Neuroradiol. 31, 418-423 (2010).
  2. Marbacher, S., et al. Complex bilobular, bisaccular, and broad-neck microsurgical aneurysm formation in the rabbit bifurcation model for the study of upcoming endovascular techniques. AJNR. American journal of neuroradiology. 32, 772-777 (2011).
  3. Frosen, J., et al. Contribution of mural and bone marrow-derived neointimal cells to thrombus organization and wall remodeling in a microsurgical murine saccular aneurysm model. Neurosurgery. 58, 936-944 (2006).
  4. Marjamaa, J., et al. Mice with a deletion in the first intron of the Col1a1 gene develop dissection and rupture of aorta in the absence of aneurysms: high-resolution magnetic resonance imaging. at 4.7 T, of the aorta and cerebral arteries. Magn Reson Med. 55, 592-597 (2006).
  5. Oyamada, S., et al. Trans-iliac rat aorta stenting: a novel high throughput preclinical stent model for restenosis and thrombosis. The Journal of surgical research. 166-191 (2011).
  6. Lowe, H. C., James, B., Khachigian, L. M. A novel model of in-stent restenosis: rat aortic stenting. Heart. 91, 393-395 (2005).
  7. Marjamaa, J., et al. Occlusion of neck remnant in experimental rat aneurysms after treatment with platinum- or polyglycolic-polylactic acid-coated coils. Surg Neurol. 71, 458-465 (2009).
  8. with the support of the NC3Rs. Aseptic Technique in Rodent Surgery. Newcastle University. cited 2014 Oct 3] Available from: http://www.procedureswithcare.org.uk/aseptic-technique-in-rodent-surgery (2014).
  9. Bernal, J., et al. Guidelines for rodent survival surgery. Journal of investigative surgery : the official journal of the Academy of Surgical Research. 22, 445-451 (2009).
  10. Pritchett-Corning, K. R., Luo, Y., Mulder, G. B., White, W. J. Principles of rodent surgery for the new. (2011).
  11. Marbacher, S., et al. Loss of mural cells leads to wall degeneration, aneurysm growth, and eventual rupture in a rat aneurysm model. Stroke. 45, 248-254 (2014).
  12. Frosen, J., et al. Remodeling of saccular cerebral artery aneurysm wall is associated with rupture: histological analysis of 24 unruptured and 42 ruptured cases. Stroke. 35, 2287-2293 (2004).
  13. Frosen, J., et al. Saccular intracranial aneurysm: pathology and mechanisms. Acta neuropathologica. 123-773 (2012).
  14. Ysuda, R., Strother, C. M., Aagaard-Kienitz, B., Pulfer, K., Consigny, D. A large and giant bifurcation aneurysm model in canines: proof of feasibility. AJNR Am J Neuroradiol. 33, 507-512 (2012).
  15. Sherif, C., et al. Microsurgical venous pouch arterial-bifurcation aneurysms in the rabbit model: technical aspects. Journal of visualized experiments : JoVE. (2011).
  16. Marjamaa, J., et al. High-resolution TOF MR angiography at 4.7 Tesla for volumetric and morphologic evaluation of coiled aneurysm neck remnants in a rat model. Acta Radiol. 52, 340-348 (2011).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Video Stats