Abstract
Intrazerebralen Blutungen (ICH) ist eine häufige Form von zerebrovaskulären Erkrankungen und ist mit einer signifikanten Morbidität und Mortalität verbunden. Mangel an wirksamen Behandlung und Miss großen klinischen Studien bei Blutstillung und Entfernung von Blutgerinnseln richtet zeigen die Notwendigkeit weiterer Mechanismus gesteuerte Untersuchung der ICH. Diese Forschung kann durch die Rahmen von präklinischen Modellen vorgesehen durchgeführt werden. Zwei Mausmodellen im populären Gebrauch sind intrastriatalen (Basalganglien) Injektion von autologem Vollblut oder Clostridien-Kollagenase. Seit Jedes Modell stellt deutlich unterschiedliche pathophysiologische Funktionen ICH Zusammenhang kann die Verwendung eines bestimmten Modells auf Basis welcher Aspekt der Krankheit untersucht werden soll gewählt werden. Zum Beispiel Eigenblutinjektion am genauesten entspricht der Reaktion des Gehirns auf die Anwesenheit von intraparenchymal Blut und kann lobäre Blutung am nächsten replizieren. Clostridien-Kollagenase-Injektion am genauesten stellt die sMall Gefäßruptur und Hämatome Evolution charakteristisch tiefen Blutungen. So, jeder Modellergebnisse in verschiedenen Hämatombildung, neuroinflammatorischen Antwort, Hirnödem Entwicklung und neurologisch-Ergebnisse. Robustheit eines angeblichen therapeutischen Intervention am besten mit beiden Modellen bewertet werden. In diesem Protokoll Induktion von ICH mit beiden Modellen unmittelbaren postoperativen Demonstration von Verletzungen und frühen postoperativen Pflege Techniken werden demonstriert. Beide Modelle führen zu reproduzierbaren Verletzungen, Hämatome Volumen und Neuropsychologische Defizite. Aufgrund der Heterogenität der menschlichen ICH werden mehrere präklinischen Modellen benötigt, um gründlich zu erforschen pathophysiologischen Mechanismen und Testen potentieller therapeutischer Strategien.
Introduction
Intrazerebrale Blutung (ICH) ist eine relativ häufige Form von zerebrovaskulären Erkrankungen mit etwa 40-50% der betroffenen Patienten sterben innerhalb von 30 Tagen ein. Leider hat sich wenig Verbesserung der Sterblichkeit in den letzten 20 Jahre 2 gemacht. Berichte aus den National Institutes of Health 3 und Richtlinien der American Heart Association 4 betont die Bedeutung der Entwicklung klinisch relevanten Modelle von ICH, das Verständnis der Pathophysiologie zu erweitern und zu entwickeln, Ziele für neue therapeutische Ansätze.
Einige Modelle gibt es für die menschliche ICH 5 imitieren. Wie Verständnis der Pathophysiologie ICH reift, hat es sich gezeigt, dass eine Vielzahl von Modellen verwendet werden, um verschiedene Aspekte der Krankheit zu untersuchen. Früher verwendete Modelle sind murine Amyloid-Angiopathie 6, intraparenchymal Mikroballon Einsetzen und Inflation 7 und direkten arteriellen BlutInfiltration 8,9. Lobäre Blutung aus Amyloid-Angiopathie ist mit der Verwendung von transgenen Mäusen, modelliert und stellt einen deutlichen ICH-Subtyp. Mikroballonmodelle imitieren akuten Massenwirkung von Hämatombildung, aber nicht zu zellulären Reaktion des Gehirns auf die Anwesenheit von Blut zu erfassen. Schließlich unterzieht direkten arteriellen Blut Infiltration des Gehirns, um den arteriellen Druck der Oberschenkelarterie. So ist dieses Modell imitiert arteriellen Druck und die Anwesenheit von Blut, aber nicht das Gehirn unterziehen, um mikrovaskulären Schädigung von kleinen Blutgefäß Bruch. Weiterhin hat dieses Modell inhärent hohe Variabilität. Interessant ist, spontan hypertensiven Ratten 10 entwickeln spontane ICH wie sie altern. Untersuchung dieser Tiere nach ICH-Entwicklung kann die Krankheit in Gegenwart eines der Hauptbegleiterkrankungen prädisponiert Menschen ICH imitieren. Während diese anderen Modelle gibt, intrastriatalen Injektion von Clostridien-Kollagenase 11 oder instrastiatal Injektion einutologous Vollblut 12 sind derzeit in der präklinischen Forschung ICH die beiden häufigsten Modelle.
ICH Modellauswahl auf Basis der Ziel der experimentellen Frage, einschließlich Artenwahl und Art der Hämatombildung induziert werden. Zum Beispiel Schweine sind große Tiere mit relativ großen Volumen der weißen Substanz des Gehirns im Vergleich zu Mäusen. So sind Schweine Modelle geeignet, um der weißen Substanz Pathophysiologie folgende ICH studieren. Im Gegensatz dazu sind Nagetier Gehirn weitgehend grauen Substanz, aber transgene Systeme machen Nager nützlich, um die molekularen Mechanismen der Schädigung und Erholung nach ICH beurteilen. Jedes Modell hat seine eigenen Stärken und Schwächen (Tabelle 1), die vor dem Experiment sorgfältig betrachtet werden sollten.
Die folgenden Protokolle zeigen die Eigenblutinjektion und Collagenase-Modellen bei Mäusen. Diese Modelle haben jeweils von Modelle, die ursprünglich bei Ratten entwickelt übersetzt13,14 und erlauben die Verwendung von transgenen Technologie weit verbreitet, um die molekularen Mechanismen mit Zelltod nach ICH verbunden zu erkunden. Beide stellen deutlich verschiedene Verletzungsmechanismen von menschlichen ICH, und beide haben deutlich unterschiedliche erwartete Ergebnis in Bezug auf Verhaltens-und histologische Maßnahmen. So sind bestimmte Hypothesen können sich auf ein Modell, über den anderen zu leihen, aber viele Ideen kann die Validierung in beiden Modellen erfordern.
Tabelle 1. Vergleich der Eigenschaften von Kollagenase-und Eigenblutinjektion Hirnblutung Modelle.
| Collagenase-Injection | Blutinjektion | |
| Benutzerfreundlichkeit | + + + | + + | + + | + + |
| Kontrolle der Blutung Größe | + + | + + + |
| Blut Reflux | + | + + |
| Simuliert Human Disease | + | - |
| Einfachheit | + + | + + |
| Verwendung in mehreren Arten | + + | + + |
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Protocol
Ethikerklärung: Dieses Protokoll wurde von der Duke University Institutional Animal Care und Verwenden Ausschuss gebilligt wurde und folgt alle Richtlinien für die ethische Nutzung von Tieren.
1. Vorbereitung der Ausrüstung
- Autoklaven werden die Operationswerkzeuge vor der Operation.
- Desinfizieren Sie die stereotaktische Apparat mit 70% Ethanol.
- Schalten Sie Wasserbad und halten die Wassertemperatur bei 42 ° C
- Auflösen Typ IV-S Clostridien Kollagenase in physiologischer Kochsalzlösung in einer Konzentration von 0,075 U pro 0,4 &mgr;.
2. Collagenase Injection Modell
- Wiegen Sie die Maus.
- Anesthetize die Maus in eine Induktionskammer mit 5% Isofluran in 30% O 2/70% N 2. Adäquate Anästhesie ist nach ca. 2 min, wenn die Maus Atmung haben, 1 pro Sekunde verlangsamt signalisiert.
- Intubate die Luftröhre mit einem 30 mm 20 G intravenösen Katheter.
- Verbinden Sie den Katheter einNagetier Ventilator und mechanisch lüften die Lunge mit 1,6% Isofluran in 30% O 2/70% N 2 bei einer Rate von 105 Atemzügen pro Minute mit einem Tidalvolumen von 0,75 ml ..
- Rasieren Sie die Kopfhaut mit einem elektronischen Rasierer. Sobald die Maus anästhesiert und intubiert, verschieben Sie es an einem anderen Arbeitsplatz für die Rasur und kehrte in die chirurgische Bank dann.
- Sichern Sie den Kopf in einem stereotaktischen Rahmen, und ebnen den Kopf mit beiden koronalen und Pfeilnaht als Referenzpunkte.
- Bewerben Augensalbe auf die Augen.
- Legen Sie eine rektale Temperatursonde. Aufrechterhaltung Rektaltemperatur bei 37,0 ± 0,2 º C unter Verwendung eines zirkulierenden Wasserbettboden.
- Wischen den Operationsbereich mit Betadin, gefolgt mit 70% Ethanol und 3-mal wiederholen.
- Machen Sie eine 1 cm Mittellinie Kopfhauteinschnitt und wischen Knochenhaut seitlich mit einem sterilen Wattestäbchen zu Bregma aussetzen.
- Drill 1 mm Durchmesser Bohrloch 2,2 mm links latBundes mit einem wassergekühlten Bohrer Bregma.
- Drehen Kollagenase Fläschchen 5-mal, dann waschen eine 0,5 ul Spritze mit 25 G-Nadel (zum stereotaktischen Rahmen befestigt) mit 0,5 ul Collagenase-Lösung 5 mal Pinnwand (0,5 ul der Collagenase-Lösung in der Spritze nach dem letzten Waschgang).
- Richten Nadelspitze mit Bohrloch dann vertreiben 0,1 ul aus Spritze und Nadel wischen Kegel mit gestochen zu verwerfen.
- Mit einem Mikromanipulator, vorab die Nadel 3 mm tief, um Rinde und lassen für 30 Sekunden regungslos.
- Inject 0,4 ul über 90 sek.
- Verringern Isofluran auf 1% und lassen Nadel bewegungslos für 5 min.
- Ziehen Nadel langsam.
- Wenden 1-2 Tropfen 0,25% Bupivacain subkutan und Naht der Haut.
- Schalten Sie Isofluran-Verdampfer und Maus zu entfernen aus der stereotaktischen Rahmen.
- Lassen Sie Maus, um Spontanatmung mit anschließender Luftröhren Extubation erholen.
- Zurück Maus an einen sauberen Käfig und ermöglichen den freien Zugang zuNahrung und Wasser.
3. Eigenblut Injection Modell
- Führen Sie die Schritte 2,1-2,11 für die Kollagenase Injektion Modell.
- Draw 50 ul sterilem normaler Kochsalzlösung in eine 30 G 50 ul Spritze.
- Verbinden Sie den Mikroliter-Spritze mit einer 70 cm PE10 Rohr.
- Vertreibt alle normalen Kochsalzlösung aus Mikroliter-Spritze in PE10 Rohr komplett de-Luftschlauch.
- Ziehen Sie den Mikroliterspritze Kolbens aus 1 mm, um eine Luftblase an der distalen Öffnung des röhren PE10 Mikroliterspritze Vorrichtung zu machen Gemisch aus Kochsalzlösung und Blut im späteren Verfahren zu vermeiden.
- Wischen Sie den distalen Schwanzarterie zentralen Region des Maus mit 70% Ethanol, und schneiden Sie die Arterie mit einer Rasierklinge in 0,5 bis 1 cm auf die Schwanzspitze.
- Sammeln Sie 40 ul Blut aus dem Schwanz in die PE10 Rohr-Mikroliterspritze Gerät geschnitten. Hinweis: das Heparin nicht in der Nadel, Schläuche oder Maus.
- Befestigen Sie den Mikroliterspritze auf die injection Pumpe.
- Verbinden der Metallkanüle Teil einer 27 G-Nadel auf das Ende der Röhre PE10 und sichern die Nadel in einem Mikromanipulator auf dem stereotaktischen Rahmen.
- Vertreibt 2 ul Blut von 27 G-Nadel und wischen Nadel Kegel mit gestochen zu verwerfen.
- Richten Nadelspitze mit Bohrloch und Nadel 3 mm tief, um Kortex.
- Spritzen Sie 35 ul der autologen Blut mit einer Rate von 2 ul pro min.
- Verringern Isofluran auf 1% und lassen Nadel bewegungslos für 10 min.
- Ziehen Nadel über 30 sek.
- Wenden 1-2 Tropfen 0,25% Bupivacain subkutan und Naht der Haut.
- Schalten Sie Isofluran-Verdampfer und Maus zu entfernen aus der stereotaktischen Rahmen.
- Lassen Sie Maus, um Spontanatmung mit anschließender Extubation erholen.
- Zurück Maus an einen sauberen Käfig und lassen Sie freien Zugang zu Futter und Wasser.
4. Sham Betrieb
- Führen Sie die gleichen Verfahren für die Kollagenase injection-Modell, jedoch ohne Injektion nach Nadeleinführung.
5. Post-Chirurgie Pflege
- Injizieren von 0,5 ml physiologischer Kochsalzlösung subkutan in den Abend des chirurgischen Eingriffs an der Rückseite des Halses des Tieres.
- Geben enthärtetem Wasser und Nahrung mit Gel-Essen in kleinen Plastikbecher auf dem Boden des Käfigs platziert. Ersetzen Sie das Essen täglich für 7 Tage.
- Überprüfen Sie für die Gewichtsabnahme, Wundheilung, und Anzeichen von Unbehagen täglich für 7 Tage.
- Wenn Erholungsintervalle von mehr als 7 Tage erforderlich sind, können Nahtentfernung unter Licht inhaliert Anästhesie (ca. 1% Isofluran in 30% O 2/70% N 2) durchgeführt werden, falls erforderlich.
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Representative Results
Aufgrund der Unterschiede in Hämatombildung (Abbildung 1), wird ipsilateral Wende sofort nach dem Aufwachen für Eigenblut injizierten Mäusen gezeigt und innerhalb von 2 - 4 Stunden nach der Kollagenase-Injektion, wie Hämatome Expansion auftritt (Abbildung 2). Fehlen ipsilateralen Wende sollte Sorge um Abwesenheit von erheblichen Verletzungen erhöhen. Am ersten Tag nach der Verletzung sollte Mäuse in beiden Modellen erhebliche neurologische Defizite (Abbildung 3) zu demonstrieren. Bei 24 Stunden nach der Injektion, ipsilateralen Hemisphären zeigen stabile Volumina Hämatom (Abbildung 4); weiter, 24 Stunden nach der Injektion sollte Gehirnwassergehalt voraussichtlich 79,8 + 0,34% in Collagenase-injizierten Mäusen und 79,3 + 0,23% in Eigenblut-injizierten Mäusen sein werden. Mortalität erwarten sollte zwischen 10 auftreten - 25% der Kollagenase-injizierten Mäusen und weniger als 10% der Eigenblut-injizierten Mäusen. Unvermeidbare Tod durch Hämatom Volumen, Hirnödem, und erhöhtsed Hirndruck erfolgt in der Regel innerhalb der ersten 24 - 48 Stunden nach der Injektion intrastriatalen. Tod nach 72 Stunden auftreten können oft mit der richtigen Pflege nach der Verletzung (zB., Leichten Zugang zu Nahrung und Wasser aufgeweichte) vermieden werden. Funktionelle Erholung beginnt in der Regel per Post Verletzung Tag 2 mit Eigenblut-injizierten Mäusen erholt deutlich schneller als Kollagenase-injizierten Mäusen.
Abbildung 1. Serielle Magnetresonanztomographie von Mäusegehirnen Vergleich autologer Blut-und Kollagenase Injektion Modelle der Hirnblutung. Nach Hirnblutung Induktion über linke intrastriatalen Injektion von 35 ul Eigenblut (A) oder 0.075 U Typ IV-S Clostridien-Kollagenase (B) in 10 bis 12 Wochen alten männlichen Mäusen C57/Bl6, Serien im Magnet-Resonanz-Alterung zeigt Hämatom Expansion in den Collagenase-injizierten Mäusen im Vergleich zu stabilen Hämatombildung in den Eigenblut-injizierten Mäusen. Hämatom Volumen sind 10,1, 23,1, 29,9 mm 3 auf 1, 6, & 12 Stunden nach der Injektion Kollagenase sind, und 7.0, 5.8, 3.2 mm 3 auf 1, 6, und 24 Stunden nach der Vollblut-Injektion auf. Bitte klicken Sie hier um eine größere Version dieser Figur zu sehen.
. Abbildung 2 Corner Turn-Test an Mäusen 24 Stunden nach der Hirnblutung sofort nach intrastriatalen Kollagenase Injektion Taken in den linken Basalganglien, Gegenwart erwartet ipsilateralen Wende Antwort in 10 -. C57/Bl6 12 Wochen alte männliche Mäuse bezeichnet ausreichende Verletzung. Diese Wende4 h in Collagenase-injizierten Mäusen - sollte sofort nach erheblichen Verletzungen bei Mäusen mit Eigenblut injiziert und innerhalb von 2 auftreten. Mäuse in beiden Modellen zeigte mehr Linkskurven nach der Verletzung im Vergleich zu unverletzten Mäusen (** p <0,01; Einweg-ANOVA mit post-hoc Scheffe-Test, n = 10/Gruppe).
. Abbildung 3 Rotarod Leistung nach Hirnblutung in Mäusen Baseline und nach der Verletzung Rotorod Latenzzeiten von 10 -. C57/Bl6 12 Wochen alte männliche Mäuse für eine Woche nach links intrastriatalen 35 ul Eigenblut-, 0.075 U Typ IV-S Clostridien-Kollagenase-Injektion oder Scheinoperation (* p = 0,022; ANOVA mit wiederholten Messungen mit Post-hoc-Scheffe-Test, F-Wert = 12,726, n = 10/Gruppe). Mäuse werden über Rotorod jeden zweiten Tag nach der Verletzung Prüfung zu erheblichen Verzerrungen zu vermeiden Ausbildung beurteilt. </ P>
. Abbildung 4 Hämatoxylin und Eosin-Färbung von Maus-Gehirn nach Hirnblutung Mikroaufnahmen von 10 -. C57/Bl6 12 Wochen alte männliche Gehirn der Maus nach 24 h nach links intrastriatalen Injektion von 35 ul Eigenblut (rechts) oder 0.075 U Typ IV-S Clostridien Kollagenase (links). Hämatom Volumen sind 20,2 mm 3 nach Kollagenase-Einspritzung und 6,4 mm 3 nach Vollblut-Injektion. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.
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Discussion
Trotz Schwellen präklinischen Forschung und der daraus resultierenden großen klinischen Studien für vielversprechende Therapeutika 15-18, es gibt keine pharmakologischen Interventionen gezeigt, dass Ergebnis in ICH verbessern und Pflege bleibt weitgehend unterstützend. Listen von möglichen Therapien können durch Hochdurchsatz-Technologien, wie Transkriptom-und Proteom-Arbeit erzeugt werden. Während diese Technologien weiter, unser Wissen über mögliche therapeutische Ziele voranzubringen, vorwärts und rückwärts Übersetzung der vielversprechende Ziele können am besten durch die Verwendung von klinisch relevanten präklinischen Modellen von 19 bis 22 untersucht werden. Solche Modelle sind nützlich, weil sie schnellen Durchsatz von ausgewählten Bewerber, die Untersuchung von Mechanismen in vivo, kostengünstige Untersuchung der Dosierung, therapeutische und andere Parameter relevant für die Entwicklung klinischer Studien 23-25 ermöglichen. Während offensichtliche Vorteile bei der Verwendung präklinischen Modellen existieren, sollten die Modellierung in der klinisch relevantesten b auftretenut logistisch machbar System zur Verfügung. Während Modelle für "höhere", um Tiere wie Primaten vorhanden ist, stellt die Verwendung von Mäusen, die menschliche Krankheit modellieren eine kostengünstige, Hochdurchsatz-und leistungsfähigen Technologie zu untersuchen, pathologische Mechanismen und therapeutischen Wirkungen. Die Einbeziehung transgenen Systeme ermöglicht eine noch robustere Auswertung der Reaktionswege und Zellpopulationen beteiligt.
Derzeit sind zwei Mausmodelle sind im allgemeinen Gebrauch: intrastriatalen Eigenblut oder Kollagenase Injektion. Beide Modelle sind vielseitig und einfach zu verwenden, relativ zu anderen Taktmodelle. Beide Modelle können ICH in verschiedenen Hirnbereichen 26 zu induzieren, der die Auswertung der Reaktionen in der Region; Hämatom Lautstärke gesteuert und verändert, so dass für die Auswertung von mild, moderat und schwere Verletzungen werden; und klinisch relevante Physiologie (zB., Blutdruck, Temperatur, usw.) gesteuert werden kann. Schließlich, während jedes Modell wurde ursprünglich entwickeltdie Ratte, die beide seit in Mäuse übersetzt worden, um die Verwendung von transgenen Systeme 21,24,25,27 ermöglichen. , Verleiht jedoch jedes Modell sich auf die Untersuchung der verschiedenen Aspekte der ICH, wie jeweils deutlich unterschiedlichen Komponenten ICH. Eigenblutinjektion kann die Reaktion des Gehirns auf intraparenchymal Blut Exposition neu zu erstellen. So Anfangsmasse beeinflussen und Scherkräfte, milde entzündliche Veränderungen, Apoptose und Blut Resorption können alle studiert 10,28 werden. Ferner haben die jüngsten Modifikationen an diesem Modell in der Fähigkeit, Hämatom Expansion 29,30 imitieren geführt. Allerdings ist dieses Modell nicht die Komponente der Gefäßverletzung und / oder Hämatome Expansion in der menschlichen Krankheit gefunden aufzurufen. Im Gegensatz dazu Kollagenase-Injektion fügt die Elemente der Gefäßbruch, Hämatome frühen Expansion und verbesserte neuroinflammatorischen Wirkung. Während offensichtlich Bedenken artifactual Beitrag von Kollagenase zu dieser hemmende Wirkung vorhanden ist, gibt es einen Mangel an Fest evidence für diese 31, und unsere eigenen (unveröffentlicht)-Daten legen nahe, dass Kollagenase isoliert hat eine ausgeprägte Entzündungsreaktion in der Zellkultur nicht zu induzieren.
Aus verfahrensrechtlicher Sicht, beide Modelle benötigen begrenzten Fähigkeiten mit der Mikrochirurgie und damit leicht gelernt, um reproduzierbare Effekte zu erzielen. Fallstricke zu vermeiden sind: 1) Invasion der Dura oder Erstellen Wärme-Hirn-Verletzungen beim Bohren, 2) oder das Eindringen des ventrikulären System mit Nadeleinführung. Dural Verletzungen ermöglicht Rückfluss von Injektions und intraventrikuläre Injektion führt zu wenig bis gar keine intraparenchymal Hämatombildung. Ferner muss darauf beim Nadel Rückzug getroffen, um neu gebildete / Umformen Hämatom nicht stören werden. Sterblichkeit in einem bestimmten Prozentsatz von Mäusen erwartet werden, sondern direkt an Hämatom Größe und der Grad der gewünschten Verletzung bezieht; somit kann dieses Ergebnis durch Injektionsvolumen / Konzentration titriert werden.
Wie bei allen Modellen, proProtokolle für die Nutzung durch bestimmte Betreiber optimiert werden. Aufgrund der inhärenten Variabilität in allen in-vivo-Systemen können Erfahrungen mit einem bestimmten Modell als ein Schlüsselfaktor für den Erfolg nicht überbewertet werden. Unterscheidungsmerkmale eines Modells, Betreiber Erfahrungen mit einem bestimmten Modell, Ergebnis-Metriken von Interesse, und logistischen Aspekte sind bei der Auswahl der besten experimentellen Modell berücksichtigt werden.
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Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Stereotactic frame | Stoelting Co. | 51603 | |
| Probe holder with corner clamp | Stoelting Co. | 51631 | |
| Mini grinder | Power Glide | Model 60100002 | |
| 0.5 μl syringe | Microliter | 86259 | 25 G needle |
| 5 μl syringe | Microliter | 7637-01 | |
| 30 G microliter syringe | Microliter | 7762-03 | |
| Syringe pump | KD Scientific | Model 100 | |
| Heat therapy water pump | Gaymar Industries, Inc. | Model# TP650 | |
| Circulating waterbed | CMS Tool & Die, Inc. | ||
| Rodent ventilator | Harvard Apparatus | Model 683 | |
| Isoflurane vaporizer | Drager | Vapor 19.1 | |
| Air flowmeter | Cole Parmer | Model PMR1-010295 | |
| Induction chamber | Self made | ||
| Otoscope | Welch Allyn | 22820 | |
| Intravenous catheter | Becton-Dickinson | 381534 | 20 G, 1.16 inch Insyte-W |
| Isoflurane | Baxter Healthcare Corporation | NDC10019-360-69 | |
| Collagenase Type IV-S | Sigma | C1889 | |
| Polyethylene tubing PE10 | Becton-Dickinson | 427401 | |
| 27 G 1 1/4 inch needle | Becton-Dickinson | 305136 | |
| Surgical scissors | Miltex | 21-539 | |
| Forceps | Miltex | 17-307 | |
| Needle holder | Boboz | RS-7840 | |
| Monofilament suture | Ethicon | 8698 | Size 5-0 |
| Indicating controller | YSI | 73ATD |
References
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