Summary
Het bloed trekt nodig zijn in een groot aantal studies, bijvoorbeeld om de farmacokinetiek profiel van een verbinding studie. Hier laten we zien hoe om bloed te trekken uit ratten met behulp van twee technieken: het bloed te trekken uit de vena ader of door het hart doorboren.
Abstract
Tekening bloed van knaagdieren is noodzakelijk voor een groot aantal zowel in vitro als in vivo studies. Sites van het bloed trekt talrijk zijn in knaagdieren: retro-orbitale sinus, halsader, kaak ader, vene, hart. Elke techniek heeft zijn voor-en nadelen, en sommige zijn niet goedgekeurd niet meer in sommige landen (bijvoorbeeld retro-orbitale trekt in Nederland). Een bespreking van verschillende technieken voor het tekenen van het bloed zijn verkrijgbaar 1-3. Hier presenteren we twee technieken voor het tekenen van bloed van ratten, elk met hun specifieke toepassingen.
Bloed trekken uit de vena ader, mits het goed wordt gedaan, induceert minimale leed bij dieren en vereist geen verdoving. Deze techniek maakt herhaalde trekt van kleine hoeveelheden bloed, zoals nodig is voor farmacokinetisch onderzoek 4,5, het bepalen van plasma chemie, of het bloedbeeld 6.
Cardiale punctie staat de inzameling van grote hoeveelheden bloed van een enkel dier (tot 10 ml bloed kunnen worden getrokken uit een 150 g rat). Deze techniek is daarom erg nuttig als een terminal procedure bij het opstellen bloed uit de vena zou niet een voldoende grote steekproef. We maken gebruik van cardiale lekke band toen we nodig hebben voldoende hoeveelheden van serum van een specifieke stam van ratten aan T-lymfocyten lijnen groeien in vitro 4-9.
Protocol
Tekening Bloed van Ratten via de v. saphena en door Cardiac punctie
Let op: Alle procedures moeten worden goedgekeurd door dier uw instituut de zorg en het gebruik van commissie.
1. Bloed te trekken uit de vena ader
- Deze procedure wordt uitgevoerd zonder verdoving en moet door twee personen, een die zorgt voor de rat, en een die verricht de trekking.
- Maak een kegel uit een handdoek of houd de rat met een knaagdier omgang handschoenen, het verlaten van een achterste ledematen blootgesteld.
- Scheren van de achterkant van het been met een elektrische trimmer totdat de vene zichtbaar is. Shave een groot genoeg gebied, zodat er geen haren in contact komen met de prikplaats. Gebruik een kleine hoeveelheid niet-geurende lotion de hand aan de niet-geschoren haar weg te houden van de prikplaats.
- Maak een compressie-punt aan de onderkant van het been naar de vena ader uitpuilen (vergelijkbaar met het gebruik van een tourniquet bij het opstellen bloed van een mens of een groot dier) te maken. Prik de ader met behulp van een 20G naald en schep het bloed als het gaat met behulp van een microvette. Pompen met het been zal helpen trekken meer bloed. Als je voldoende bloed verzameld, het bezit van een schoon kompres op de prikplaats om het bloeden te stoppen.
2. Bloed af te nemen door het hart doorboren
- Deze procedure vereist anesthesie en is terminal. Dieren moeten onmiddellijk worden gedood aan het einde van een cardiale lekke band.
- Bereid een 5 ml spuit met een naald 23G1.
- Diep anesthesize de rat en controleer voor anesthesie door het ontbreken van spontane beweging, trage ademhaling, en het uitblijven van een reactie op prikkels (zoals knijpen een teen). Om ervoor te zorgen langdurige anesthesie, plaats een spuit met een papieren handdoek gedrenkt in vluchtige anesthetica op de neus van de rat tijdens de procedure.
- Leg de rat op zijn rug, van u af.
- Als u rechtshandig bent, plaats je linker wijsvinger op het niveau van de laagste ribben, zonder toepassing van enige druk. Het hart zal worden gevestigd ~ 1 cm boven dit punt, iets naar rechts.
- Het houden van uw spuit op een hoek van 45 graden, steek de naald tussen twee ribben en kijk uit naar een druppel bloed te komen in de naald. Dit is een indicatie dat u zich in het hart. Zonder dat je je spuit, trek aan de zuiger om de spuit te vullen. Zodra de spuit vol is, voorzichtig los te koppelen van de naald en maak het leeg in een buis. De spuit kan dan opnieuw worden bevestigd aan de naald voor het tekenen van meer bloed. Het moet mogelijk zijn tot 5-10 ml bloed trekken uit een 120 tot 180 g rat.
- Meteen laten inslapen van de rat.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Tekening bloed uit de vene is een handige manier om kleine hoeveelheden bloed te krijgen zonder verdoving. Als herhaald bemonstering noodzakelijk is, controleer regelgeving om ervoor te zorgen u niet al te veel bloed trekken uit een rat.
Tekening bloed door hart-prik is een handige manier om grote hoeveelheden bloed te krijgen, maar dit is een terminal procedure. Het dier moet worden gedood aan het einde van het bloed te trekken.
Deze technieken (zoals alle technieken op levende dieren) moet eerst worden gedaan in de aanwezigheid van een dierenarts of een veterinaire technicus die in staat zal zijn om te beoordelen dat de dieren goed worden behandeld en niet onderworpen aan onnodige pijn en / of nood.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Materials
| Name | Type | Company | Catalog Number | Comments |
| Needle 20G 1/2 | Tool | BD Biosciences | 305176 | For puncturing the saphenous vein |
| Microvette 300 | Tool | Sarstedt Ltd | 20.1308.100 | To collect blood from the saphenous vein |
| Electric trimmer | Tool | Braintree Scientific, Inc. | CLP-32130 | |
| Needle 23 G 1 | Tool | BD Biosciences | 305145 | For cardiac puncture |
| 5 ml plastic syringe, slip tip | Tool | Fisher Scientific | 14-826-12 | For cardiac puncture |
References
- Van Herck, H., Baumans, V., Brandt, C. J. W. M., Boere, H. A. G., Hesp, A. P. M., Van Lith, H. A., Schurink, M., Beynen, A. C. Blood sampling from the retro-orbital plexus, the saphenous vein and the tail vein in rats: comparative effects on selected behavioural and blood variables. Laboratory Animals. 35, 131-139 (2001).
- Luzzi, M., Skoumbourdis, E., Baumans, V., Conte, A., Sherwin, C., Kerwin, A., Lang, T., Morton, D., Barley, J., Moreau, E., Weilenmann, R. F., Reinhardt, V. Collecting blood from rodents: a discussion by the laboratory animal refinement and enrichment forum. Animal Technology and Welfare. 4, 99-102 (2005).
- Angelow, O., Schroer, R. A., Heft, S., James, V. C., Noble, J. A comparison of two methods of bleeding rats: the venous plexus of the eye versus the vena sublingualis. Jounal of Applied Toxicology. 4, 258-260 (2006).
- Beeton, C., Wulff, H., Barbaria, J., Clot-Faybesse, O., Pennington, M., Bernard, D., Cahalan, M. D., Chandy, K. G., Beraud, E. Selective blockade of T lymphocyte K+ channels ameliorates experimental autoimmune encephalomyelitis, a model for multiple sclerosis. Proc. Natl. Acad. , 13942-13947 (2001).
- Beeton, C., Pennington, M. W., Wulff, H., Singh, S., Nugent, D., Crossley, G., Khaytin, I., Chen, C. Y., Calabresi, P. A., Chandy, K. G. Targeting effector memory T cells with a selective peptide inhibitor of Kv1.3 channels for therapy of autoimmune diseases. Mol. Pharmacol. , 1369-1381 (2005).
- Beeton, C., Wulff, H., Standifer, N. E., Azam, P., Mullen, K. M., Pennington, M. W., Kolski-Andreaco, A., Wei, E., Grino, A., Counts, D. R., Wang, P. H., LeeHealey, C. J., Andrews, B. S., Sankaranarayanan, A., Homerick, D., Roeck, W. W., Tehranzadeh, J., Stanhope, K. L., Zimin, P., Havel, P. J., Griffey, S., Knaus, H. G., Nepom, G. T., Gutman, G. A., Calabresi, P. A., Chandy, K. G. Kv1.3 channels are a therapeutic target for T cell mediated autoimmune diseases. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. , 17414-17419 (2006).
- Beeton, C., Barbaria, J., Devaux, J., Benoliel, A. -M., Gola, M., Sabatier, J. -M., Bernard, D., Crest, M., Beraud, E. Selective blocking of voltage-gated K+ channels treats experimental autoimmune encephalomyelitis and inhibits T-cell activation. J. Immunol. , 936-944 (2001).
- Devaux, J., Forni, C., Beeton, C., Barbaria, J., Beraud, E., Gola, M., Crest, M. Myelin basic protein-reactive T cells induce conduction failure in vivo but not in vitro. Neuroreport. , 317-320 (2003).
- Beeton, C., Chandy, K. G. Induction and monitoring of adoptive delayed type hypersensitivity in rats. Journal of Visualized Experiments. 8, (2007).
