Abstract
Trypanosoma brucei est un parasite qui provoque kinétoplastide la trypanosomiase humaine africaine (THA) ou maladie du sommeil, et une maladie débilitante, nagana, chez les bovins 1. Les parasite alterne entre la circulation sanguine de l'hôte mammifère et le vecteur de mouche tsé-tsé. La composition de nombreux organites cellulaires change en réponse à ces différentes conditions extracellulaires 5.2.
Glycosomes sont peroxysomes hautement spécialisées dans laquelle beaucoup des enzymes impliquées dans la glycolyse sont compartimentés. Changements dans la composition glycosome d'une manière intellectuelle et ICPE 4-11. Actuellement, les techniques les plus couramment utilisées pour étudier la dynamique glycosome sont la microscopie électronique et fluorescence; techniques qui coûtent cher, de temps et de main-d'œuvre, et pas facilement adapté à l'analyse à haut débit.
Pour surmonter ces limitations, un système rapporteur fluorescent dans glycosomece qui a renforcé la protéine fluorescente jaune (EYFP) est fusionnée à une séquence de ciblage de peroxysome (PTS2), qui dirige la protéine de fusion à glycosomes 12, a été établi. Lors de l'importation de la protéine de fusion PTS2eYFP, glycosomes deviennent fluorescentes. la dégradation des organites et le recyclage entraîne la perte de la fluorescence qui peut être mesuré par cytométrie de flux. Un grand nombre de cellules (5000 cellules / sec) peuvent être analysées en temps réel avec une préparation de l'échantillon tel que la fixation et le montage. Ce procédé offre un moyen rapide de détection de changements dans la composition d'un organite, en réponse aux fluctuations des conditions ambiantes.
Introduction
Trypanosoma brucei cause la maladie du sommeil en Afrique chez les humains et une maladie débilitante, nagana, chez les bovins. Médicaments utilisés dans le traitement de ces maladies sont vétustes et très toxique, les vaccins ne sont pas disponibles, et le potentiel pour le développement de la résistance aux médicaments nécessitent la recherche de nouvelles cibles de médicaments 1.
Au cours de son cycle de vie, T. brucei, alterne entre un insecte vecteur et hôte mammifère; deux hôtes qui présentent des environnements très différents dans lesquels le parasite doit survivre. Un certain nombre de changements métaboliques et morphologiques se produisent comme le parasite est exposé à des conditions environnementales différentes. Certains des changements les plus importants sont observés dans microbodies spécifiques parasites seule membrane délimitée, appelé glycosomes 13.
Les niveaux de glucose sont relativement élevés (~ 5 mM) dans le sang et la circulation sanguine des parasites (BSF) génèrent ATP exclusivement par wh de la glycolysemétabolisme mitochondrial ile est réprimée 14. Contrairement à d'autres eucaryotes dans laquelle se produit la glycolyse dans le cytoplasme, T. brucei compartimente la plupart des enzymes de la glycolyse dans glycosomes 14,15. Les parasites sont prises par la mouche tsé-tsé au cours d'un repas de sang et connaissent une baisse de la glycémie, qui tombe à des niveaux indétectables dans les 15 minutes d'être ingéré par la mouche. Le métabolisme de l'insecte, de la forme procyclique (PCF), parasites est plus souple et de glucose, ainsi que des acides aminés tels que la proline, peuvent être utilisés dans la synthèse de l'ATP de 16 à 18. Études protéomiques comparatives révèlent les changements du cycle de vie dépendent en glycosomale et protéines mitochondriales avec des protéines glycolytiques augmentation dans la circulation sanguine des parasites et des protéines mitochondriales impliquées dans le cycle de Krebs et la chaîne respiratoire 13,19. Alors que de nombreuses études ont porté sur les différences entre BSF et glycosomes PCF, on sait peu sur les changements dans glycosomes PCF qui se produisent en réponse à envchangements ironmental.
Dans le gros intestin de la mouche, les niveaux de glucose sont faibles à des augmentations transitoires au cours d'une alimentation 20. Dans la plupart des études in vitro, les parasites PCF sont cultivées dans des milieux contenant du glucose. Cependant, des études récentes ont démontré que les changements du métabolisme PCF significativement en réponse au glucose disponibilité 17. En l'absence de glucose, la proline et la proline absorption augmentation de l'activité déshydrogénase 18. Ce changement dans le métabolisme mitochondrial est probablement accompagnée par un changement de la composition et de la morphologie de glycosome, cependant, ceci n'a pas été directement évalué.
Microscopie électronique et de fluorescence sont des techniques courantes utilisées pour étudier la dynamique de glycosome en T. brucei 2,21-24. Ces protocoles sont le temps et de main-d'œuvre, coûteux et difficiles à adapter aux études en temps réel et des protocoles à haut débit. Pour surmonter cette limitation, un système rapporteur fluorescent u-organitesed pour étudier organites dans les systèmes de mammifères et de levure a été modifié pour une utilisation dans T. brucei 12.
Systèmes rapporteurs fluorescents-organelles ont été largement utilisés dans des eucaryotes supérieurs tels que des levures, des plantes, des cellules de mammifères et de 25 à 27. Dans de tels systèmes, une protéine fluorescente est fusionnée à une séquence d'acides aminés qui cible la protéine à des organites spécifiques. La dégradation ou la synthèse des protéines cibles est mesurée par fluorescence et des changements dans la composition des organites sont reflétés par des changements dans la fluorescence de la cellule.
Lorsque le cadre du renforcement de la protéine fluorescente jaune (EYFP) de lecture ouvert est fusionnée à une séquence de type II de ciblage des peroxysomes (PTS2) 12, la protéine PTS2eYFP est importé dans glycosomes matures, importation compétent et de la fluorescence peut être contrôlé par cytométrie de flux. Les variations de composition glycosome se traduisent par des changements dans la fluorescence cellulaire. Ce système peut aider à résolVing les mécanismes qui régulent les changements induits par l'environnement dans glycosome composition.
Ce manuscrit décrit la génération d'un système glycosome rapporteur dans parasites PCF en collaboration avec la cytométrie de flux pour suivre la dynamique de glycosome en temps réel à des parasites vivants et fournit un exemple de la façon dont il a été utilisé pour suivre l'évolution de glycosome composition en réponse à des environnements différents. En résumé, glycosome composition est influencée par les concentrations de glucose extracellulaire et le passage des cultures en phase logarithmique dans un milieu frais déclenche des changements dans glycosome composition. Ce système peut être modifié pour étudier le comportement dynamique des autres organites dans les trypanosomes et les autres parasites.
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Protocol
1. général trypanosomes élevage
- Peser les solides pour la préparation de milieux SDM79 (tableau 1).
- Conserver à 4 ° C dans 50 ml conique ou un sac Ziploc. REMARQUE: Les réactifs sont stables pendant au moins 6 mois.
- Dégel du sérum de veau fœtal (FBS) dans un bain-marie à 37 °, et mélanger périodiquement par inversion. REMARQUE: FBS est reçue par le fournisseur comme une solution stérile. Filtre stérilisant FBS réduit sa capacité à soutenir la croissance du parasite.
- Une fois que la totalité du flacon est décongelé, la chaleur inactiver le sérum pendant 30 min dans un bain-marie à 56 ° C, en mélangeant périodiquement afin de minimiser la précipitation des composants du sérum.
- Pénicilline dégel / solution de streptomycine (stylo / angine), hémine (2 mg / ml dans du NaOH 50 mM), et la solution aigle de vitamine milieu de base à la température ambiante.
- Pour 1.000 ml graduée, ajouter 20,2 g de matières solides SDM79 (tableau 1) aux composants liquides (tableau 2) et bien mélanger sur une plaque d'agitation.
- Ajuster le pH à 7,35, et porter le volume à 850 ml avec de l'eau.
- Stériliser par filtration support par la fixation d'un tuyau d'aspiration sur le fond d'une bouteille de filtre. Appliquer le vide jusqu'à ce que la solution est filtrée.
- Retirer la partie supérieure du filtre dans l'enceinte de sécurité biologique et ajouter 150 ml d'inactivé par la chaleur de FBS. Enlevez le couvercle de plastique du bouchon stérile et une bouteille de médias d'étanchéité.
- Préparer SDM80 support de la même manière que SDM79 avec les exceptions suivantes; ne pas ajouter de glucose ou de la glucosamine et utiliser MEM sans glutamine. A la place de 150 ml de FBS inactivé par la chaleur, ajouter 135 ml de dialyse, de la chaleur de FBS inactivé, et 15 ml de FBS inactivé par la chaleur.
- Culture parasites PCF en flacon de 25 cm2 avec 10 ml de milieu approprié à 27 ° C et 5% de CO 2. NOTE: Les cellules doivent être comptabilisés quotidiennement en utilisant un hématimètre ou un cytomètre de flux (voir la section 6) et cultures doivent être maintenues à des densités entre 1 x 10 5 et 5 x 10 6 cellules / ml.
2 Transfection de PCF parasites avec la construction de rapporteur fluorescent
NOTE: Pour suivre glycosome dynamique, une protéine rapporteur contenant la séquence de ciblage des peroxysomes (PTS2) de aldolase fusionnée à la protéine fluorescente jaune améliorée est exprimée dans les parasites. La séquence codant pour la protéine de fusion est clone dans pXS2bla 12, qui contient le promoteur de procycline et les régions intergéniques tubuline, qui recombinaison homologue dans le génome directe et le gène de résistance à la blasticidine de sélection. Lignées cellulaires hébergeant procyclique les gènes codant pour la polymerase T7 et répresseur tetracycline (PF29-13) sont transformées avec la construction de ciblage, pXS2: PTS2eYFP.
- Préparer CYTOMIX en mélangeant les composants répertoriés dans le tableau 3. Filtre stériliser et conserver à la température ambiante.
- Linéarisation de l'ADN de plasmide avec Mlul par pipetage de 10 ul de l'ADN (1 ug / ul), le tampon d'enzyme de restriction de 5 pi, 33 pi d'eau, et 2 μ; L de MluI enzyme dans un tube à centrifuger. Incuber à 37 ° C pendant 1 heure.
- Purifier la digestion de restriction en ajoutant 1 volume de tampon de liaison à l'enzyme de digestion de restriction. Mélanger tampon de liaison et l'ADN digéré par vortex. Centrifuger brièvement pour collecter l'échantillon au fond du tube.
- Insérer une colonne dans un tube de liaison 2 ml de collecte d'ADN, et le transfert de l'ADN digéré / solution tampon de liaison à la colonne.
- Centrifuger 10 000 g pendant 1 min. Après centrifugation, éliminer le filtrat de tube de collecte et de retour à la colonne du tube de collecte.
- Ajouter 700 ul de tampon de lavage SPW et centrifuger à 10 000 g pendant 1 min.
- Jeter le filtrat à partir de tube de collecte, de retour à la colonne du tube de collecte et répéter SPW étape de lavage et centrifugation.
- Filtrat Jeter, colonne de retour au tube de collecte, et centrifugeuse colonne vide pendant 3 min à 10 000 xg pour éliminer l'éthanol résiduel.
- Dans une enceinte de sécurité biologique, jeter coltube de collecte et lieu colonne dans un tube à centrifuger stérile.
- Pour éluer l'ADN, ajouter 25 ul d'eau stérile à la colonne et incuber à température ambiante pendant 2 min. Centrifuger à 10 000 g pendant 1 min.
- Ajouter un autre 25 pi d'eau stérile dans la hotte de biosécurité à la colonne et incuber à température ambiante pendant 2 min.
- Centrifuger à 10000 vitesse de g pendant 1 min.
- Dans une enceinte de biosécurité transférer tout le volume de l'ADN à un nouveau tube stérile. REMARQUE: Cette étape empêche la contamination par le couvercle ouvert pendant la centrifugation.
- Ajouter l', purifié, de l'ADN linéarisé stérile (10 mg) à 400 ul de CYTOMIX stérilisée par filtration.
- Compter les cellules comme décrit dans l'article 6 et récolter 5 x10 7 -10 8 cellules par centrifugation à 800 g pendant 15 min à température ambiante.
- Décanter le surnageant et remettre en suspension le culot cellulaire dans 450 pi d'ADN + CYTOMIX utilisant une pipette sérologique de 1 ml.
- la solution de transfert contenant CE lls, ADN, et CYTOMIX à un écart de 4 mm cuvette et le lieu cuvette stérile dans la chambre d'électroporation.
- Sélectionnez «Décroissance exponentielle" et entrer manuellement les paramètres suivants: tension: 1,5 kV, Capacité: 25 mF, Résistance: Ω, et de la Cuvette: 4 mm. impulsion de presse. Une fois que l'impulsion est terminée, retirez la cuvette de la chambre d'électroporation et revenir à l'enceinte de sécurité biologique.
- Dans un nouveau flacon stérile, une pipette 10 ml de SDM79. Transférer les cellules transformées dans le ballon avec 10 ml de SDM79.
- Incuber sans sélection de médicaments pendant 24 heures à 27 ° C, 5% CO 2. Après 24 heures, ajouter du G418 (15 ug / ml), l'hygromycine (50 mg / ml), et de la blasticidine (10 ug / ml). Passez 1 ml de cellules transformées avec le médicament dans 9 ml de SDM79 avec la drogue.
- Analyser les cellules quotidienne comme décrit dans les sections 6 et 7 Lorsque les cellules sont fluorescentes, et ont atteint une densité cellulaire de 1 x 10 7 / ml, faire stabilats pour le stockage à long terme (3.1-3.3).
- Pour faire des milieux de congélation, ajouter un volume égal à 100% de glycérol à CYTOMIX et filtre stériliser.
- Ajouter 200 ul de milieu de congélation de 800 pi de cellules (1 x 10 7) dans un tube cryogénique, mélanger doucement par inversion et entre deux supports en polystyrène et congeler à -80 ° C.
- Une fois congelés (~ 24 h), les cellules de transfert à l'azote liquide. NOTE: Il est important de déplacer des cellules dans LN 2 après 24 h, comme plus de stockage à -80 ° C conduit à une diminution de la viabilité cellulaire.
4. stocks dégel congelés
- Retirer flacon congelé entre -80 ° C et décongélation à température ambiante pendant environ 10 min.
- Pipette 9 ml de SDM79 avec la drogue dans un nouveau flacon stérile. Ajouter cellules décongelées à ce flacon. Faire passer les cellules 01 heures 10 en ajoutant 1 ml de cette culture à 9 ml de SDM79 dans un nouveau flacon (concentration finale de 1 x 10 5 / ml).
- Avant que les cellules atteignent une densité de 10 7 / ml, commencer cytomètre mettreet des dosages de dilution.
5. configuration du cytomètre
- Allumez le cytomètre en flux et ouvrir programme cflow Plus. REMARQUE: Avant d'effectuer des échantillons, la fluidique devraient être rincé et rincés selon les étapes 5.2 à 5.7.
- Remplacer le tube d'eau nanopure dans lequel la gorgée est enregistrée avec un tube vide.
- Sélectionnez le bouton "backflush".
- Une fois backflush est terminée, retirez tube de l'gorgée et défausse.
- Placez un nouveau tube contenant 1 ml d'eau nouvelle nanopure sur la gorgée.
- Sélectionnez un nouveau puits dans le programme cflow. Sous la rubrique «Limites Run" régler le temps pendant 2 min. Sous la rubrique «fluidique», sélectionnez «rapide» et «Run».
- Une fois le délai de 2 min est terminée, cliquez sur le bouton "Supprimer des exemples de données".
6 Comptage des cellules en utilisant le cytomètre de flux
- Remplacer l'eau par l'échantillon à être compté. Set "Limites Exécuter "pour 30 secondes," Fluidics "à" rapide "puis sélectionnez" Exécuter ".
- Après le délai de 30 secondes est terminée, cflow ainsi fournira les événements / ul sous "Last Run." Répétez comptage pour chaque culture. REMARQUE: Avant de cellules atteignent 1 x 10 7 cellules / ml, procéder à essai de dilution. Les cellules doivent être interrompues après un essai de dilution est terminée. Les cellules en culture pendant de plus longues périodes perdent leur capacité à répondre à des conditions environnementales.
7. fluorescence de mesure utilisant le cytomètre de flux
- Pour évaluer la fluorescence, réglez «Limites Run" à 10.000 événements, et «fluidique» à «ralentir». Sélectionnez «seuil Set". Sous "Seuil primaire", sélectionnez "éliminer de manière permanente les événements sur», «FSC-H" (dans menu déroulant) et entrez moins de 30.000. Cliquez sur "Appliquer", puis "close".
- Sélectionnez l'220; "dans une des nouvelles fenêtres de tracé et sélectionnez" histogramme FSC-A "De la liste déroulante, sélectionnez" FL1-A ". REMARQUE: mesures FL1-A fluorescence dans la longueur d'onde de 530 nm.
- Sélectionnez "Exécuter" et répétez l'opération pour toutes les cultures.
- Exécuter solution de nettoyage à travers la ligne fluidique pendant 2 min et de l'eau pendant 2 min.
8. dilution dosages
- Passez cellules à une densité de 1 x 10 5 cellules / ml dans 3 ml de SDM79 en 25 cm ballon de 2 culture et de mesurer floraison immédiatement après le passage, puis à 3 h et 24 h.
Analyse 9. données
- Sélectionnez "Analyser" onglet sur cflow Plus.
- Cliquez sur le bouton "Histogramme" sous "Faire une nouvelle parcelle." Sélectionner "FSC-A" et une liste de menu déroulant apparaîtra. Sélectionnez le canal "FL1-A."
- Mettez en surbrillance un puits à analyser. Sélectionnez le bouton "Gate", et d'en tirer manuellement une vannepour la population d'intérêt.
- Flow Plus fournira cellule "comte" dans cette porte et "% de ce complot".
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Representative Results
Dans ce système, un changement dépendant du glucose dans glycosome composition a été observée. Lorsque les cellules sont cultivées dans des milieux contenant du glucose, deux populations sont observés; un brillant et un faible (figure 2A). Cellules sombres abritent glycosomes immatures, qui ne sont pas importés du PTS2eYFP tandis que les cellules lumineuses abritent un mélange de glycosomes matures et immatures 12. Lorsque le glucose est présent dans les médias, mauvaise localisation des protéines glycosome est mortelle 15,28 et glycosome expression de la protéine est probablement couplée en étroite collaboration avec l'importation. Cette réglementation stricte est responsable de l'apparition de cellules sombres où glycosome expression de la protéine est inhibée lorsque les cellules sont dépourvues de capacités d'importation suffisante. Une fois la machine glycosome d'importation est entièrement assemblé et fonctionnel, les cellules expriment glycosome protéines, qui sont ensuite importés dans glycosomes, donnant cellules fluorescentes. Dans les médias de glucose-épuisent, la mauvaise localisation des protéines est glycosome tolèred 15, et la répartition de la population bimodale est remplacé par un pic unique avec une gamme plus large de fluorescence (figure 2B).
Ce système a été utilisé pour identifier les conditions qui déclenchent des changements dans glycosome composition. Lorsque les cultures à haute densité contenant ~ 10% de cellules sombres (Figure 3A) sont passées dans un milieu frais, on observe une augmentation transitoire de la proportion de cellules sombres (figure 3B). De 24 h. la répartition de la population d'origine est rétabli (figure 3C).
| SDM79 solides | Poids (g / l) |
| Grâces poudre de médias de cellules d'insectes | 2 |
| Glucose | 1 |
| HEPES | 8 |
| MOPS | 5 |
| NaHCO 3 | 2 |
| pyruvate de sodium | 0,1 |
| L-alanine | 0,2 |
| L-arginine | 0,1 |
| L-glutamine | 0,3 |
| L-méthionine | 0,07 |
| L-phénylalanine | 0,08 |
| L-Proline | 0,6 |
| L-sérine | 0,06 |
| L-Taurine | 0,16 |
| L-Thréonine | 0,35 |
| L-Tyrosine | 0,1 |
| L'adénosine | 0,01 |
| Guanosine | 0,01 |
| Glucosamine HCl | 0,05 |
| L'acide folique | 0,004 |
| r-aminobenzoïque | 0,002 |
| Biotine 0,0002 |
Tableau 1 SDM79 des composants solides. Composants de médias solides et la quantité (g / l) sont fournis.
| SDM79 | |
| MEM avec de la glutamine | 600 ml |
| Pen / Strep | 10 ml |
| Solution de vitamines BME | 10 ml |
| MEM solution d'acides aminés | 8 ml |
| Solution d'acides aminés non essentiels MEM | 6 ml |
| Hemin | 3,75 |
| Eau | 162.25 ml |
Tableau 2 SDM79 des composants liquides. Volumes ml sont donnés.
| Pour 20 ml | |
| 120 mM de KCl | 1,4 ml (1 M) |
| 0,15 mM de CaCl2 | 3 ml (1 M) |
| 10 mM de K 2 HPO 4 | 400 ml (0,5 M) |
| 25 mM d'HEPES | 500 ml (1 M) |
| 2 mM d'EDTA | 80 ml (0,5 M) |
| 5 mM de MgCl2 | 100 ml (1 M) |
| Eau | 16,52 |
Tableau 3 Cytomix recette.
Figure 1 Fluorescent système glycosome rapporteur. A) l'intégration expression PTS2eYFP de construction. Trypanosomes PCF ont été transformées avec le pXS2PTS2eYFP plasmide linéarisé par l'enzyme de restriction MluI. Cette construction s'intègre par recombinaison homologue dans le locus de la tubuline (Tub) et des séquences de PARP (PARP) comprend le promoteur qui commande l'expression constitutive de PTS2eYFP et les séquences nécessaires à la transformation de l'ARN. PTS2eYFP B) l'importation. PTS2eYFP est synthétisé dans le cytoplasme où il se lie au récepteur soluble, PEX7, qui délivre la protéine rapporteur de la glycosomes. Une fois livré à la membrane glycosome, la protéine est importé. Organites matures contenant des machines à l'importation PTS2eYFP d'importation et de la fluorescence, tandis que ceux qui ne contiennent pas de machines fonctionnelle d'importation reste faible.
Figure 2 glucose-dépendante glycosome composition. Cellules du PCF ont été cultivées dans SDM79 (+ Glc) ou SDM80 (-Glc) etanalysées par cytométrie en flux. Histogrammes de 10.000 événements. A) L'analyse des cellules cultivées dans SDM79 révèle toujours deux pics. Les cellules fluorescentes abritent un mélange d'organites matures et immatures avec des cellules de plus grande intensité de fluorescence ayant glycosomes plus matures. Dans SDM79, mauvaise localisation des protéines glycosome est mortelle et glycosome expression de la protéine et l'importation doit être étroitement contrôlée. Cela se traduit par l'absence de cellules avec des intensités de fluorescence. Intermédiaires B) En SDM80, la mauvaise localisation des protéines glycosome est tolérée, la distribution bimodale de la population est perdu, et des cellules de fluorescence intermédiaire sont observées.
Figure 3 glycosome remodelage. Rénovation de glycosomes est déclenché par le passage dans un milieu frais.
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Discussion
Glycosomes sont des organites essentiels, dynamiques, spécifiques du parasite. Les processus qui régissent la biogenèse, la maintenance, la prolifération et le remodelage de ces organites sont probablement des cibles de médicaments qui pourraient être exploitées à des fins thérapeutiques. Malgré potentiellement forte abondance de ces cibles de médicaments, le domaine de la glycosome biogenèse a pris du retard l'étude des processus similaires dans d'autres organismes, principalement en raison de l'absence d'un système à haut débit maniable permettant de surveiller, réponses organelles rapides, dynamiques dans les cellules vivantes.
Systèmes rapporteurs fluorescents-organite ont été utilisées pour étudier la dynamique des organites chez les eucaryotes supérieurs, tels que les levures, les champignons, les plantes et les mammifères 23-25. Nous avons généré une souche transgénique de parasites PCF qui expriment PTS2eYFP qui est ciblé pour mûrir glycosomes, donnant organites fluorescentes. Les changements dans la composition glycosome peut être contrôlé via la fluorescence cellulaire suite. Grâce à ce système, nous avons constaté que les conditions environnementales, notamment le glucose, régulent glycosome composition 12.
Contrairement à la microscopie méthodes souvent utilisées pour étudier la dynamique des organites chez les parasites kinétoplastides, ce système rapporteur propose une méthode permettant de dépister rapidement les composés et les conditions qui influent sur la dynamique globale de glycosome. Cependant, les variations de fluorescence reflètent les changements dans les compositions globales des organites. D'autres expériences biochimiques et microscopiques sont nécessaires pour définir les différences moléculaires spécifiques entre des populations de cellules présentant des intensités de fluorescence.
Nous avons identifié un certain nombre d'étapes critiques dans les essais de remodelage. Chose intéressante, on a trouvé que les cellules sont mises en culture pendant de longues périodes (plus de deux passages), leur comportement en réponse à des modifications de l'environnement est imprévisible. Après la culture prolongée, les cellules passent de fortes densités en m fraisdias, présentent une augmentation temporaire de la population faible, ce qui indique qu'ils sont encore capables de remodeler glycosomes, mais mourir après 24 h. Nous avons également rencontré des situations où aucun remodelage est observée. La raison de ce comportement n'est pas claire, mais nous avons trouvé que lorsque les cellules sont traitées comme décrit ici (en limitant le nombre de passages des cellules et le maintien de deux cultures en dessous de 1 x 10 7 / ml), glycosome remodelage est reproductible. Lorsque les cellules ne sont plus sensibles aux conditions environnementales, retransformer cellules avec le plasmide reporter-construction généralement à remédier à cette situation.
Bien que ce système a été utilisé pour étudier le comportement glycosome chez les trypanosomes africains, il peut également être adopté pour l'étude des organites dans les autres parasites par fusion des protéines fluorescentes de séquences d'acides aminés que la protéine directe localisation à d'autres compartiments cellulaires.
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Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Adenosine | Avocado Research Chemicals Ltd | A10781 | SDM79 Ingredient |
| L-Alanine | Avocado Research Chemicals Ltd | A15804 | SDM79 Ingredient |
| L-Arginine | CalBiochem | 1820 | SDM79 Ingredient |
| p-Aminobenzoic acid | ICN Biomedicals | 102569 | SDM79 Ingredient |
| Basal Medium Eagle Vitamin Solution (100x) | Sigma | B6891 | SDM79 Ingredient |
| Biotin | Fisher | BP232-1 | SDM79 Ingredient |
| Calcium chloride | VWR | BDH0224 | Cytomix |
| EDTA | Fisher | S311-100 | Cytomix ingredient |
| EZNA Gel Extraction kit | Omega Biotek | D2500-01 | DNA purifiation |
| Research grade Serum | Fisher | 03-600-511 | SDM79 Ingredient |
| Folic acid | ICN Biomedicals | 101725 | SDM79 Ingredient |
| Glucosamine HCl | ICN Biomedicals | 194671 | SDM79 Ingredient |
| Glucose | GIBCO | 15023-021 | SDM79 Ingredient |
| L-Glutamine | CalBiochem | 3520 | SDM79 Ingredient |
| Glycerol | Acros Organics | Ac15892-0010 | Freezing media |
| Graces insect cell media powder | GIBCO | 11300-043 | SDM79 Ingredient |
| Hemin | MP Biomedicals | 194025 | SDM79 Ingredient |
| Guanosine | Avocado Research Chemicals Ltd | A11328 | SDM79 Ingredient |
| HEPES | MP Biomedicals | 194025 | SDM79 Ingredient |
| Magnesium chloride | Fisher | BP214-500 | Cytomix ingredient |
| L-Methionine | Fisher | BP388-100 | SDM79 Ingredient |
| MEM Amino Acids (50x) | Cellgro | 25-030-CI | SDM79 Ingredient |
| NEAA Mixture (100x) | Lonza | 13-114E | SDM79 Ingredient |
| Minimal Essential Medium (1x) with L-glutamine | Cellgro | 10-010-CM | SDM79 Ingredient |
| MOPS | Fisher | BP308-500 | SDM79 Ingredient |
| Sodium biocarbonate | Fisher | S233-500 | SDM79 Ingredient |
| Penicillin-streptomycin Solution | Cellgro | 30-002-CI | SDM79 Ingredient |
| L-Phenylalanine | ICN Biomedicals | 102623 | SDM79 Ingredient |
| Potassium chloride | Fisher | P217-500 | Cytomix ingredient |
| Potassium phosphate dibasic anhydrous | Fisheer | P290-212 | Cytomix ingredient |
| L-Proline | Fisher | BP392-100 | SDM79 Ingredient |
| L-Serine | Acros Organics | 56-45-1 | SDM79 Ingredient |
| Pyruvic acid, sodium salt | Acros Organics | 113-24-6 | SDM79 Ingredient |
| L-Taurine | TCI America | A0295 | SDM79 Ingredient |
| L-Threonine | Acros Organics | 72-19-5 | SDM79 Ingredient |
| L-Tyrosine | ICN Biomedicals | 103183 | SDM79 Ingredient |
| E.Z.N.A. Cycle Pure kit | Omega Biotek | D6492-02 | DNA purification |
| Binding buffer | Omega Biotek | PDR041 | DNA purification |
| SPW wash buffer | Omega Biotek | PDR045 | DNA purification |
| Gene Pulser Xcell | Biorad | 165-2660 | Trypanosome transformation |
| 4 mm Electroporation cuvettes | VWR | Trypanosome transformation |
References
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