Multimodal bioluminescentes et émission positronique tomographie/Computational imagerie par tomographie des xénogreffes de moelle osseuse de myélome Multiple chez les souris NOG

Cancer Research

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Summary

Ici nous utilisons bioluminescent, radiographie et tomographie par émission de positons/calculé tomographie imaging pour étudier comment inhiber l’activité mTOR impacts tumeurs myélome de la moelle osseuse-implanté dans un modèle de xénogreffe. Cela permet des analyses physiologiquement pertinents, non invasif et multimodales de l’effet anti-myélome de thérapies ciblant myélome de la moelle osseuse-greffée tumeurs in vivo.

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Gastelum, G., Chang, E. Y., Shackleford, D., Bernthal, N., Kraut, J., Francis, K., Smutko, V., Frost, P. Multimodal Bioluminescent and Positronic-emission Tomography/Computational Tomography Imaging of Multiple Myeloma Bone Marrow Xenografts in NOG Mice. J. Vis. Exp. (143), e58056, doi:10.3791/58056 (2019).

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Abstract

Myélome multiple (MM) tumeurs greffer dans la moelle osseuse (BM) et leur survie et leur évolution dépendent des interactions moléculaires et cellulaires complexes qui existent au sein de ce micro-environnement. Pourtant, le microenvironnement de la BM ne peut pas être aisément répliquée in vitro, qui limite potentiellement la pertinence physiologique de nombreux modèles expérimentaux in vitro et ex vivo . Ces problèmes peuvent être surmontés en utilisant un modèle de xénogreffe dans laquelle luciférase (LUC)-les cellules transfectées de 8226 MM seront spécifiquement greffer dans le squelette de souris. Lorsque ces souris sont donnés le substrat approprié, D-luciférine, les effets du traitement sur la croissance tumorale et la survie peut être analysé en mesurant les changements dans les images bioluminescents (BLI) produites par les tumeurs in vivo. Ces données BLI combinée à une analyse de positons (TEP/CT) tomographie d’émission positronique/calcul utilisant le marqueur métabolique 2-désoxy - 2-(18F) fluoro-D-glucose (18F-FDG) est utilisé pour surveiller les changements dans le métabolisme de la tumeur au fil du temps. Ces plates-formes d’imagerie permettent de multiples mesures non invasives dans le microenvironnement tumoral/BM.

Introduction

MM est une maladie incurable, formée de plasma maligne B-cellules qui infiltrent le BM et causer la destruction osseuse, anémie, insuffisance rénale et l’infection. MM fait jusqu'à 10-15 % des hémopathies malignes1 et est le cancer le plus fréquent d’associer le squelette2. Le développement de MM provient de la transformation oncogénique des cellules de plasma longue durée de vie qui sont établies dans les centres germinatifs des tissus lymphoïdes, avant finalement d’autoguidage à la BM3. Le BM est caractérisée par des niches très hétérogènes ; y compris les composants cellulaires diverses et critiques, régions de faible pO2 (hypoxie), vascularisation vaste, complexes matrices extracellulaires et réseaux de cytokines et du facteur de croissance, qui contribuent tous à MM tumorigenèse4. Ainsi, l’élaboration d’un modèle de xénogreffe MM disséminée caractérisée par des tumeurs qui sont strictement implantés dans la BM serait un outil très puissant et cliniquement pertinent pour étudier MM pathologie en vivo5,6. Toutefois, les nombreux obstacles techniques peuvent limiter l’efficacité de la plupart des modèles de xénogreffes, ce qui les rend coûteuse et difficile à appliquer. Cela inclut les problèmes liés à la prise de greffe tumorale cohérente et reproductible dans le créneau de la BM, un temps prolongé pour le développement de tumeurs et les limites dans la capacité d’observer et de mesurer l’évolution de la croissance tumorale et de survie sans devoir directement sacrifier la souris au cours de l’expérience7,8.

Ce protocole utilise un modèle de xénogreffe modifié qui a été initialement développé par Miyakawa et al. 9, dans lequel un défi (IV) par voie intraveineuse avec des cellules de myélome se traduit par « diffusion » tumeurs qui systématiquement et de façon reproductible greffer dans le BM de NOD/SCID/IL-2γ(null) (NOG) souris10. La visualisation in situ de ces tumeurs est obtenue par la transfection stable de la lignée de cellule MM humaine 8226 avec un allèle LUC et de mesure en série les changements dans le BLI produites par ces cellules de tumeur implantée6. Ce qui est important, ce modèle peut être étendu pour utiliser divers autres exprimant le LUC MM lignées de cellules humaines (p. ex., U266 et OPM2) ayant une propension similaire à greffer plus précisément dans le squelette de souris NOG. L’identification des tumeurs par imagerie bioluminescente des souris est suivie en mesurant l’absorption des sondes radiopharmaceutiques (par exemple, 18F-FDG) en TEP/CT. ensemble, ce qui permet une caractérisation plus poussée des critiques biochimique voies (p. ex., altérations du métabolisme, les changements dans l’hypoxie et l’induction de l’apoptose) dans le microenvironnement tumoral/BM. Les atouts majeurs de ce modèle peuvent être mis en évidence par la disponibilité d’une large gamme de sondes radioactives, bioluminescentes et fluorescents et marqueurs qui peuvent être utilisés pour étudier la progression de la MM et pathologie in vivo.

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Protocol

Toutes les procédures animaux décrits ci-dessous ont été approuvés par l’animalier institutionnel et utilisation Comité (IACUC) du grand Los Angeles VA Healthcare system et ont été effectuées dans des conditions stériles et exempts de micro-organismes pathogènes.

1. préparation des 8226 cellules exprimant luciférase (8226-LUC)

  1. Maintenir la lignée humaine de cellule MM, 8226, dans un milieu RPMI-1640 additionné de 10 % sérum fœtal (SVF) et 1 % la pénicilline-streptomycine à 37 ° C en atmosphère humidifiée contenant 95 % air et 5 % de dioxyde de carbone (CO2).
  2. Générer des cellules de journaliste 8226 stables exprimant le LUC par transfection 1 x 106 8226 cellules avec un vecteur de rapporteur luciférase suivie d’une sélection avec l’hygromycine (100-350 mg/mL) comme précédemment décrit6.
  3. Maintenir les cellules conditions normales stérile culture pendant 2-3 semaines, changer le support de tous les jours, jusqu'à ce que la mise en place d’une lignée de cellules de 8226 stablement transfectées a été généré.
  4. Confirmer l’activité in vitro luciférase dans 1 x 106 transfecté des cellules/100 µL de solution saline tamponnée au phosphate (PBS) en ajoutant le substrat de la luciférase, D-luciférine (150 µg/mL solution de travail en milieu de culture préchauffée) et en mesurant la bioluminescence des cellules dans un tube à essai ou une plaque à 96 puits à l’aide d’un luminomètre6.

2. modèle de xénogreffes Orthotopiques

  1. Maintenir la souris NOG (4-6 semaines vieux, hommes ou femmes) dans des conditions stériles/exempts de micro-organismes pathogènes dans un établissement de soins appropriés aux animaux.
  2. Préparer les cellules transfectées LUC 8226 injectable I.V. dans les souris NOG (~ 5 x 106 cellules/souris) le jour de l’expérience. Laver les cellules 3 x dans du PBS glacée, les compter et remettre en suspension dans du PBS glacee (moins antibiotiques et FBS) à une concentration finale de 5 x 106 cellules/200 µL de PBS) dans un tube stérile. Garder les cellules sur la glace et mettre au défi les souris dès que possible (à moins de 30 à 120 min).
  3. Anesthésier la souris (à l’isoflurane, 1 à 3 % dans l’air à 0,5 - 1 L/min) et placer l’animal dans une position allongée sur un coussin chauffant avec la tête à l’autre direction. Vérifier le niveau d’anesthetization en pinçant l’orteil. Pommade ophtalmique pour les yeux.
  4. Injecter les cellules 8226-LUC dans les souris par l’intermédiaire de la veine caudale (200 µL/injection) à l’aide d’une seringue d’insuline de 1 mL et une aiguille 26-G.
    Remarque : Une lampe chauffante peut servir à chauffer la queue, dilatation de la veine, ainsi augmenter l’efficacité des injections.
  5. Retourner l’animal à leur cage maison et surveiller les animaux jusqu'à ce qu’ils ont pleinement récupéré.
  6. Confirmer la prise de greffe de cellules 8226-LUC dans le squelette de souris en mesurant le BLI chez des souris anesthésiés (décrit ci-dessous et illustré à la Figure 1 a).
    Remarque : Exsudats BM peuvent également être colorés pour expression de CD45 humaine utilisant l’écoulement cytometry (Figure 1 b) ou par l’immunohistochimie récoltés osseuse (Figure 1).

3. mesure de BLI In Vivo

Remarque : En général, BLI mesurable de tumeurs implantées chez la souris peut être observée premier entre 10-20 jours postchallenge, mais il faudra peut-être être déterminés expérimentalement.

  1. Anesthésier la souris (à l’isoflurane, 1 à 3 % dans l’air à 0,5 - 1 L/min) et vérifiez le niveau d’anesthetization en pinçant l’orteil. Appliquer une pommade ophtalmique à ses yeux.
  2. Donner à l’animal une injection Intrapéritonéale (200 µL/injection) de "en vivo-grade » substrat D-luciférine (30 mg/mL dilué dans du sérum physiologique stérile).
  3. Mesurer le BLI dans 5-10 min après l’injection du substrat luciférine (bien que l’activité BLI peut être observable chez les souris jusqu'à 45-60 min), en plaçant l’animal anesthésié en position couchée dans un système d’imagerie de petits animaux (Figure 2 ). Sélectionnez luminescentes et analyse par rayons x et acquisition d’images (Figure 3).
    1. Mesurer le rayonnement moyen (/steradian photons/s/cm2) dans certaines régions d’intérêt (ROIs) à l’aide de logiciels d’imagerie (Figure 4).
    2. Retourner l’animal de sa cage maison et surveiller jusqu'à ce qu’il a pleinement récupéré (environ 15-20 min).

4. traitement des souris avec thérapie ciblée

  1. Mesurer le niveau de référence BLI et alternez les animaux en groupes de traitement (souris/groupe de 4-8).
  2. Traiter les souris avec une injection Intrapéritonéale (200 µL/injection) du temsirolimus (0,2 - souris de 40 mg/kg) à l’aide d’un régime de cinq injections quotidiennes de IP suivie de 2 jours de repos et un cinq injections quotidiennes11supplémentaires.
  3. Mesurer l’activité de la luciférase (photons/s/cm2/steradian) 2 x par semaine tel que décrit à l’article 3 et intrigue le changement de la BLI au fil du temps. Changements dans la tumeur BLI peut être présenté sous forme d’images séries des souris (Figure 5 b).
    Remarque : Il est recommandé que la surveillance quotidienne des animaux être exécuté jusqu'à ce qu’ils présentent les symptômes suivants (généralement à moins de 45-60 jours de la contestation initiale) : poids perte (perte de plus de 10 % par rapport au poids avant l’implantation) et/ou postérieur paralysie de la branche, moment auquel ils doivent être euthanasiés en utilisant une chambre de2 CO suivie par dislocation cervicale.

5. analyse TEP/CT à l’aide de 18F-FDG à mesure change dans le métabolisme des tumeurs

  1. Rapidement les animaux dans leur cage maison en retirant leur nourriture pendant 24 h avant l’expérience afin d’éviter les excès absorption non spécifique de 18F-FDG.
  2. Préparer 18sondes F-radiomarqué FDG PET (50-100 µCi/injection de sérum physiologique stérile) le jour de l’expérience. Enregistrer le temps et des activités de la sonde de 18F-FDG avec un calibreur de dose.
    Remarque : 18F ayant une demi-vie relativement courte (environ 2 h), une préparation minutieuse et la planification de l’utilisation de ces sondes doivent être établies.
  3. Anesthésier l’animal (à l’isoflurane, 1 à 3 % dans l’air à 0,5 - 1 L/min) et le placer dans une position allongée sur un coussin chauffant avec la tête à l’autre direction. Vérifier le niveau d’anesthetization en pinçant l’orteil. Appliquer une pommade ophtalmique à ses yeux.
  4. Injecter la sonde via la veine caudale (100 µL/injection) à l’aide d’une seringue à insuline blindé 1 mL et une aiguille 26-G.
    Remarque : Une lampe chauffante peut servir à chauffer la queue, dilatation de la veine, ainsi augmenter l’efficacité des injections.
  5. Mesurer la radioactivité résiduelle dans les aiguilles et de seringues dans un calibreur de dose et noter l’activité et le temps.
    Remarque : La normalisation des souris incubation, dosage et synchronisation est indispensable pour assurer la comparabilité et la reproductibilité des données.
  6. Maintenir les souris sous anesthésie et à 37 ° C à l’aide d’un coussin chauffant pendant toute la période d’absorption (~ 45-90 min) de la sonde.
    Remarque : Il est important que les souris restent quiescentes et à 37 ° C pour éviter l’absorption non spécifique de la sonde.
  7. Échelonnez les injections de la sonde de 18F-FDG se produire à intervalles d’environ 20 – 30 min pour s’assurer une fois étiquetage similaire chez les souris.
    Remarque : Le bon flux de travail et le calendrier des injections sonde seront traduira dans des conditions optimales et reproductibles d’imagerie.
  8. Mesurer l’activité de 18F-FDG dans un système d’imagerie de TEP/CT petits animaux dans certaines régions d’intérêt qui correspondent à des tumeurs implantées (Figure 6).
    Remarque : Au début, une exposition de PET statique de 10 min et une exposition de CT 2 min sont recommandés, mais les durées d’exposition exacte peuvent doivent être déterminés expérimentalement.
  9. Rentrer les animaux de leurs cages maison et analysez-les jusqu'à ce que complètement guéri. Maison des souris dans une salle dédiée de retour pendant 24 h lors de la désintégration de la sonde aux niveaux de fond.
    Remarque : En raison de la courte demi-vie de 18F, plusieurs mesures en utilisant une sonde de frais peuvent être effectuées aussi souvent que 2 x par semaine.

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Representative Results

Dans les premières études pilotes, injections IV de cellules 8226-LUC en souris NOD/SCID n’ont pas développé des tumeurs MM BM-implanté, bien que squameuses MM les tumeurs étaient facilement forment (taux de réussite de 100 %). En revanche, défis IV avec 8226 cellules dans des souris NOG généré (à moins de 15-25 jours) des tumeurs dans le squelette (et seules rarement formés tumeurs du tissu non-squelettiques, tels que le foie ou la rate). Étant donné que les tumeurs du squelette ne pouvaient pas être confirmés visuellement en examinant physiquement les animaux, les autres méthodes devaient être considéré afin de confirmer la prise de greffe réussie de tumeur et la localisation des tumeurs au sein de la BM (Figure 1). Similaires aux rapports de Miyakawa et al. 9, IgG humaine, produite par des 8226 cellules, pouvait être détectée dans le sérum de souris NOG contestées ELISA (données non présentées), bien que ces données ont confirmé seulement prise de greffe et pas l’emplacement ou l’ampleur des tumeurs. Série imagerie des multiples animaux montre la répartition des tumeurs BM-greffée MM (Figure 4). Le BLI produite par ces greffée tumeur cellules peut alors mesurer en série et non invasive pour évaluer les changements dans la croissance tumorale et la survie chez les souris traitées avec le temsirolimus inhibiteur de mTOR (Figure 5). Enfin, analyse de la TEP/CT pour la capture de 18F-FDG dans les tumeurs a servi à démontrer le temsirolimus-changements dans le métabolisme du glucose et que cette corrélation avec les changements dans la croissance tumorale (Figure 6). Toutefois, par stablement transfectants 8226 cellules avec un allèle de la luciférase, en conjonction avec une imagerie/X-ray analyse optique, l’emplacement exact et la distribution des tumeurs MM dans le squelette de souris pourraient être rapidement et de façon non invasive déterminés.

Figure 1
Figure 1 : Confirmation de la prise de greffe de 8226-LUC cellules dans le squelette de souris. (A) NOG souris ont été infectées avec 5 x 106 cellules 8226-LUC2 IV (souris à gauche) ou avec du sérum physiologique (la souris sur la droite). Après 15 jours, les souris ont reçu une injection Intrapéritonéale de substrat D-luciférine et photographié à l’aide d’un système d’imagerie de petits animaux. (B) les souris ont été sacrifiées, les fémurs ont été prélevés et l’exsudat cellulaire BM a été récolté. L’expression de CD45 humaine a été déterminée par cytométrie de flux à l’aide d’un anticorps de CD45 PE conjugué anti-human. (C), ce panneau indique une immunohistochimie de coupes sériées de fémurs souris colorées pour hypoxie en utilisant pimonidazole (panneaux supérieure) ou humaine CD45 (panneaux de fond) dans les souris soumises à 8226 (panneaux de droite) ou une solution saline (témoins, panneaux de gauche). L’astérisque indique l’emplacement d’un gros vaisseau sanguin dans les coupes sériées. La barre d’échelle = 100 µm. s’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Figure 2
Figure 2 : souris NOG anesthésiés montrant le positionnement dans le système d’imagerie avant de mesurer le BLI signalent des greffés de la moelle osseuse des tumeurs MM. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Figure 3
Figure 3 : mise en place de l’imagerie optique et analyse par rayons x du signal bioluminescent provenant de souris NOG. Une fois que les animaux ont été contestées avec succès et la prise de greffe de tumeurs dans le BM a été confirmée, les souris peuvent être réparties au hasard entre les groupes de traitement. À divers moments au cours de l’expérience, les animaux peuvent être surveillés pour des changements dans la BLI. Parce que la procédure est non invasive, la fréquence de surveillance pourrait être modifiée pour refléter la croissance attendue des tumeurs, ainsi que la façon dont les cellules cancéreuses vont répondre rapidement à la thérapie. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Figure 4
Figure 4 : série imagerie des animaux multiples montrant la répartition des greffés de la moelle osseuse des tumeurs MM. Les régions d’intérêt (ROI) pour chaque souris sont identifiées. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Figure 5
Figure 5 : changements dans le BLI des tumeurs implantées chez les souris NOG pendant un régime thérapeutique anti-MM. (A), ce panneau indique un changement dans le rayonnement moyen (/ser p/s/cm2) dans le temsirolimus (souris de 20 mg/kg)-souris traitées de NOG contesté IV de 5 x 106 cellules. Une fois que les souris ont été observés à être positif pour les tumeurs implantées, elles ont été réparties au hasard entre différents groupes de traitement. Les souris ont reçu cinq injections d’IP par jour, suivie de 2 jours de repos et, ensuite, un cinq injections de IP supplémentaires du temsirolimus (les barres sur l’axe des abscisses indiquent les jours de traitement) ou de contrôle du véhicule. Pendant plusieurs jours, les souris ont reçu des injections d’IP de « in vivo-grade » D-luciférine et la BLI a été mesurée à l’aide d’une plateforme d’imagerie optique. Les valeurs représentent le moyen radiance (/ser p/s/cm2) ± un intervalle de confiance de 95 %. (B) ce Kaplan-Meier intrigue illustre la variation en pourcentage des souris survivants au fil du temps. Les souris qui avaient atteint les critères de point de terminaison (par exemple, une perte de poids > 10 % ou paralysie des membres postérieurs) ont été euthanasiés humainement. (C), ce panneau montre les images représentant des souris prises le jours 28, 35 et 40, indiquant des changements dans l’activité LUC. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Figure 6
Figure 6 : Série d’imagerie et des changements relatifs à l’absorption de 18F-FDG par TEP/CT. (A), ce panneau affiche série imagerie de la souris même pour l’imagerie de la bioluminescence (optical image/X-ray) et absorption 18F-FDG TEP/CT. BLI a été mesurée chez des souris anesthésiés, et l’imagerie TEP/CT de la même souris a été effectué 24 h plus tard. La souris jeûné pendant la nuit et le jour de l’étude, a reçu une injection intraveineuse de 50 µCi 18F-FDG. Les souris ont été maintenues sous anesthésie pendant l’incubation de l’absorption de sonde (60 min) et, ensuite, ont été analysés pour l’absorption de 18F-FDG par l’analyse de la TEP/CT. Tumeurs (T1 et T2) sont indiqués. H = coeur, K = rein et B = vessie. (B), ce panneau montre les changements relatifs (en pourcentage des tumeurs témoin non traité) dans l’absorption de 18F-FDG dans contrôle souris (aucun traitement) ou temsirolimus (souris de 20 mg/kg)-traité des souris (mesurés à 22, 35 et 40 jours). Les données sont présentées sous forme de moyenne (n = 5 souris) ± 1 S.D. s’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

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Discussion

Malgré la variété des modèles de xénogreffes préclinique de MM6,9,11,12,13, la possibilité d’étudier les interactions tumeur/BM dans le microenvironnement de la BM reste difficile 14. les techniques décrites ici permettent la prise de greffe rapide et reproductible des cellules tumorales 8226-LUC dans le squelette de souris NOG.

Les étapes critiques de ce protocole implique la création de lignées de cellules exprimant luciférase MM et la vérification d’une expression stable de la luciférase dans vitro15. Une fois que les lignées cellulaires ont été établies, souris NOG sont contestées par injection intraveineuse et la prise de greffe de tumeurs du squelette est confirmée en mesurant le BLI activité in vivo (généralement dans les 10-20 jours postchallenge) (Figure 1 a). L’utilisation de souris NOG est importante parce que les autres souches immunodéficients (telles que NOD/SCID) ne font pas habituellement tumeurs BM-greffée. Le taux de réussite relativement élevés d’implantation (> 90 %) et le court intervalle d’observer un signal positif de BLI rend ce modèle idéal pour un haut débit et longitudinale des modalités thérapeutiques anti-MM (Figure 4). Un autre aspect très important de ce modèle est que les lignées de cellules MM BM-greffée conservent leurs caractéristiques morphologiques et immunologiques des lignées cellulaires parent (par exemple, 8226, U266) ; Ils ont des patrons de croissance cohérente et reproductible et présentent les caractéristiques des patients maladies, notamment l’augmentation humaine IgG paraprotéine sérique et la formation de lésions osseuses.

L’avantage de cette stratégie est l’utilisation de ces techniques d’imagerie puissantes pour étudier les composants biochimiques et moléculaires du microenvironnement tumoral/BM à plusieurs reprises au cours de la progression de la maladie et en réponse aux thérapies anti-tumorales. Dans cette expérience, nous avons constaté que ciblage mTOR activité chez des souris présentant des tumeurs de myélome BM-greffée a entraîné une diminution des mesures bioluminescentes qui a pu être observée au fil du temps. En outre, nous avons constaté que les changements dans l’absorption de la sonde de 18F-FDG (Figure 6 b) dans ces tumeurs mêmes ont été corrélée à l’évolution du signal de bioluminescence (Figure 5 b). Une autre composante essentielle de cette procédure est que plusieurs variables biochimiques peuvent être mesurées au sein de la tumeur au fil du temps. Ceci est particulièrement important parce que la progression tumorale est un processus dynamique, caractérisé par des changements dans les caractéristiques de physiologie et microenvironnement tumoral. Ainsi, cette procédure, en raison de son caractère non invasif et la demi-vie relativement courte des sondes, permet de multiples analyses longitudinales des variations de la réponse tumorale au traitement.

Après avoir maîtrisé la technique, les futures applications de la technique présentent une grande souplesse. Par exemple, l’utilisation d’autres étiquettes bioluminescents ou fluorescents (p. ex., anticorps fluorescent étiquetés) peut aussi être utilisée, comme d’autres sondes marquées à la F de 18et les composés radiopharmaceutiques pour l’étude biochimique spécifique voies ou processus dans le microenvironnement tumoral/BM. En raison de la courte demi-vie de plusieurs de ces démontre, plusieurs mesures en série est possible au cours d’une expérience spécifique pour étudier la décomposition, la distribution, cinétique et absorption de la drogue. À l’aide de ce modèle de xénogreffe, la capacité de MM à utiliser la glycolyse anaérobie et autres voies métaboliques (c.-à-d., la synthèse des acides gras) à l’aide d’autres sondes (p. ex.,18F-fluoro-2deoxyglucose [18F-FDG] et 18 F-fluoro-4-THIA-palmitate [FTP])16,17, ainsi que la capacité de mesurer les effets anti-proliférante du traitement en utilisant une autre largement utilisé sonde (c.-à-d., 3'-deoxy-3'-fluorothymidine [18F] [ 18F-FLT]) peuvent être inclus dans les modèles expérimentaux. En outre, il serait possible de mesurer directement la mort des cellules en utilisant 18F-Annexin B1 pour mesurer l’apoptose in vivo18. Beaucoup de ces composés sont disponibles dans le commerce.

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Disclosures

L’auteur Kevin Francis est un employé de Perkin-Elmer.

Acknowledgments

Ce travail a été soutenu par un grant1I01BX001532 VA du mérite de l’United States département des anciens combattants affaires laboratoire recherche biomédicale et développement Service (BLRDS) à P.F. et E.C. reconnaît le soutien de la (VA Clinical Science R & D Service I01CX001388 prix de mérite) et remise en état VA R & D Service (Merit Award I01RX002604). Soutien supplémentaire provenait d’une subvention de démarrage de faculté de UCLA à J.K. Ces contenus ne représentent pas nécessairement les vues du ministère des anciens combattants ou le gouvernement américain.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
8226 human myeloma cell line ATCC CCL-155
NOD.Cg-Prkdcscid Il2rgtm1Wjl/SzJ Mice (NOG) Jackson Labs 5557
VivoGlo Luciferin substrate Promega P1041
Hypoxyprobe-1Kit HPL HP1-100
PE-CD45 (clone H130) BD Biosciences 555483 Used for flow cytometry to identify human CD45+ tumor cells in BM exudate
rabbit anti-human CD45 (clone D3F8Q) Cell Signaling Technology 70527 Primary antibody used for Immunohistochemistry of excised bone
Goat Anti-rabbit IgG (HRP conjugated) ABCAM ab205718 Seconday antibody used for Immunohistochemistry of excised bone
Dual-Luciferase Reporter Assay System Promega E1910
pGL4.5 Luciferase Reporter Vector Promega E1310
IVIS Lumina XRMS In Vivo Imaging System Perkin Elmer
Sofie G8 PET/CT Imaging System Perkin Elmer

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References

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