2016年1月20日
特定のゲノム領域に関連する分子の同定は、これらの領域の機能の制御メカニズムを理解するために必要です。このプロトコルは、特定のゲノム領域に関連するタンパク質およびRNAの同定のために、遺伝子操作されたDNA結合分子媒介クロマチンimunoprecipitation(enChIP)を実行する手順を説明しています。
この手順の全体的な目標は、ゲノム領域と相互作用する分子を同定するために、分子相互作用を保持しながら特定のゲノム領域を単離することです。この方法は、転写やエピジェネティックな制御などのゲノム機能分野の質問に答えるのに役立ちます。この技術の主な利点は、特定のゲノム領域と相互作用する分子を直接同定できることです。
その手順を実演していただくのは、私の研究室の助教である藤田敏嗣さんです。テキストプロトコルに従って、目的のDNA結合分子を設計します。これには、目的のgBlock配列を生成し、それをレトロウイルスに挿入して、たとえば3つのFLAG-dCas9と複合体を形成したガイドRNAを生成することが含まれます。
あるいは、標的配列を認識する3つのFLAG-TALタンパク質を生成することもできます。次に、テキストプロトコルに従って、調製したレトロウイルスに細胞を感染させます。改変されたDNA結合分子の発現を確認し、細胞株を樹立します。
次に、細胞をホルムアルデヒドで架橋します。トランスフェクションした2,000万個の細胞を30ミリリットルの通常の培養培地に懸濁し、最終濃度1%になるように810マイクロリットルの37%ホルムアルデヒドを加えます混合物を摂氏37度で5分間インキュベートします。5分後、3.1ミリリットルの1.25モルグリシンを添加して架橋反応を殺します。
細胞を室温で10分間放置してから、先に進みます。次に、セルチューブを300Gで冷蔵遠心分離機で5分間遠心分離します。上清を慎重に廃棄し、細胞ペレットを30ミリリットルのPBSで混合および遠心分離して洗浄します。
PBS洗浄を2回行います。必要に応じて、固定細胞の洗浄されたペレットをマイナス80°Cで保存することができます。続けて、細胞からクロマチンを収集します。
それらを10ミリリットルの溶解緩衝液に懸濁し、氷上で10分間インキュベートします。次に、冷蔵遠心分離機を使用して、細胞を収集し、上清を慎重に廃棄します。次に、細胞ペレットを核溶解バッファーに懸濁し、氷上で10分間インキュベートします。
インキュベーション中に数分ごとに混合物を短時間ボルテックスします。再度、遠心分離によって細胞を回収します。次に、ペレットを10ミリリットルのPBSで洗浄し、別の遠心分離機で洗浄液を取り除きます。
これによりクロマチン画分が生成され、必要に応じて急速冷凍してマイナス80°Cで保存することができます。クロマチンペレットを800マイクロリットルの修飾溶解緩衝液3に懸濁して進行し、懸濁液をより小さな1.5ミリリットルのチューブに移します。次に、連続デューティでレベル3の電力で超音波処理プローブの電源を入れます。
クロマチンを断片化するには、10秒の超音波処理と氷上での20秒の間を手動で循環させます。5サイクル目または6サイクルごとに、サンプルが過熱しないように、氷相を2分間に延長します。この超音波処理サイクルを10〜18回実行し、プローブの先端をチューブの底から離してサンプルの泡立ちを防ぎます。
超音波処理後、高速冷蔵遠心分離機でサンプルを収集します。その後、断片化されたクロマチンを含む上清を新しいチューブに移し、ペレットを廃棄します。フラグメンテーションの評価方法については、テキストプロトコルを参照してください。
免疫沈降の準備をするには、まず抗体をDynabeadsに標識します。この免疫沈降は、2,000万個の細胞に由来するサンプルにスケーリングされます。Triton X-100を含む1/5容量の改変溶解バッファー3を断片化したクロマチンに加え、最終濃度1%Tritonを得ます。
次に、正常なマウスIgGに結合した磁気ビーズに混合物を添加します。反応をローテーターで1時間インキュベートします。その後、マグネットスタンドで溶液からビーズを3分間引き付けます。
次に、上清を収集します。上清を抗FLAG抗体に結合した磁気ビーズのチューブに移します。この標識反応を、摂氏4度のローテーターで一晩実行します。
翌朝、チューブに磁石を3分間当ててビーズを収集します。次に、上澄みをピペットで排出し、廃棄します。次に、ビーズを洗います。
それらを1ミリリットルの低塩緩衝液に懸濁し、摂氏4度のローテーターで5分間インキュベートします。インキュベーション後、ビーズの磁化を分離し、上清を廃棄します。この洗浄ステップを低塩緩衝液でもう一度繰り返します。
同じ手法を使用して、高塩分バッファーを使用してさらに2回の洗浄を行います。この方法を続けて、ビーズを塩化リチウムバッファーで2回洗浄します。最後に、ビーズをTBS-IGEPAL CA-630で一度だけ洗います。
7回の洗浄ステップの後、ビーズを200マイクロリットルの溶出バッファーに懸濁し、摂氏37度で20分間インキュベートします。次に、磁化によってビーズを引き付け、上清を新しいチューブに集めます。この溶出ステップを繰り返して、収率を上げます。
次に、DNAの約5%を精製して収量を推定します。まず、溶出液の大部分を混合して沈殿反応を起こします。クロマチンをマイナス20°Cで一晩沈殿させます。
翌日、サンプルを遠心分離し、上清を捨てます。ペレットをミリリットルの70%エタノールですすぎ、遠心分離を10分間繰り返します。次に、上清を捨て、ペレットを40マイクロリットルの2xサンプルバッファーに懸濁します。
次に、サスペンションを5分間ボルテックスします。その後、100°Cで30分間インキュベートし、架橋を逆転させます。沸騰後、40マイクロリットルのサンプルをSDS-PAGEゲルに流します。
通常、4〜20%の勾配が使用されます。染料がウェルから1cm下に移動するまでゲルを泳がせます。その後、ジェルを染色し、約2mmの長さの5つにカットします。
ゲル片からタンパク質を希釈し、質量分析に使用します。RNAの精製とそれに続くシーケンシング分析は、テキストプロトコルでカバーされています。全体として、enChIPを使用して最大10%の標的ゲノム領域を精製できます。
ここでは、IRF-1遺伝子のプロモーター領域を標的とした解析の収量を、非特異的なSox2遺伝子座と比較した結果を示します。別の例は、ターゲティングテロメアと非特異的なガンマ衛星遺伝子座の比較です。enChIP SILACは、インターフェロンγ特異的な方法でIRF-1プロモーターに関連するいくつかのタンパク質を同定しました。
テロメア結合タンパク質は、enChIPと質量分析の組み合わせによっても同定され、その後、enChIP RNAシーケンシングを使用して、テロメアに関連するRNAを同定しました。その開発後、この技術は、転写とエピジェネティックな制御の分野の研究者がさまざまな生物学的システムでそのようなメカニズムを探求する道を開きました。
このプロトコルは、特定のゲノム領域に関連するタンパク質とRNAを同定するための工学的DNA結合分子を介したクロマチン免疫沈降(enChIP)技術を概説しています。ゲノム機能の理解に不可欠な分子間相互作用の分離のための詳細な方法論を提供します。
enChIP enables direct, unbiased identification of proteins and RNAs interacting with specific genomic regions, supporting mechanistic de-risking in target validation. This approach enhances predictive confidence by linking genomic loci to functional molecular interactions in transcription and epigenetic regulation. It provides a scalable method for early discovery biology to inform portfolio triage and reduce late-stage biological risk.
enChIP fits within the discovery continuum from target hypothesis testing to lead identification, providing molecular interaction data that bridges genomic annotation and functional validation.