Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Behavior
Click here for the English version

Behavior

Duração da Refeição como Medida de Respostas Nociceptivas Orofacial em Roedores

Published: January 10, 2014 doi: 10.3791/50745
Automatic Translation
1, 1
1Department of Biomedical Sciences, Texas A&M University Baylor College of Dentistry

Summary

Um alongamento na duração da refeição representa o comportamento orofacial nociceptivo em roedores semelhante ao comportamento de guarda dos seres humanos com dor orofacial. Comer é um comportamento que não requer treinamento ou manipulação animal, requer participação cortical, e não está competindo com outros comportamentos induzidos experimentalmente, distinguindo este ensaio de reflexos alternativos ou medidas operárias.

Abstract

Um alongamento na duração da refeição pode ser usado para medir um aumento da hiperalgesia mecânica orofacial com semelhanças com o comportamento de guarda dos seres humanos com dor orofacial. Para medir a duração da refeição, ratos sem restrições são continuamente mantidos em módulos de alimentação atenuados e informatizados por dias a semanas para registrar o comportamento alimentar. Estas câmaras atenuadas ao som são equipadas com distribuidores de pelotas de chow. O dispensador tem um cocho de pelotas com um feixe de fotos colocado na parte inferior do cocho e quando um roedor remove uma pelota do alimentador por este feixe não está mais bloqueado, sinalizando o computador para soltar outra pelota. O computador registra a data e a hora em que as pelotas foram retiradas do cocho e a partir destes dados o experimentador pode calcular os parâmetros da refeição. Ao calcular os parâmetros da refeição, uma refeição foi definida com base em trabalhos anteriores e foi fixada em 10 minutos (ou seja, quando o animal não come por 10 minutos que seria o fim da refeição do animal) também o tamanho mínimo da refeição foi fixado em 3 pelotas. A duração da refeição, o número da refeição, a ingestão de alimentos, o tamanho da refeição e o intervalo entre as refeições podem então ser calculados pelo software por qualquer período de tempo que o operador desejar. Dos parâmetros de alimentação que podem ser calculados a duração da refeição tem se mostrado um marcador biológico contínuo não invasivo de nocicepção orofacial em ratos machos e ratos e ratos fêmeas. As medidas de duração da refeição são quantitativas, não exigem treinamento ou manipulação animal, requerem participação cortical e não competem com outros comportamentos induzidos experimentalmente. Esses fatores distinguem este ensaio de outros métodos operísticos ou reflexos para gravação de nocicepção orofacial.

Introduction

Modelos animais têm sido utilizados para estudar dor e nocicepção associadas a danos orofaciais e ou inflamação1,2, mas a falta de modelos animais adequados resulta em uma compreensão incompleta dos mecanismos. Embora os modelos atuais nos ajudem a entender vários mecanismos envolvidos na dor orofacial aguda e crônica, existem pontos fortes e fracos nesses modelos animais.

Muitos modelos medem respostas nociceptivas comportamentais por curtas durações. O preparo facial é uma resposta comportamental conhecida após a constrição dos nervos faciais3. Outros estudos mediram a esfregação facial com o antebraço ipsilateral ou o lábio traseiro, bem como, o vacilo da cabeça após a administração de injeções de formalina na articulação temporomandibular (TMJ) ou lábio4-7. As latências de retirada da cabeça são outro modelo para medir o comportamento nociceptivo onde um medidor de analgesia de movimento de cauda modificado é usado para quantificar a resposta nociceptiva (ou seja, retirada da cabeça) após aplicar calor na almofada de vibrissae raspada de um rato8. A atividade muscular digastrica e masseter também foi registrada como uma correlação de dor após injeções de glutamato no TMJ9. Outro estudo mediu mudanças nos parâmetros do sono para avaliar respostas nociceptivas em ratos do sexo masculino e feminino com TMJ inflamado, esses parâmetros incluíram latência do sono, movimento rápido dos olhos (REM), porcentagem de sono não-REM e percentual de sono REM10. A maioria dos modelos animais que medem respostas nociceptivas comportamentais utilizam um curto período de tempo, ou seja, minutos para horas por dia11-14. Além disso, a maioria dos testes de modelos animais ocorre durante a fase de luz e em um animal noturno, como um rato, isso pode causar estresse que pode confundir os resultados nociceptivos15-18. Os ensaios acima medem a resposta nociceptiva em condições orofaciais variadas, mas por curta duração e, portanto, só podem ser usados para estudar distúrbios agudos. Um ensaio alternativo tem usado a expressão facial como medida de nocicepção de duração moderada, mas essa metodologia pode ser subjetiva19.

Para avaliar a nocicepção orofacial persistente ou crônica, alguns utilizaram a aplicação de um filamento von Frey na superfície da pele para avaliar a sensibilidade mecânica de animais submetidos à constrição nervosa ou inflamação TMJ3,20. Liverman et al. 2009 mediram as respostas de abstinência usando monofilamentos classificados após injeções de CFA no músculo masseter de ratos 21,22. Yamazaki et al. 2008 injetaram o TMJ com CFA e, em seguida, ao longo de 14 dias quantificaram comportamentos nociceptivos para estimulação mecânica ou térmica ou fria aplicada sobre a região do TMJ. Infelizmente, esses ensaios comportamentais nociceptivos envolvem a contenção animal, que produz hormônios do estresse, aprendizado ou comportamentos alternativos que podem interferir nos desfechos medidos.

Modelos para medir o nociception em dentes utilizam o reflexo de abertura da mandíbula, mas este método pode ser não confiável23 ou impreciso24. A atividade eletromiográfica tem sido usada para medir a nocicepção do dente25,mas este método normalmente exige que o animal esteja inconsciente, embora em um estudo a nocicepção do dente tenha sido investigada em ratos em movimento livre26. Em 2008, Khan estudou a relação entre nocicepção dentária e função mastigatória usando um medidor de tensão sensível27, mas este modelo de duração da mordida requer a restrição do animal da atividade normal 28. A força da mordida é uma medida confiável de dor dentária em humanos, mas porque os ratos requerem treinamento e/ou contenção para medir a força da mordida uma fonte de estresse é introduzida que pode produzir achados com significado fisiológico questionável29-31

Algumas limitações de contenção e estresse podem ser superadas usando um desenho operante para avaliar comportamentos nociceptivos. Um modelo operante usa evitar uma temperatura desconfortável para avaliar e caracterizar nocicepção orofacial32-35. Este modelo de conflito de recompensas é baseado em uma recompensa de leite adoçado para induzir o roedor a posicionar seu rosto voluntariamente contra uma sonda térmica aquecida ou resfriada34,36. No entanto, o teste requer treinamento em animais, mas uma força do ensaio é que os dados são coletados de forma automatizada.

Outro modelo animal usou disfunção de roer induzida pela nocicepção como índice de nocicepção orofacial37. No entanto, o roedor está confinado a um tubo e sua única fuga é roer através de um dowel para sair. Uma vantagem deste modelo é que ele mede a função da mandíbula após lesão aguda ou crônica da mandíbula em camundongos. No entanto, o roedor está confinado, o que adiciona um comportamento de competição alternativa confuso, ou seja, fuga, o que seria estressante e, portanto, poderia influenciar os resultados do ensaio de não-concepção.

A duração da refeição tem sido usada para medir a nocicepção em animais com artrite TMJ38-41,exposição à polpa dentária42e dano muscular43. Um roedor que experimentou nocicepção orofacial comeu mais lentamente depois que o animal iniciou uma refeição. Pacientes que experimentam dor de TMJ também demoram mais para mastigar seus alimentos e o comprimento do ciclo diminui quando a dor do TMJ é diminuída44-46. Espera-se que o alongamento da duração da refeição quando a dor do TMJ esteja presente seja um "comportamento de guarda", operacionalmente definido como comportamento nociceptivo47.

A duração da refeição mede a nocicepção TMJ usando um método não invasivo por até 19 dias em ratos machos e fêmeas e 6 dias (período mais longo testado) em camundongos machos e poderia ser descrito como um marcador biológico de nocicepção38-41. Em apoio à medida que a duração da refeição mede as respostas nociceptivas, a nocicepção pode ser reduzida por intervenção farmacológica fazendo com que a duração da refeição do animal volte ao normalde 38,40,41. Isso também foi confirmado quando neurônios nociceptivos foram destruídos usando capsaicina; após a destruição nervosa, a duração da refeição dos animais não foi aumentada após a injeção de CFA no TMJ 40.

Abaixo está o protocolo sobre como obter e analisar estatisticamente os dados de duração da refeição.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Neste modelo, os ratos ou ratos receberam comida e água ad libitum. O Texas A&M University Baylor College of Odontologia Institutional Animal Care and Use Committee aprovou todos os protocolos experimentais. Abaixo as configurações específicas são mostradas em itálico e são utilizadas especificamente para o modelo de artrite TMJ de rato. Os camundongos também podem ser utilizados neste modelo e podem ser utilizados modelos alternativos de dor dentária e dor miogênica orofacial, bem como42,43.

1. Configurações de software

  1. Carregue o software Animal Monitor para as unidades alimentadoras no computador.
  2. O software Animals Monitor agora é aberto clicando no ícone e, na seleção do menu de arquivo, escolha a opção "configuração" pull down.
  3. Na janela "Configuração do Monitor Animal" desmarque a caixa intitulada "Entrada Entregue de Pelota"(Figura 1A).
    Nota: Esta caixa geralmente é verificada na fábrica por padrão. Desmarque essa opção. Uma vez que o investigador desmarque esta opção, os resultados estão sendo registrados pela remoção de uma pelota do cocho, em vez de quando uma pelota está sendo dispensada.
    Nota: Quando a caixa "Nomeação automática de arquivos" for verificada, o software nomeará automaticamente os arquivos(Figura 1A). Esta caixa geralmente é verificada na fábrica por padrão.
  4. Defina as luzes do temporizador para acender às 6:00 (6:00) e para desligar às 20:00 (20:00).
    Nota: o hardware das unidades alimentadores foi modificado para que as luzes dentro das caixas não sejam controladas pelo software, mas sejam conectadas em vez de um temporizador isolado de 24 horas. Assim, o "House Light" indicado no software de configuração não estava funcional nesses exemplos.
  5. Selecione o menu de puxar para baixo e escolha Experimentar. Aparece uma janela com o título "Caixa 01 -"(Figura 1B).
  6. Insira o nome do arquivo sob o qual os dados serão salvos nesta janela.
    Nota: se nenhum nome de arquivo for inserido, os arquivos de dados serão automaticamente nomeados pelo software. Detalhes do experimento podem ser adicionados nesta janela e salvos com os arquivos de dados. As informações na janela também podem ser salvas e usadas para experimentos subsequentes.
  7. Digite um número maior do que o tempo total do experimento na caixa de entrada intitulada "Comprimento do experimento (dias):".
    Nota: Isso garantirá que o software salve os dados até que o experimento seja concluído, um erro pode ser na definição desse valor muito curto, o que impedirá o software de registrar os dados mesmo que os animais ainda estejam nos módulos de alimentação.
  8. Digite 24 na caixa de entrada intitulada "Número de Horas em um Dia".
    Nota: o comprimento pode ser modificado às especificações do experimentador.
  9. Digite 10 na caixa intitulada "Critérios de término do período de refeição (min):"
    Nota: para ratos foi definida uma refeição utilizando-se um critério final de refeição de 10 minutos com base em estudos anteriores48 (ou seja, uma refeição foi apoiada antes e depois por um período de 10 minutos sem pelotas sendo tomadas) e o tamanho mínimo da refeição foi definido em três pelotas por refeição neste pacote de software.
  10. Digite 45 na caixa intitulada "Pellet Size (mg)". Se um indivíduo quisesse usar a entrada de ratos 20 dentro desta janela.
  11. Para ratos adicione 45 mg de pelotas de sopa de roedores ao funil do distribuidor alimentador.
    Nota: para ratos adicione 20 mg de pastilhas de roedores ao funil de comida.
  12. Na seção "Fase" da janela Experimentar, entre o termo Dia no campo "Nome" e no campo "# de Horas" tipo 24(Figura 1B).
    Nota: abaixo da seção "Fase" há dois grandes campos abertos. O primeiro grande campo aberto será povoado pelo texto inserido nos campos anteriores "Fase" e "Nome".
  13. O próximo grande campo aberto terá o cabeçalho "Fase do Dia" Entre no campo intitulado "Nome" da palavra Luz e entre no campo intitulado "Por cento" o número 60.
    Nota: este texto inserido irá povoar o campo grande abaixo.
  14. Em seguida, entre no campo intitulado "Nome" a palavra Escuro e entre no campo intitulado "Por cento" o número 40. Nota: com essas entradas 60% do dia serão atribuídas à fase de luz e 40% serão atribuídas à fase escura. Quando o software calcular os padrões de refeição, essas informações serão usadas. Essas configurações típicas para animais fêmeas ciclistas que são mantidos em um ciclo claro/escuro 14:10.
  15. Selecione o botão "Definir todas as caixas como esta". Salve essas informações e, em seguida, acerte OK.
  16. A tela "Start Boxes" é exibida, selecione os alimentadores para ativar e aperte OK (Figura 1C).
  17. Em seguida, as janelas de run-time do Monitor Animal aparecerão com os dados do padrão da refeição(Figura 1D).
    Nota: monitore e grave o "# de Pelotas Dispensadas" desta janela para determinar a saúde atual do rato. Um rato macho saudável pesando cerca de 300 g normalmente come entre 300-800 45 mgs de pelotas por dia.
  18. Os arquivos são gerados diariamente e salvos automaticamente que têm um . Extensão CSV. Abra esses arquivos para recuperar dados de padrão de refeição, como consumo de alimentos, número de refeição, duração da refeição, tamanho da refeição ou intervalo intermeal. Os intervalos para esses padrões de refeição podem ser calculados durante todo o dia ou para uma fase do dia, como a fase Escura e Luz. Como observado acima, as configurações são para um ciclo claro/escuro de 14:10. Os dados brutos de quando cada pelota foi removida do cocho também são registrados como crus . Arquivo CSV.
    Nota: Nas versões mais antigas do software, um tamanho mínimo de refeição de 3 pelotas não é utilizado nos cálculos para geração do . Arquivo CSV.  Além disso, para obter a duração média da refeição usando o software mais antigo você deve subtrair 10 minutos dos valores na coluna Duração média da refeição do . Arquivo CSV.
    Quando o software estiver operando, o operador pode selecionar manualmente a opção de puxar o menu de arquivos e selecionar diariamente "salvar dados brutos". Isso salvará os dados brutos para um período de 24 horas em vez de todo o experimento. Esses dados brutos podem ser processados por software alternativo a critério do usuário.
    Nota: nos resultados mostrados usamos software alternativo para incluir um tamanho mínimo de refeição de 3 pelotas.

2. Ensaio de duração da refeição

  1. Coloque ratos individuais nas câmaras atenuadas pelo som equipadas com alimentadores de pelotas ativados por computador de fotobeam.
    Nota: nestas unidades de alimentação há garrafas de água graduadas e panelas de resíduos em que uma folha de papel absorvente espesso é colocada. No funleiro do alimentador podem ser adicionadas 45 mg de pastilhas de roedores para ratos ou pelotas de 20 mg de roedores para ratos. As pelotas de chow são distribuídas em um cocho de alimentação em forma de V e na parte inferior deste cocho há um feixe de fotos. Uma pelota distribuída no cocho será detectada quebrando este feixe de fotos. Uma vez que um rato remove esta pelota do alimentador através do feixe de fotos é restaurado e isso sinaliza o computador para soltar outra pelota. A restauração do fotobeam também aciona o computador para registrar a data e a hora e mantém uma contagem de execução das pelotas dispensadas. Esta contagem de pelotas é então analisada para determinar a ingestão de alimentos, número de refeição, duração da refeição, tamanho da refeição ou intervalo intermeal durante qualquer parte do dia usando o software Med Assoc. Inc. Mais uma vez o cru. O arquivo de dados CSV pode ser analisado pelo software externo39,40,49-51.
  2. Registo o número total de pelotas comidas, a quantidade de água consumida e o peso dos animais para discernir a saúde geral dos ratos durante a experimentação.
  3. Enxágüe garrafas de água e encha com água doce diariamente e adicione comida ao funil alimentador quando necessário.
  4. Despeje a panela de lixo e o papel absorvente espesso sob a gaiola diariamente e sopre a poeira de mover parte do alimentador diariamente usando ar de alta pressão.
    Nota: é necessário equipamento de proteção pessoal (por exemplo, vestidos, luvas, máscaras e máscaras).
  5. Remova pisos, panelas de resíduo e garrafas de água após a conclusão do experimento e lave esses componentes. Além disso, remova os eletrônicos de alimentação da lavagem de caging à mão ou em uma lava-louças.

3. Indução da Artrite TMJ

  1. Coloque os animais nos alimentadores pelo menos 4 dias antes da experimentação.
    Nota: esses dados serão relatados como pré-dias para obter um comportamento de alimentação de linha de base. Em seguida, os animais são removidos do alimentador para tratamento. Um tipo de tratamento foi induzir um TMJ artrítico. Para este modelo, os ratos são injetados com adjuvante completa de Freund (CFA) às 08:00 (ou seja, início da fase de luz) depois que os ratos são anestesiados com isoflurano (fluxo de 5%).
  2. Injete 250 mg de CFA em 50 L bilateralmente no espaço periarticular de cada TMJ.
    Nota: no exemplo (Figura 2) 250 mgs de CFA em 50 L foram injetados em cada TMJ, mas doses tão baixas quanto 10 mgs em volumes tão pequenos quanto 15 μl são eficazes em períodos mais curtos de tempo52.
  3. Controle de injeção ratos TMJ com 50 L de 0,9% salino. Nota: todos os animais foram móveis dentro de 5 minutos ou menos após a indução da anestesia. No caso de uma dose menor de CFA ser dada em menor volume, os ratos de controle receberiam esse mesmo volume de soro fisiológico.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

A duração da refeição é uma correlação comportamental da dor orofacial e as medidas de duração da refeição foram aplicadas em animais com artrite TMJ(Figura 2) e cárie dentária(Figura 3). Em um experimento, os ratos tiveram artrite TMJ após administrar uma alta dose de 250 mg de CFA e este tratamento induziu um aumento significativo na duração da refeição por 19 dias(Figura 2). Uma dose menor de CFA (10 mg) injetada em cada junta TMJ produziu um aumento menor na duração da refeição por apenas 2-3 dias52 indicando uma resposta de dose para a administração do CFA usando este ensaio de duração da refeição. A duração da refeição mediu respostas nociceptivas na região orofacial, mas não detectou resposta da artrite dentro do joelho(Figura 2).

Em um segundo experimento, a duração da refeição também detectou respostas nociceptivas em ratos com exposição à polpa(Figura 3). A exposição à polpa resultou em cárie dentária e foi modelo para dor de dente em humanos42. Outros padrões de alimentação, como consumo alimentar, número de refeição e tamanho da refeição, não mudam tão grandemente nem por um período tão longo quanto a duração da refeição sugerindo que esses outros padrões de refeição não são tão sensíveis para a resposta nociceptiva como a duração da refeição39. À medida que a duração da refeição aumenta significativamente, há tendências tipicamente não significativas no número de refeições e no tamanho da refeição que resultam na ingestão de alimentos estar quase normal, de modo que o peso corporal do animal tratado seja igual ao dos animais de controle ou sham.

A partir dos dados da Figura 1 e dos dados de desvio médio e padrão anteriores38-42 para calcular uma diferença significativa entre grupos de tratamento de pelo menos 2 minutos com um poder de 80% (usando ANOVA) exigiria cerca de 9 animais/grupo de tratamento.

Figure 1
Figura 1. Capturas de tela do Software Animal Monitor. O painel 1A é a janela de configuração do monitor animal. Painel 1B é a janela que aparece quando o menu de puxar para baixo é selecionado e o Experimento é escolhido a partir deste menu. Painel 1C é a janela que permite a ativação seletiva de unidades alimentador específicas. O painel 1D é a próxima janela que aparece e é intitulada Animal Monitor. Esta janela mostra o cálculo em tempo real para os parâmetros de refeição para as unidades alimentador ativas. Clique aqui para ver imagem maior.

Figure 2
Figura 2. A duração da refeição foi significativamente alongada por 19 dias em ratos machos com articulações temporomandibulares artríficas (TMJ). Para o grupo controle, os ratos Sprague Dawley receberam uma injeção de 50 L salino em cada TMJ (SALINE/TMJ, n = 13). No grupo experimental 250 g do adjuvante completo de Freund (CFA) foi injetado no TMJ (CFA/TMJ, n = 14) ou joelho (KNEE/CFA, n = 7). Os dados de duração da refeição foram calculados para um dia antes da injeção (0) e para os dias 1-21 (1, 2, 3, etc.)após TMJ ou injeção de joelho. Cada articulação foi examinada por dissecção após o teste comportamental para verificar o local da injeção. Os valores são dados como meios ± MEI. ANOVA bidirecional com medidas repetidas com tratamento de variáveis independentes (soro fisiológico e CFA) e tempo e duração da refeição variável dependente foram utilizados nesses estudos. Observou-se efeito principal significativo para o tratamento da ECT, F(2, 31)=4,7, p<0,05. Os dados foram analisados ainda usando o teste pós-hoc de Duncan. Para a = p<0,05 foi feita uma comparação entre o grupo SALINE/TMJ e o grupo CFA/TMJ. Para b = p<0,05 foi feita uma comparação entre o grupo CFA/TMJ e o grupo CFA/KNEE.

Figure 3
Figura 3. Seis molares maxilares de ratos machos Spraque Dawley foram expostos e a duração da refeição foi medida por 6 dias após a cirurgia. Os ratos de controle não fizeram a cirurgia de exposição à polpa, mas fizeram anestesia administrada. ANOVA bidirecional com medidas repetidas utilizando as variáveis independentes de tratamento (controle, exposição) e tempo e a duração da refeição variável dependente foi utilizada para analisar os dados de duração da refeição. Observou-se efeito principal significativo para exposição à polpa, F(1, 12)=66, P<0,001. Os dados foram analisados ainda usando o teste pós-hoc de Duncan. Ao comparar o controle versus o rato que teve seus molares expostos * = p<0,05, ** = p<0,01. Médias ± SEM. Cinco ratos estavam em cada grupo de tratamento.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Pacientes com dor orofacial relatam aumento da dor com aumento do tempo de mastigação, de tal forma que, o ciclo de mastigação alonga quanto mais tempo o indivíduo vem mastigando45,53-56. Nosso ensaio comportamental permite testes semelhantes em ratos e camundongos ao medir a duração da refeição39. Um estudo recente não publicado sugeriu que os testes de filamento de von Frey tiveram maior sensibilidade do que as medidas de duração da refeição, mostrando uma mudança significativa por um período mais longo, mas o teste de filamento de von Frey pode ter um componente de resposta reflexa, enquanto as medidas de duração da refeição requerem processamento por regiões do sistema nervoso central. Assim, a sensibilidade poderia ser maior com os testes de filamento de von Frey, mas a resposta poderia refletir, em parte, um reflexo. No embora, o tratamento com drogas que têm efeitos centrais modificam os resultados dos testes de filamento sugerindo que o ensaio reflete alguns aspectos do processamento central da dor57.

No ensaio da duração da refeição, o número total de pelotas distribuídas deve ser monitorado diariamente. Um rato macho normalmente ingere 400-800 das pelotas de 45 mg e um rato fêmea vai ingerir 300-600 pelotas. Caso o valor diário da pelota seja menor do que esses valores típicos, o experimentador deverá verificar as unidades alimentados, caso o distribuidor de pelotas caia 5 pelotas após a remoção de uma pelota do cocho; o sensor de pelotas perto do funil de pelotas (não no cocho) pode estar empoeirado e exigir limpeza. Mesmo que o dispensador esteja soltando 5 pelotas, o computador indicará que apenas uma pelota foi descartada (dando a contagem baixa). Assim, se cinco ou uma pelota está no cocho do computador só registra um evento. Após a limpeza do sensor, uma única pelota deve ser dispensada após a remoção de uma pelota do cocho do alimentador. Alternativamente, pode-se substituir o sensor. Se o valor diário da pelota for maior do que esses valores típicos, os sensores no cocho de alimentação podem estar empoeirados e requerem limpeza. Limpe os sensores e verifique no dia seguinte para determinar se o número de pelotas caiu dentro da faixa típica.

A duração da refeição é um ensaio comportamental que pode ser afetado pelas diferenças de espécies. Em um estudo anterior usando camundongos com artrite TMJ39 havia cepas de camundongos que acumulariam as pelotas. Os ratos pegavam as pelotas do cocho do alimentador e soltavam as pelotas no canto da gaiola e na panela de lixo em vez de comer a pelota. Devido ao comportamento de acumulação, as medidas do padrão da refeição não refletiriam a velocidade com que o rato estava comendo e não refletiriam o nível de hiperalgesia mecânica dos camundongos com artrite TMJ. Um método de solução de problemas desse comportamento de acumulação foi a triagem dos ratos na fase de pré-tratamento. De estudos anteriores, cerca de 40-70% dos camundongos acumulariam mais de 5% do total de pelotas tomadas. Isso resultou em mudanças significativas nos dados do padrão da refeição. Para eliminar o problema de acumulação, os ratos foram pré-selecionados para que acumulassem menos de 5% de suas pelotas. Foram realizados experimentos com os animais pré-selecionados e o comportamento de acumulação foi monitorado durante todo o experimento. Os animais que acumularam mais de 5% de sua ingestão total de alimentos durante qualquer ponto do experimento foram eliminados dos resultados. Dois problemas com esse processo de pré-seleção foram um, leva tempo para pré-triagem de ratos suficientes para obter o número de animais para completar o experimento e segundo, o processo requer a triagem de muitos animais, a maioria dos quais não serão usados para experimentação resultando em custo excessivo.

Em conclusão a duração da refeição é uma medida quantitativa que não é subjetiva ao experimentador. Como métodos operáveis comer é um comportamento que requer participação cortical, mas comer é diferente de muitas medidas de reflexo, como arranhões, cabelos von Frey ou calor. Ao medir a duração da refeição, o animal não precisa ser treinado antes de testar nem ser imobilizado ou manuseado, o que pode agravar tensões e comportamentos alternativos. As medidas de duração da refeição são contínuas, por isso o teste ocorre no escuro, bem como na fase de luz, em contraste com os testes na fase de luz quando o roedor normalmente dorme. As medições de duração da refeição podem ocorrer por dias, em oposição a outros métodos em que o teste é realizado brevemente em intervalos de tempo específicos. Essas vantagens fazem da medição da duração da refeição uma poderosa ferramenta para estudar os mecanismos de nocicepção na região da cabeça.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Não há nada para revelar.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Animal Monitor software Med Assoc. Inc SOF-710 East Fairfield, VT
Dustless Precision Pellets, Rodent, Grain-Based  Bio-Serv F0165 45 mg pellets, 50,000/box
Dustless Precision Pellets, Rodent, Grain-Based  Bio-Serv FO163 20 mg pellets
Complete Freund's Adjuvant Chondrex, Inc. 7001 No loger provides the 5 mg/ml concentration.  Can use CFA from other sources as long as the investigator consistently uses this source

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Khan, A., Hargreaves, K. M. Animal models of orofacial pain. Methods Mol. Biol. 617, 93-104 (2010).
  2. Fried, K., Sessle, B. J., Devor, M. The paradox of pain from tooth pulp: low-threshold #34;algoneurons#34;. Pain. 152, 2685-2689 (2011).
  3. Vos, B. P., Strassman, A. M., Maciewicz, R. J. Behavioral evidence of trigeminal neuropathic pain following chronic constriction injury to the rat's infraorbital nerve. J. Neurosci. 14, 2708-2723 (1994).
  4. Roveroni, R. C., Parada, C. A., Cecilia, M., Veiga, F. A., Tambeli, C. H. Development of a behavioral model of TMJ pain in rats: the TMJ formalin test. Pain. 94, 185-191 (2001).
  5. Botelho, A. P., Gameiro, G. H., Tuma, C. E., Marcondes, F. K., deArruda Veiga, M. C. The effects of acute restraint stress on nociceptive responses evoked by the injection of formalin into the temporomandibular joint of female rats. Stress. 13, 269-275 (2010).
  6. Fischer, L., Arthuri, M. T., Torres-Chavez, K. E., Tambeli, C. H. Contribution of endogenous opioids to gonadal hormones-induced temporomandibular joint antinociception. Behav. Neurosci. 123, 1129-1140 (2009).
  7. Multon, S., et al. Lack of estrogen increases pain in the trigeminal formalin model: a behavioural and immunocytochemical study of transgenic ArKO mice. Pain. 114, 257-265 (2005).
  8. Nag, S., Mokha, S. S. Testosterone is essential for alpha(2)-adrenoceptor-induced antinociception in the trigeminal region of the male rat. Neurosci. Lett. 467, 48-52 (2009).
  9. Cairns, B. E., Sim, Y., Bereiter, D. A., Sessle, B. J., Hu, J. W. Influence of sex on reflex jaw muscle activity evoked from the rat temporomandibular joint. Brain Res. 957, 338-344 (2002).
  10. Schutz, T. C., Andersen, M. L., Silva, A., Tufik, S. Distinct gender-related sleep pattern in an acute model of TMJ pain. J. Dent. Res. 88, 471-476 (2009).
  11. Chattipakorn, S. C., Sigurdsson, A., Light, A. R., Narhi, M., Maixner, W. Trigeminal c-Fos expression and behavioral responses to pulpal inflammation in ferrets. Pain. 99, 61-69 (2002).
  12. Roveroni, R. C., Parada, C. A., Cecilia, M., Veiga, F. A., Tambeli, C. H. Development of a behavioral model of TMJ pain in rats: the TMJ formalin test. Pain. 94, 185-191 (2001).
  13. Chidiac, J. J., et al. Nociceptive behaviour induced by dental application of irritants to rat incisors: a new model for tooth inflammatory pain. Eur. J. Pain. 6, 55-67 (2002).
  14. Chudler, E. H., Byers, M. R. Behavioural responses following tooth injury in rats. Arch. Oral Biol. 50, 333-340 (2005).
  15. Suarez-Roca, H., Quintero, L., Arcaya, J. L., Maixner, W., Rao, S. G. Stress-induced muscle and cutaneous hyperalgesia: differential effect of milnacipran. Physiol. Behav. 88, 82-87 (2006).
  16. Quintero, L., et al. Repeated swim stress increases pain-induced expression of c-Fos in the rat lumbar cord. Brain Res. 965, 259-268 (2003).
  17. Bodnar, R. J., Kordower, J. H., Wallace, M. M., Tamir, H. Stress and morphine analgesia: alterations following p-chlorophenylalanine. Pharmacol. Biochem. Behav. 14, 645-651 (1981).
  18. Von, K. M., Dworkin, S. F., Le, R. L., Kruger, A. An epidemiologic comparison of pain complaints. Pain. 32, 173-183 (1988).
  19. Langford, D. J., et al. Coding of facial expressions of pain in the laboratory mouse. Nat. Methods. 7, 447-449 (2010).
  20. Yamazaki, Y., Ren, K., Shimada, M., Iwata, K. Modulation of paratrigeminal nociceptive neurons following temporomandibular joint inflammation in rats. Exp. Neurol. 214, 209-218 (2008).
  21. Liverman, C. S., Brown, J. W., Sandhir, R., McCarson, K. E., Berman, N. E. Role of the oestrogen receptors GPR30 and ERalpha in peripheral sensitization: relevance to trigeminal pain disorders in women. Cephalalgia. 29, 729-741 (2009).
  22. Liverman, C. S., et al. Oestrogen increases nociception through ERK activation in the trigeminal ganglion: evidence for a peripheral mechanism of allodynia. Cephalalgia. 29, 520-531 (2009).
  23. Mason, P., Strassman, A., Maciewicz, R. Is the jaw-opening reflex a valid model of pain. Brain Res. 357, 137-146 (1985).
  24. Rajaona, J., Dallel, R., Woda, A. Is electrical stimulation of the rat incisor an appropriate experimental nociceptive stimulus. Exp. Neurol. 93, 291-299 (1986).
  25. Sunakawa, M., Chiang, C. Y., Sessle, B. J., Hu, J. W. Jaw electromyographic activity induced by the application of algesic chemicals to the rat tooth pulp. Pain. 80, 493-501 (1999).
  26. Boucher, Y., Pollin, B., Azerad, J. Microinfusions of excitatory amino acid antagonists into the trigeminal sensory complex antagonize the jaw opening reflex in freely moving rats. Brain Res. 614, 155-163 (1993).
  27. Khan, J., et al. Bite force and pattern measurements for dental pain assessment in the rat. Neurosci. Lett. 447, 175-178 (2008).
  28. Foong, F. W., Satoh, M., Takagi, H. A newly devised reliable method for evaluating analgesic potencies of drugs on trigeminal pain. J. Pharmacol. Methods. 7, 271-278 (1982).
  29. Khan, A. A., et al. Measurement of mechanical allodynia and local anesthetic efficacy in patients with irreversible pulpitis and acute periradicular periodontitis. J. Endod. 33, 796-799 (2007).
  30. Khan, A. A., et al. The development of a diagnostic instrument for the measurement of mechanical allodynia. J. Endod. 33, 663-666 (2007).
  31. Khan, J., et al. Bite force and pattern measurements for dental pain assessment in the rat. Neurosci. Lett. 447, 175-178 (2008).
  32. Neubert, J. K., et al. Use of a novel thermal operant behavioral assay for characterization of orofacial pain sensitivity. Pain. 116, 386-395 (2005).
  33. Neubert, J. K., et al. Differentiation between capsaicin-induced allodynia and hyperalgesia using a thermal operant assay. Behav. Brain Res. 170, 308-315 (2006).
  34. Neubert, J. K., et al. Characterization of mouse orofacial pain and the effects of lesioning TRPV1-expressing neurons on operant behavior. Mol. Pain. 4, 43 (2008).
  35. Rossi, H. L., Vierck, C. J., Caudle, R. M., Neubert, J. K. Characterization of cold sensitivity and thermal preference using an operant orofacial assay. Mol. Pain. 2 (37), (2006).
  36. Nolan, T. A., Hester, J., Bokrand-Donatelli, Y., Caudle, R. M., Neubert, J. K. Adaptation of a novel operant orofacial testing system to characterize both mechanical and thermal pain. Behav. Brain. Res. , (2010).
  37. Dolan, J. C., Lam, D. K., Achdjian, S. H., Schmidt, B. L. The dolognawmeter: a novel instrument and assay to quantify nociception in rodent models of orofacial pain. J. Neurosci. Methods. 187, 207-215 (2010).
  38. Kerins, C., Carlson, D., McIntosh, J., Bellinger, L. A role for cyclooxygenase II inhibitors in modulating temporomandibular joint inflammation from a meal pattern analysis perspective. J. Oral Maxillofac. Surg. 62, 989-995 (2004).
  39. Kramer, P. R., Kerins, C. A., Schneiderman, E., Bellinger, L. L. Measuring persistent temporomandibular joint nociception in rats and two mice strains. Physiol. Behav. 99, 669-678 (2010).
  40. Bellinger, L. L., et al. Capsaicin sensitive neurons role in the inflamed TMJ acute nociceptive response of female and male rats. Physiol. Behav. 90, 782-789 (2007).
  41. Kerins, C. A., Spears, R., Bellinger, L. L., Hutchins, B. The prospective use of COX-2 inhibitors for the treatment of temporomandibular joint inflammatory disorders. Int. J. Immunopathol. Pharmacol. 16, 1-9 (2003).
  42. Kramer, P. R., He, J., Puri, J., Bellinger, L. L. A Non-invasive Model for Measuring Nociception after Tooth Pulp Exposure. J. Dent. Res. 91, 883-887 (2012).
  43. Kramer, P. R., Bellinger, L. L. Reduced GABA receptor alpha6 expression in the trigeminal ganglion enhanced myofascial nociceptive response. Neuroscience. 245C, 1-11 (2013).
  44. Hansdottir, R., Bakke, M. Joint tenderness, jaw opening, chewing velocity, and bite force in patients with temporomandibular joint pain and matched healthy control subjects. J. Orofac. Pain. 18, 108-113 (2004).
  45. Bakke, M., Hansdottir, R. Mandibular function in patients with temporomandibular joint pain: a 3-year follow-up. Oral Surg. Oral Med. Oral Pathol. Oral Radiol. Endod. 106, 227-234 (2008).
  46. Pereira, L. J., Steenks, M. H., de, W. A., Speksnijder, C. M., van Der, B. A. Masticatory function in subacute TMD patients before and after treatment. J. Oral Rehabil. 36, 391-402 (2009).
  47. Sternberg, W. F., Wachterman, M. W. Ch. 7 Sex, Gender and Pain. Progress in pain research and management. Fillingim, R. B. 17, 71-88 (2000).
  48. Castonguay, T. W., Kaiser, L. L., Stern, J. S. Meal pattern analysis: artifacts, assumptions and implications. Brain Res. Bull. 17, 439-443 (1986).
  49. Kerins, C. A., et al. Specificity of meal pattern analysis as an animal model of dermining temporomandibular joint inflammation/pain. Int. J. Oral Maxiollofac. Surg. 34, 425-431 (2005).
  50. Guan, G., Kerins, C. C., Bellinger, L. L., Kramer, P. R. Estrogenic effect on swelling and monocytic receptor expression in an arthritic temporomandibular joint model. J. Steroid Biochem. Mol. Biol. 97, 241-250 (2005).
  51. Kramer, P. R., Bellinger, L. L. The effects of cycling levels of 17β-estradiol and progesterone on the magnitude of temporomandibular joint-induced nociception. Endocrinology. 150, 3680-3689 (2009).
  52. Kerins, C. A., Carlson, D. S., McIntosh, J. E., Bellinger, L. L. Meal pattern changes associated with temporomandibular joint inflammation/pain in rats; analgesic effects. Pharmacol. Biochem. Behav. 75, 181-189 (2003).
  53. Gavish, A., et al. Experimental chewing in myofascial pain patients. J. Orofac. Pain. 16, 22-28 (2002).
  54. Karibe, H., Goddard, G., Gear, R. W. Sex differences in masticatory muscle pain after chewing. J. Dent. Res. 82, 112-116 (2003).
  55. Stegenga, B., de Bont, L. G., Boering, G. Temporomandibular joint pain assessment. J. Orofac. Pain. 7, 23-37 (1993).
  56. Dao, T. T., Lund, J. P., Lavigne, G. J. Pain responses to experimental chewing in myofascial pain patients. J. Dent. Res. 73, 1163-1167 (1994).
  57. Guo, W., et al. Long lasting pain hypersensitivity following ligation of the tendon of the masseter muscle in rats: a model of myogenic orofacial. 6, 40 (2010).

Tags

Comportamento Questão 83 Dor rato nocicepção miofacial orofacial dente articulação temporomandibular (TMJ)
Duração da Refeição como Medida de Respostas Nociceptivas Orofacial em Roedores
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Kramer, P. R., Bellinger, L. L. Meal … More

Kramer, P. R., Bellinger, L. L. Meal Duration as a Measure of Orofacial Nociceptive Responses in Rodents. J. Vis. Exp. (83), e50745, doi:10.3791/50745 (2014).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter