Abstract
Muchas enfermedades neurológicas progresivas en los seres humanos, tales como la epilepsia, requieren modelos animales pre-clínicos que se desarrollan lentamente la enfermedad con el fin de probar las intervenciones en las distintas etapas del proceso de la enfermedad. Estos modelos animales son particularmente difíciles de implementar en los roedores inmaduros, un organismo modelo para el clásico estudio de laboratorio de estos trastornos. Grabación de EEG continua en modelos animales jóvenes de convulsiones y otros trastornos neurológicos presenta un desafío técnico debido al pequeño tamaño físico de los roedores jóvenes y su dependencia de la presa antes del destete. Por lo tanto, no sólo hay una clara necesidad de mejorar la investigación pre-clínica que mejor identifique esas terapias adecuadas para la traducción a la clínica, sino también una necesidad de nuevos dispositivos capaces de grabar continua EEG en roedores inmaduros. A continuación, describimos la tecnología detrás y demostrar el uso de un nuevo sistema de telemetría en miniatura, diseñados específicamente para el uso en ratas inmaduras oratones r, que también es eficaz para su uso en animales adultos.
Introduction
El más antiguo - y sigue siendo el más utilizado - técnica para el registro de biopotenciales en el cerebro es el electroencefalograma (EEG). Se utiliza clínicamente para anormalidades neurológicas, incluyendo la detección de convulsión 1, la localización de convulsión focos 2, y el diagnóstico de conmoción cerebral 3,4. Esta técnica también se utiliza ampliamente para proporcionar información fundamental sobre los mecanismos de sueño y para diagnosticar trastornos del sueño 5,6.
Al igual que en el diagnóstico clínico de las epilepsias, el EEG se ha convertido en indispensable para la investigación traslacional en modelos animales de epilepsia tanto genética y adquirida. En las aplicaciones actuales de investigación, "por cable" o grabaciones "atados" son estándar, y se realizan rutinariamente en roedores adultos durante semanas a la vez 7. Sin embargo, el ruido eléctrico, artefactos de movimiento, y el riesgo de que los animales se ató lesionar a sí mismos tirando del cable tienen compr largasomised estos experimentos. Por lo tanto, para mejorar las condiciones y las tasas de éxito experimental, tenemos que desarrollar nuevas tecnologías que permitan la eliminación de la interfaz de cable entre el animal y la instrumentación. El área más obvia de desarrollo es el diseño e implementación de sistemas de telemetría que permite grabaciones de alta calidad, mientras que el mantenimiento de una vida larga útil y minimizar las molestias para los sujetos animales. La reducción del tamaño físico de estos dispositivos permitirá la investigación traslacional en modelos de roedores neonatales y juveniles de trastornos neurológicos.
Cuenta de canal grabaciones Low EEG en ratas se emplean ampliamente para desarrollar nuevas terapias para suprimir las convulsiones epilépticas capaz de traducción para los seres humanos. Las grabaciones de uno o más sitios para un período prolongado abren muchas posibilidades para el uso de modelos de roedores de epilepsia en investigación traslacional. Gran parte de la investigación contemporánea en este campo tiene como objetivo bloquear la aparición de SEIZ crónicaUres o el desarrollo de epilepsia (es decir, epileptogénesis), y tales esfuerzos de investigación requieren extensa si la monitorización EEG no continua para ensayar la eficacia de la terapia propuesta 8; un pequeño sistema telemétrico, simple, con uno, dos o cuatro canales que operan entre 0,1 a 100 Hz por canal promoverá enérgicamente este tipo de investigación traslacional. Convulsiones electroencefalográficas ocurren a menudo con comportamientos mínimos (ciertamente sin convulsiones), lo que limita la utilidad de los ensayos basados en las convulsiones de comportamiento. La estrategia de combinar la grabación de EEG y la supervisión simultánea de vídeo permite la posibilidad de capturar cada convulsiones; y, además, estos enfoques analíticos pueden permitir una evaluación cuantitativa de los picos interictales que se producen en el cerebro epiléptico entre eventos 9 "ictal" (o convulsiones). Además, la capacidad para obtener una alta calidad a bajo artefacto continua registros de EEG, para los que la tecnología inalámbrica es generalmentesuperior, permitirá el desarrollo de uso de algoritmos basados en ordenador para el estudio de las formas de onda de EEG específicas (por ejemplo, theta, gamma), así como detección automática de convulsiones, reduciendo significativamente la carga de trabajo del experimentador.
El modelo pre-clínico primario para el estudio de la epilepsia crónica después de la lesión cerebral es la rata o el ratón adulto, ya sea a través de una quimio-convulsivo (es decir, ácido kaínico o pilocarpina) o inducida eléctricamente estado epiléptico (SE), que es seguido por la epilepsia crónica. En estas condiciones, las convulsiones severas asociadas a SE o las convulsiones posteriores en los animales de epilepsia pueden conducir a lesiones por el desgarro animal o tirando de la correa de sujeción y el aflojamiento de los tornillos que mantienen la unión del casquete. En última instancia, es este problema que por lo general termina estos experimentos, y sin embargo, la necesidad de obtener los registros de EEG de alta resolución a largo plazo para los experimentos destinados a desarrollar nuevas terapias para la crónicaepilepsia es primordial. Además, la vivienda, el seguimiento y el análisis de los datos de animales a largo plazo implantados es una inversión considerable tanto en costes directos e investigador de tiempo; Por lo tanto, la terminación prematura del experimento puede resultar en costos significativos para los investigadores. A medida que estos modelos de progreso epilepsia, las convulsiones generalmente se hacen más frecuentes y más graves 10-12, aumentando la probabilidad de que los animales son heridos, al igual que su utilidad para el desarrollo de nuevas terapias se convierte mayor. Estos animales pueden desarrollar habitualmente decenas de ataques convulsivos por día, que se producen a menudo en grupos de 13.
Probablemente uno de los acontecimientos más importantes de la ciencia biomédica ha sido el uso de la orientación de genes en modelos de ratón. Este enfoque ha permitido, y continuará permitiendo el desarrollo de modelos animales de epilepsia genética que reproduce síndromes humanos reales 14-16. Manipulaciones genéticas pueden llevarse a cabo comoterapias de prueba de principio para suprimir las convulsiones epilépticas o incluso bloquear el desarrollo de la epilepsia después de una lesión cerebral 17-20. Este tipo de investigación se beneficiaría enormemente de la capacidad de realizar de alto rendimiento registro continuo de la EEG. En la actualidad, es posible grabar de ratones con cualquiera de los sistemas de atados o de telemetría; sin embargo, los retos de la obtención de alta calidad, grabaciones libres de artefactos son sustancialmente más difícil que las ratas, y, a menudo esto requiere diversas formas de mochilas que los ratones que intentan continuamente para eliminar. El estrés podría aumentar la severidad de las crisis, la frecuencia y / o duración, y por lo tanto en última instancia modificar la epilepsia de los animales experimentales, confundiendo así el estudio. Un peso ligero, de bajo perfil pequeño sistema, telemetría miniatura facilitarán la grabación de largo plazo EEG de los modelos genéticos de ratón de la enfermedad humana.
Además de los problemas descritos anteriormente, la grabación de EEG en el modelo de roedor inmaduros de la enfermedad tiene su propio conjunto único de desafíos. Animales inmaduros pueden pesar tan poco como 6 g (P8 ratón) a 17 g (rata P6). Es prácticamente imposible hacer multi-día registros de EEG atados de serie debido a un aumento del estrés de sujeción y la incapacidad para permitir que la cría natural de la pup por la presa. Hasta los animales se destetan, deben permanecer en el cuidado de la presa. La presa es propensa a destruir cualquier conjunto conector exteriorizado en el cachorro, terminar el cachorro, y en algunos casos terminan toda la camada. Además, el cráneo roedor inmaduro hace que sea difícil para montar cualquier pedestal electrodo al cráneo con integridad mecánica. Estos desafíos, únicos a los roedores inmaduros, requieren una solución novedosa para realizar grabaciones electroencefalográficas robusta, a largo plazo. Aquí nos centramos en la demostración de la implantación y el registro de EEG utilizando un nuevo transmisor inalámbrico en miniatura y presentan tres experimentos de prueba de principio como ejemplos para el uso de la miniatura sistema de telemetría inalámbrica: 1) la immaduro modelo de crías de rata de la hipoxia-isquemia, 2) los ratones adultos tratados con DFP para inducir el estado epiléptico y convulsiones espontáneas posteriores, y 3) el modelo genético de malformaciones cavernosas vasculares que dan lugar a convulsiones y la muerte en ratones adultos.
El sistema de telemetría inalámbrica miniatura fue diseñado para cumplir con cuatro requisitos principales: (1) la implantación quirúrgica mínimamente invasiva; (2) la compatibilidad para la vivienda de las crías de roedores con la presa y hermanos de camada; (3) bajo consumo de energía de la unidad, permitiendo así meses de seguimiento continuo sin quirúrgico re-implantación; y (4) la capacidad para registrar las formas de onda del EEG de alta calidad con los artefactos de movimiento mínimos. El transmisor inalámbrico pesa <0,6, 2,3, y 4 g y es <0,3, 0,8, y 1,4 cm 3 dependiendo de la batería con una huella de 5 x 7, 7 x 9, o 7 x 12 mm que se monta fácilmente en el cráneo del animal con gel de cianoacrilato. No se necesitan tornillos de anclaje óseo para fijar de forma segura el dispositivo parael cráneo, lo que reduce el número de agujeros que deben ser perforados en el cráneo y el tiempo de la cirugía. El dispositivo es capaz de amplificar dos canales de EEG o potenciales de campo locales de estructuras profundas del cerebro, tales como el hipocampo, durante más de 2 semanas, 2 meses, 6 meses o en esta configuración. El pequeño tamaño del transmisor inalámbrico reduce el riesgo de infección, aumenta la movilidad animal, y en última instancia, reduce la morbilidad y la mortalidad que aumenta de lo contrario el tiempo, dinero, y el número de animales necesarios para un experimento. Todos los componentes electrónicos y la batería están en maceta en epoxi de grado médico que hace el dispositivo a prueba de agua y resistente, la prevención de la presa de la masticación en el transmisor que podrían hacer que el dispositivo deje de funcionar. A diferencia de los transmisores de radiofrecuencia, el sistema de telemetría utiliza acoplamiento capacitivo entre el transmisor y una antena receptora que se encuentra debajo de la caja de los animales, lo que permite al usuario mantener los animales en una vivienda estándar de roedores. Múltiples canales de recording permite la grabación de biopotenciales multimodales, como electrocardiograma y electroencefalograma. Los modelos animales de comorbilidades se beneficiarán de la posibilidad de grabar durante biopotenciales comportamiento 21-23. Combinando el comportamiento con monitorización EEG será proporcionar a los investigadores una mejor herramienta para la investigación y los estudios preclínicos.
Protocol
Siga las directrices institucionales para el cuidado de animales para la esterilización herramienta quirúrgica, y modificar el protocolo que sea necesario para cumplir con las directrices y obtener la aprobación por Animal Institucional de Cuidado y Uso Comité de su institución (IACUC).
1. Preparación quirúrgica
- Limpiar y preparar el transmisor para asegurar cirugía segura y estéril. Retire el transmisor de su embalaje antiestático y, o bien por pulverización o remojo en etanol al 70%. Transmisor Enjuague con solución salina estéril y entre las esponjas de algodón estériles empapadas en solución salina estéril o mantenerse sumergidos en solución salina estéril.
- Recoger y esterilizar los instrumentos necesarios para la cirugía; autoclave de vapor para la esterilización. Ver tabla de materiales y reactivos para la lista de instrumentos quirúrgicos.
2. implantación quirúrgica
- Anestesiar animales y mantener la anestesia, según el protocolo aprobado por el IACUC. Al inicio y durante el surgery comprobar el reflejo toe-pellizco cada 15 min. La falta de respuesta indica el nivel suficiente de la anestesia.
- Para cachorros, utilice anestesia por isoflurano (4%) con O 2 (100%). Para los adultos, el uso de ketamina (100 mg / kg) con xilazina (10 mg / kg).
- Posición en marco estereotáxico Fijar. Coloque la punta de la barra del oído en el conducto auditivo. No apriete excesivamente bares oído que el cráneo es muy suave en jóvenes crías de rata. Asegure el cono de la nariz anestesia.
- Mantenga el animal caliente durante la cirugía, colocándolo en la almohadilla térmica a 37 ° C. En animales adultos, aplicar lubricante ungüento para los ojos del animal.
- Esterilizar sitio de la incisión y mantener campo quirúrgico estéril.
- Hisopo el cuero cabelludo con alternancia de aplicaciones de etanol 70% y betadine. Comience en el centro del cuero cabelludo y hacer círculos concéntricos cada vez más amplios.
- Cubra el animal con drapeado y llevar a cabo la cirugía sobre animales drapeado. Mantener las stericampo quirúrgico le alineando la quirúrgica puesta a punto con paños estériles, equipo de pulverización con etanol al 70%.
- Use guantes quirúrgicos estériles y vestido (o según se requiera por la institución). Para ayudar a mantener el campo estéril, use un ayudante quirúrgico.
- Hacer una incisión en el cuero cabelludo del animal ligeramente detrás de los ojos a lo largo de la línea media, aproximadamente 2 cm. Tenga cuidado al insertar el bisturí como el cráneo sigue siendo muy suave en jóvenes crías de rata. Haga un solo corte por lo que la incisión sangra menos, y se cura más rápido.
- Exponer el cráneo. Prepare un área limpia y seca para maximizar el enlace entre el transmisor y los huesos del cráneo. Utilice clips de aneurisma de captar cuero cabelludo.
- Tire suavemente el cuero cabelludo lejos de la línea media en las cuatro esquinas. Busque referencias anatómicas como bregma y lambda en el cráneo. Recuerde huesos del cráneo no se fusionan en los animales a esta edad. Utilice el atlas de Paxinos coordenadas estereotáxicas para encontrar la ubicación correcta para la trepanación.
- Utilice una herramienta de tipo Dremel con una broca de tipo fresa. Cree dos trepanaciones en posiciones de grabación deseados con los orificios de ser más grande que 300 micras de diámetro. Coloque el agujero de trépano para el electrodo de referencia durante el cerebelo detrás de la lambda del cráneo.
- Asegúrese de que los cables en el transmisor están alineados con los orificios de trepanación. Si los hilos de los electrodos no están alineados, la contaminación pegamento de los electrodos es probable, y tendrá como resultado una mala señal. Para alinear los cables, compruebe el ajuste del transmisor y suavemente doblar electrodos para alinearse en los sitios destinados para trepanaciones.
- Recorte los cables de los electrodos. Con unas tijeras quirúrgicas para recortar los electrodos a la longitud deseada. La profundidad del electrodo es importante para el tipo de grabación requerido para el experimento (es decir, colocar los electrodos por encima de la duramadre para registros de EEG, o utilizar coordenadas estereotáxicas para las estructuras cerebrales definidas).
- Liberally aplicar cianoacrilato en la base del transmisor to cubrir el área asegurándose de evitar el recubrimiento de los electrodos. Pegamento cianoacrilato es un aislante eléctrico, contaminando electrodos con pegamento dará lugar a ninguna señal.
- Si la grabación de las estructuras profundas del cerebro, montar el transmisor en el soporte de cánula y lo coloca en el brazo estereotáxica para el control del eje z. Bajar el transmisor utilizando el brazo estereotáxica de profundidad adecuada y colocar gel de cianoacrilato alrededor del transmisor.
- Cráneo completamente secos antes de colocar el transmisor para asegurar una fuerte unión adhesiva. Aplicar transmisor recubierto con cianoacrilato al cráneo. Tenga cuidado de alinear los electrodos con los correspondientes orificios de trepanación.
- Trate de evitar las grandes estructuras vasculares perjudiciales. Mantenga el transmisor en el lugar con una ligera presión durante un minuto. Utilice una ligera presión para formar un fuerte vínculo entre el transmisor y el cráneo.
- Aplicar cianoacrilato adicional, suficiente para sellar por completo la interfaz de transmisor / cráneo. Para asegurar agood en forma y fuerte vínculo, maximizar el área superficial del pegamento que hace contacto con el cráneo. Aplicar el adhesivo de cianoacrilato en un círculo alrededor del transmisor, asegurándose de que tanto el cráneo y la pared del transmisor están cubiertos.
- Aplicar acelerante química (0,1 ml) a través de una jeringa en todo el cianoacrilato en la base del transmisor implantado. Utilice acelerante con moderación, teniendo cuidado de no aplicar al tejido adyacente.
Nota: la aceleración de la química de curado de cianoacrilato asegura que la fuerte unión entre el transmisor y el cráneo se forma rápidamente. Acelerante de cianoacrilato es útil para el curado velocidad de adhesivo, pero no es necesario. - Quite el acelerador lavando el área con solución salina estéril. Acelerador de cianoacrilato puede causar irritación de los tejidos si no se lavan de la zona de la incisión. Para lavar la zona, llenar una jeringa 1,0 ml de solución salina estéril y el riego de la zona a través de una aguja de la jeringa. Generalmente 0,5 ml de solución salina es suficiente para lavarel acelerador.
- Suturar la piel alrededor de la base del transmisor, pero no cubra el transmisor. Inicio de transmisor debe estar por encima de la piel para transmitir eficientemente las señales neuronales. La piel debe ser razonablemente apretado alrededor del transmisor y el pegamento alrededor de la unidad. Utilice Vicryl o sutura de seda (hilo suave); la piel en animales inmaduros es suave y se daña fácilmente si no se utilizan suturas suaves. Para los animales adultos, utilizar cualquier material de sutura.
- Retire animal del marco estereotáxico y colocarlo en la manta climatizada para la recuperación.
- Asegúrese de animales son cálidas (37 ° C) y ambulatoria (es decir, completamente recuperado) antes de regresar a la presa. Asegúrese de que el animal se hidrata pellizcando la piel en el lomo del animal (si el animal está deshidratado, la piel permanecerá deformada). Si los animales se deshidrata, administrar la inyección subcutánea de tampón de Ringer lactato. No dejar al animal sin vigilancia hasta que se haya recuperado el conocimiento suficiente para mantenerdecúbito esternal.
- Administrar buprenorfina (0,05 mg / kg) a los animales para el tratamiento del dolor post-quirúrgico y una inyección sub-cutánea de 0,1 ml de bupivacaína alrededor del sitio de inyección.
Nota: De principio a fin todo el proceso debe completarse en 5-10 min en animales de esta edad (día postnatal 6). El tiempo quirúrgico puede tomar más tiempo para los animales de más edad.
- Administrar buprenorfina (0,05 mg / kg) a los animales para el tratamiento del dolor post-quirúrgico y una inyección sub-cutánea de 0,1 ml de bupivacaína alrededor del sitio de inyección.
3. Cuidado y Vivienda
Nota: Algunas presas pueden no tolerar cachorros implantados con el dispositivo. Las presas pueden necesitar ser seleccionado que son tolerantes. Es aceptable que la presa se mueva alrededor de la jaula de cachorros por recogerlos por el transmisor.
- Una vez que los animales son destetados, solos-alojarlos para evitar la eliminación de los dispositivos de su compañero de jaula.
- La eutanasia a los animales por dosis letal de pentobarbital (25 mg / kg) o isoflurano (en una campana de vidrio) cuando los signos de angustia están presentes.
- Tenga en cuenta, algunas jaulas alojamiento de animales con inserciones de alambre puede interFERE con los transmisores implantados. Asegúrese de verificar la altura de la inserción de alambre para asegurarse de que los animales no pueden conseguir el transmisor atrapado entre las 'barras' de la inserción de alambre. Consulte a su veterinario para obtener ayuda.
4. Grabación de EEG
- Colocar el animal en una jaula por sí mismo o co-alojados con sus compañeros de camada y la presa. Sin embargo, el lugar único implantado animal en una sola jaula. No deje crías solo en la cámara de grabación durante más de 2 horas. Monitorear los animales en busca de signos de angustia y deshidratación.
- Conecte la fuente de alimentación suministrada a la base del receptor y compruebe el indicador de alimentación se ilumina. Conecte el receptor a base de un sistema de adquisición de datos mediante cables (bayoneta Neil-Concelman) BNC.
- Coloque la jaula de los animales en la parte superior de la base receptor (Figura 2). La luz de "señal" se iluminará indicando un transmisor que se ha detectado. Los datos ahora puede ser grabada.
- To registrar datos, conecte la base del receptor a un convertidor analógico-digital y conectar el convertidor a un ordenador (Figura 1).
- Ajuste la frecuencia de muestreo de la grabación. Asegúrese de que los datos se tomaron muestras correctamente. Seleccione al menos 250 Hz de frecuencia de muestreo (500 Hz recomendado) para la grabación (ancho de banda del transmisor es 0,1-100 Hz).
- Guarde los datos digitalizados y analizar el uso de paquetes de software de procesamiento de señal, como Matlab.
5. EEG Análisis - general
- Realizar FFT (transformada de Fourier rápida) para transformar los datos de EEG temporales para el dominio de la frecuencia de 0-100 Hz.
- Realizar una estimación de las densidades espectrales de potencia (PSDs) de la FFT utilizando 256 segmentos Hann-ventana basado en el método de Welch y normalizado por 10 x log 10 (PSD). Espectros de energía muestran las frecuencias específicas que dominan la señal del EEG durante el período de tiempo deseado.
- Datos de grupo a través de los animales mediante la adopción de la media de la PSD de cada animalsobre los tratamientos de tiempo emparejados. Crear intervalos de confianza del 95% por 1,96 x media (PSD) / raíz cuadrada (n) donde n es el número de animales (trazas PSD). Trazar los medios y el 95% intervalos de confianza de los datos para generar un informe cuantitativo de todo el contenido de frecuencias del EEG en las cohortes de animales tales como la comparación de los grupos tratados frente a los grupos de control.
6. La hipoxia perinatal-isquemia (HI) Protocolo Modelo
- Anestesiar el P6 - 7 rata crías usando anestesia con isoflurano (4% con 100% de O 2) colocando al animal en una caja de la anestesia (caja con el aporte de vaporizador anestesia). Al inicio y durante la cirugía comprobar la convergencia pizca reflejo cada 15 min. La falta de respuesta indica el nivel suficiente de la anestesia.
- Coloque el cachorro en su parte posterior, exponer el cuello y frote con alternancia de aplicaciones de etanol al 70% y 10% betadine. Repita el matorral etanol / betadine 3 veces.
- Hacer una incisión de 1 cm en la piel del cuello con stijeras rojo en la línea media del cuello. Levante la piel con pinzas y hacer el corte con tijeras. Tenga cuidado de no cortar el tejido muscular al hacer la incisión.
- Utilice la técnica de disección roma para exponer la arteria carótida. Para realizar una disección roma, utilice dos pares de pinzas de extremos nariz. Inserte la punta en el tejido y dejar que la acción de resorte del instrumento quirúrgico se extendió el tejido. Repita hasta que se expone la arteria carótida. Identificar la arteria carótida por un color rojo brillante y la presencia de pulso visible.
- Arteria carótida separado del nervio vago usando fórceps romos. Inserte las pinzas de punta roma entre la arteria y el nervio. Suelte la pinza y dejar acción de resorte de la herramienta separar la carótida del nervio vago.
- Lugar aneurisma abrazaderas 4-5 mm de distancia en la arteria carótida. Tenga cuidado de no dañar la arteria con las pinzas, evitando movimientos rápidos.
- Cauterizar la arteria carótida entre las pinzas aneurisma. Para cauterizar la arteria, Toque la arteria entre las pinzas con una punta cauterizador caliente. Después se corta la arteria, asegúrese de ambos extremos se cauterizan correctamente para evitar la hemorragia.
- Retire las abrazaderas, cerrar la incisión en el cuello con 3 puntos de sutura. Sólo suturar la piel, tener cuidado de no suturar el tejido muscular.
- Deje que el animal se recupere durante 1 hora. Controlar la respiración del animal y el sangrado de la cuello. Si el sangrado está presente, no someta al animal a HI (paso 6,10).
- Colocar el animal en una cámara de temperatura controlada a 37 ° C e introducir continuamente 8% O 2/92% de mezcla de N 2 en la cámara durante 2 h.
Representative Results
Hemos desarrollado e implementado el concepto de grabación EEG de un único roedor adulto, esquematizado en la figura 1 para el proceso de aprobación IACUC, el diseño debe integrarse bien en las instalaciones de los animales institucionales existentes.; por lo tanto, el sistema fue diseñado para ser fácilmente instalado en una instalación animal estándar sin el uso de espacio adicional: el animal se encuentra en un "animal-planta tema" jaula de la vivienda habitual que se coloca dentro de un receptor con una jaula de Faraday integrada para reducir ruido eléctrico. La señal de cada base del receptor se lleva a cabo por medio de cables a un digitalizador que está conectado a un ordenador (Figura 1). Se necesita un solo ordenador para recoger datos de hasta 32 animales registrados al mismo tiempo, dependiendo de la capacidad de sistema de adquisición de datos del usuario. Este tipo de configuración consume poca energía y produce poco calor, una característica compatible con instalaciones de animales de clima controlado. Los datos pueden sermuestra en tiempo real en el monitor, lo que permite el monitoreo experimental, y se almacena a largo plazo sobre discos duros externos (unidad de almacenamiento de 10 TB).
Con el fin de minimizar los daños por camada y la canibalización cachorro por la presa, probamos varios factores de forma transmisor. El diseño final fue un cilindro con cúpula; una forma difícil para ratas a morder y daños. Un transmisor individual sobre el cráneo de una rata adulta se muestra en la Figura 2A y una versión temprana de alta densidad (32 animales) bases receptor y plataformas de grabación en la que se coloca la vivienda estándar para roedores se muestra en la Figura 2B. Eficacia de energía era una consideración muy importante; elegimos acoplamiento capacitivo como un protocolo de transmisión de datos. El siguiente diseño permite la grabación continua EEG durante más de 6 meses, dependiendo de la capacidad de la batería (Figura 2). Los ratones de tan sólo 12 días después del parto (P12, Figura 3A) y ratas tan jóvenes como P6 (Figure 3B) toleran el transmisor bastante bien. Adhiriendo el transmisor al cráneo con cianoacrilato permite a los animales crecen con el transmisor en la edad adulta (Figura 3C), mientras que el mantenimiento de la adquisición continua de datos del EEG.
El factor de forma miniaturizada única de la interfaz inalámbrica transmisor y se presta para el trabajo con modelos animales de condiciones neo y perinatales. Los datos de la Figura 4 muestra de dos canales de grabación de EEG de la actividad convulsiva sub-aguda que sigue (HI) (ligadura de la arteria carótida, seguido de 2 horas de hipoxia con 8% de O mezcla 2) infarto hipóxico-isquémica en un Sprague-Dawley P7 las crías de rata 13. El tratamiento HI causa una gran lesión en el hemisferio ipsilateral a la carótida ligado. Aquí, las grabaciones muestran un racimo de dos convulsiones generalizadas sobre los dos hemisferios del cerebro lesionado. El trazo negro representa la actividad del EEG en el hemisferio contralateral a la lesión, elazul traza muestra EEG en los hemisferios ipsilaterales (es decir, en la zona de la lesión). Mientras que la actividad convulsiva está presente en ambos hemisferios del cerebro, el hemisferio ispilateral muestra supresión de fondo EEG, lo cual es indicativo de daño cerebral permanente 21.
El estado epiléptico puede ser inducida en ratas adultas mediante la inyección de los animales con el organofosfato, DFP 22,23. Los datos en la Figura 5 muestran las descargas repetitivas de EEG, que son indicativos del estado epiléptico (ver expansiones temporales Figura 5A, B). Debajo de las trazas de la muestra, el curso temporal del estado epiléptico durante 12 hrs ha sido analizada con un modelo de efectos mixtos no lineal que cuantifica la intensidad de las convulsiones en el tiempo. La gravedad del estado epiléptico se define por la potencia del EEG en la banda gamma (20-60 Hz). Aquí, la potencia descrito anteriormente se promedió a través de 12 animales y se representó más de 12 horas con intervalos de confianza del 95%. Th e datos muestran un marcado aumento en el poder gamma dentro de la primera hora de tratamiento DFP, que persiste por más de 12 horas durante el cual los animales fueron monitorizados continuamente. El siguiente método de análisis permite una medida cuantitativa de la gravedad del estado epiléptico aguda, un fenómeno analizó anteriormente principalmente con medidas de comportamiento. Se incluye esta técnica de análisis como un ejemplo, ya que utiliza el cálculo de potencia en las bandas de EEG clásicos y se ha utilizado ampliamente en los estudios preclínicos para probar la eficacia de los medicamentos anticonvulsivos en nuestro laboratorio 24-26. Posiblemente el aspecto más valioso de hacer grabaciones inalámbricos continuos, ininterrumpidos con la telemetría inalámbrica es la posibilidad de grabar los eventos espontáneos anormales que ocurren con baja incidencia. Estos tipos de datos demuestran la amplia utilidad del sistema de transmisor inalámbrico.
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Figura 1:. Esquemática del sistema de grabación Epoch El sistema de grabación inalámbrico consta de dos componentes: 1) un transmisor cráneo montado inalámbrico que amplifica la bioseñales, y 2) una placa receptora coloca debajo de la vivienda estándar para roedores. La salida de la base de receptor es una señal analógica que consiste en la demodulada bioseñales amplificada a un máximo de 4 V pico a pico. Esta señal puede entonces ser alimentada a un sistema de adquisición de datos para la grabación.
Figura 2:. El transmisor y el receptor Este transmisor inalámbrico particular (A) pesa 4 g y desplaza <1,4 cm 3 de volumen y con una huella de 7 x 12 mm se monta fácilmente en el cráneo de ratas y ratones. El transmisor puede amplificar 2 canales de biopotenciales para hasta 6 meses después de que la batería es de drenajeed. Las baterías más grandes pueden ser utilizados por más tiempo de grabación. Los animales se colocaron en jaulas estándar de roedores en la parte superior del receptor Epoch (B). Muestra a la derecha es un ejemplo temprano de dos equipos de grabación separadas cada una con capacidad de grabación de 16 animales demostrando al mismo tiempo la huella relativamente pequeña (2 'x 4', ca. 60 cm x 120 cm) de cada uno de los equipos de grabación.
Figura 3:. La implantación del transmisor inalámbrico en ratas y ratones El transmisor permite grabaciones EEG continuos de hasta 6 meses en ratones de tan sólo 12 días después del parto (P12, arriba). La fotografía del medio es de un cachorro de rata P7 implantado con el transmisor en miniatura. El transmisor permanece firmemente unida al cráneo como el animal madura. El animal, en el fondo es P280 y se implantó con un transmisor farsa en P7 edad. El sistema permite simultaregistros de EEG neos y continuos de varios animales de edades comprendidas P7 hasta el destete, reduciendo el número de camadas necesarios para la pre-clínica, a largo plazo, los estudios de seguimiento de EEG.
Figura 4: la grabación de las convulsiones inducidas por hipoxia-isquemia con el sistema de telemetría de dos canales grabaciones de doble canal de EEG anormal con la telemetría inalámbrica en una cría de rata P7 después de la ligadura de la carótida (isquemia) durante 8% O 2 tratamiento (hipoxia).. (A) y (B), se expandieron vistas de las formas de onda. La actividad convulsiva está presente en ambos hemisferios (negro, azul) con supresión sustancial EEG presente en el hemisferio con infarto isquémico (azul).
Figura 5: Grabación epilepti estadocus en ratas adultas. registros de EEG de superficie (es decir, de la duramadre) con el sistema de telemetría inalámbrica miniatura en respuesta a tratamiento diisopropilfluorofosfato (DFP) en una rata adulta. Los períodos de sombra en la traza superior (A y B) se expanden vistas de las formas de onda en los rastros de abajo. Los datos registrados con el transmisor inalámbrico se pueden analizar en el dominio de la frecuencia que permite comparaciones estadísticas en una cohorte de animales. (C) Los datos son los intervalos de media y 95% de confianza de poder banda gamma (20-60 Hz) siguientes epiléptico inducido por DFP estado (N = 12) durante 12 horas después de la administración de DFP.
Figura 6:. La grabación de las convulsiones y los cambios en el EEG en un modelo de ratón transgénico de malformaciones vasculares cavernosos Aquí, grabamos de un ratón transgénico (A) ºa está experimentando la actividad convulsiva. Al principio, patrón normal EEG está presente (1); inmediatamente antes de la toma hay un período de depresión pre-ictal (2), que es seguido por un racimo de cinco convulsiones (3). Después de las convulsiones, las descargas ictal anormales están presentes en la señal (4). Animales de control no tiene convulsiones y sin características de EEG anormales (B).
Discussion
Puede ser muy caro para hacer grabaciones electroencefalográficas a largo plazo en modelos de pequeña animales de la enfermedad. Al confiar en los circuitos eléctricos sencillos y haciendo hincapié en el consumo de baja potencia, hemos sido capaces de crear un sistema transmisor (Figuras 1 y 2) que reduce el costo de los experimentos de seguimiento a largo plazo. El costo total de un experimento de monitorización de 6 meses podría ser tan bajo como $ 470, más el costo del animal (~ $ 1,5 animales viáticos, $ 200 transmisor). El pequeño tamaño del transmisor permite grabaciones electroencefalográficas ininterrumpidas continuas en pequeños animales, modelos pre-clínicos de la enfermedad humana, que son muy difíciles de obtener con los sistemas de grabación inalámbricas basadas-radio-frecuencia o tethered (Figura 4). Finalmente, la naturaleza cráneo-montada del transmisor reduce el tiempo de la cirugía y el estrés en el animal que de otra manera puede comprometer un experimento. Aquí, mostramos experimentos de prueba de principio entre tres diffErent modelos experimentales de convulsiones: hipoxia perinatal isquemia 13, 27, 28 en una cría de rata (Figura 4), epiléptico inducido por DFP estado (Figura 5) y las convulsiones en un modelo genéticamente inducida de malformaciones vasculares cavernosos (Figura 6).
Posiblemente el aspecto más crítico para la obtención de grabaciones electroencefalográficas libre de artefactos, a largo plazo es para verificar el acceso electrodo sin restricciones a la región cortical de interés (Figura 4-6). Esto incluye el electrodo de referencia / puntos en común. Especialmente crítico es fijar el transmisor en el cráneo para aplicaciones de EEG epidurales. Durante este proceso, es posible inadvertidamente recubrir la punta de los electrodos con cianoacrilato dada la muy corta longitud de los electrodos. El recubrimiento de los electrodos en cianoacrilato puede atenuar las señales de EEG o completamente aislarlos en el peor de los casos. Del mismo modo, la falta de una buena conexión eléctrica bntre la referencia / tierra común y el cerebro del animal impedirá el correcto funcionamiento del amplificador diferencial en el transmisor, lo que resulta en una salida de señal eléctricamente "ruidoso". A menudo, después de la cirugía, las señales de buena calidad pueden ser comprometidas durante un máximo de 48 horas debido a un edema que rodean los orificios de trepanación en el cráneo. A medida que el edema desaparece, señales generalmente mejoran. Esto puede evitarse mediante la colocación de los electrodos sobre la superficie del cráneo sin hacer orificios de trepanación. Las consecuencias de este proceso se incrementan el potencial para cubrir los electrodos con cianoacrilato, reducen la actividad de alta frecuencia debido a los bajos-pass características eléctricas del hueso del cráneo, y el potencial para aislar eléctricamente el ruido de la prestación de referencia / terreno común en las señales. La práctica de la colocación correcta de los electrodos se puede hacer con una pieza delgada de madera o de chapa que imita el espesor del ratón o rata cráneo. Los resultados presentados en este manuscrito ilustran la quadad de las grabaciones que se pueden obtener utilizando la tecnología de telemetría inalámbrica.
La implantación quirúrgica usando el método descrito en el presente documento puede tomar tan poco como 10 min, dependiendo de la complejidad de la cirugía. Para el acceso quirúrgico a las estructuras profundas del cerebro, tales como la región CA1 del hipocampo, lo mejor es conectar el transmisor a un micromanipulador montado en un marco estereotáxico. El micromanipulador proporcionará al cirujano con la precisión para implantar el transmisor de acuerdo con las coordenadas estereotáxicas publicados en el atlas de las 29 del ratón y la rata 30 cerebros. Esto puede hacerse simplemente viradas un trozo de tubo de aguja hipodérmica al transmisor con cianoacrilato y luego el montaje de la aguja hipodérmica en el micromanipulador. Micromanipulador de control de x, y, y z se coordenadas proporcionar estabilidad adicional al montar el transmisor en el cráneo antes de la sutura de la piel cerrada. La adición de tornillos de hueso alrededor de la peperimétrico del transmisor puede ayudar a anclar el transmisor al cráneo, a pesar de que no son necesarios. Los tornillos para huesos pueden ser eficaces, sin embargo, en ciertos modelos animales de epilepsia y convulsiones, tales como la rata adulta tratada con litio-pilocarpina. Estos animales tienden a tener convulsiones espontáneas con la actividad motora intensa que pueden dañar el transmisor durante la convulsión. Complejidad adicional podría añadirse a estos experimentos. Por ejemplo, el transmisor es compatible con muchos modelos diferentes de la lesión cerebral traumática, como impacto cortical controlado 31. La durabilidad del dispositivo transmisor se probó mediante la implantación de los animales con los transmisores en P7, y luego alojarlos en la instalación animal. Después de 12 meses, la mayoría de los implantes se mantuvo intacta en el cráneo. Cuando se sacrificaron los animales, los cráneos parecían ser normal y el transmisor se incrustan en el hueso del cráneo, lo que requiere una fuerza significativa para extraerlo. Tenga cuidado cuando las estructuras profundas del cerebroson estudiados; como el cerebro crece, y los electrodos permanecen estacionarios, se esperaría que la posición final de los electrodos a cambiar. Para las técnicas descritas aquí, los electrodos se colocan normalmente por encima de la duramadre, que permitió que tanto el cerebro y el cráneo para crecer y para electrodos de permanecer en sus posiciones originales. El factor limitante en cuanto tiempo se puede utilizar el transmisor es el tamaño de la batería (es decir, hasta que la batería se agote).
Un diseño monolítico autónomo (es decir, el transmisor está incrustado en epoxi duro) de la carcasa del transmisor se presta a utilizar con crías inmaduras alojados con la presa y sus compañeros de camada. A menudo, co-vivienda implantó animales con ataduras cableadas resultados en la destrucción del hardware o canibalización de los cachorros implantado por la presa. La forma de pared lisa del transmisor permite la implantación con prácticamente ningún fallo en el hardware o la pérdida de crías debido a la canibalización.
Disclosures
Drs. Lehmkuhle y Dudek tienen un interés financiero en epitel, Inc., los diseñadores del sistema de grabación biopotencial inalámbrica Época.
Acknowledgments
Este trabajo fue financiado por el Instituto Nacional de Trastornos Neurológicos y Accidentes Cerebrovasculares R43 / R44 NS064661.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Sterile Surgical Gloves | Protective Industrial Products | 100-3201 PF | Powder Free Sterile Latex Surgical Glove |
| Scalpel Handle | FST | 10003-12 | |
| Scalpel Blade #15 | FST | 10015-00 | |
| Fine Scissors | FST | 14090-09 | |
| Burr tool | Ram Products, Inc. | Microtorque II | |
| Fine burr | FST | 19007-07 | |
| Aneurism clip | ROBOZ | RS-5422 | |
| Toothed Forceps | FST | 11022-14 | |
| Cotton-Tipped applicators | McKesson | 24-103 | |
| Needle Driver | WPI | 521725 | Olsen-Hegar Needle Holder |
| Cyanoacrylate gel | Henkel | Loctite 4541 | |
| Cyanoacrylate accelerant | Henkel | Loctite 7452 | |
| Suture | Ethicon | Vicryl RB-1 J304 | |
| Elecrocautery disposable | Bovie | AA01 | Fine Tip |
| Surgical Tray | FST | 20311-21 | |
| Epitel Receiver Base | Epitel Inc | N/A | |
| Epitel wireless transmitter | Epitel Inc | N/A | |
| Biopac digitizer | Biopac | MP-150 | |
| PC-compatible computer |
References
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