Summary
Le but de cette étude est d'identifier les réseaux cérébraux distribués liés à la récompense en délimitant une technique immunohistochimique fiable en utilisant l'activation de c-fos cellulaire pour mesurer les changements simultanés dans les voies de la dopamine et sites terminaux après nouvelle ingestion de gras et de sucre chez les rats.
Abstract
Cette étude utilise l'activation de c-fos cellulaire pour évaluer les effets de l'ingestion de nouvelles graisses et de sucre sur le cerveau de la dopamine (DA) voies chez les rats. Apports de sucres et de graisses sont médiés par leurs attractions innées ainsi que les préférences apprises. dopamine du cerveau, en particulier méso-limbique et projections méso-corticale de l'aire tegmentale ventrale (VTA), a été impliqué dans ces deux réponses désappris et apprises. Le concept de réseaux cérébraux distribués, dans lequel plusieurs sites et systèmes émetteurs / peptides interagissent, a été proposé à la médiation apport alimentaire acceptable, mais il y a peu de preuves démontrant empiriquement ces actions. Ainsi, la consommation de sucre provoque immunoréactivité DA libération et augmente c-fos-like (FLI) à partir de chaque zones de projection VTA DA, y compris le noyau accumbens (NAC), amygdale (AMY) et médiale cortex préfrontal (CPFm), ainsi que le striatum dorsal. En outre, l'administration centrale des antagonistes sélectifs des récepteurs de DA dans ces sitess différentiellement réduire l'acquisition et l'expression des préférences gustatives conditionnées provoquées par des sucres ou de graisses. Une approche permettant de déterminer si ces sites ont interagi en tant que réseau de cerveau distribué en réponse à sucre ou la consommation de graisses serait simultanée évaluer si le VTA et ses principales zones de projection mesotelencephalic de DA (prélimbique et infralimbic CPFm, noyau et l'enveloppe du NAc, basolatéral et le centre-cortico-médial AMY), ainsi que le striatum dorsal afficherait coordonné et activation FLI simultanée après orale, l'apport inconditionnée d'huile de maïs (3,5%), le glucose (8%), le fructose (8%) et la saccharine (0,2 %) solutions. Cette approche est une première étape réussie dans l'identification de la possibilité d'utiliser l'activation de c-fos cellulaire simultanément sur les sites du cerveau pertinents pour étudier l'apprentissage récompense liée à l'ingestion d'aliments agréables au goût chez les rongeurs.
Introduction
Cerveau dopamine (DA) a été impliquée dans les réponses centrales à la consommation de sucres par un goût agréable proposé hédonique 1,2, 3 et l' habitude à base de 4,5 mécanismes d'action liée à l' effort. La voie DA primaire impliquée dans ces effets provient de l'aire tegmentale ventrale (VTA), et les projets vers le noyau accumbens de noyau (NAC) et la coquille, l'amygdale basolatérale et du centre-cortico-médial (AMY), et le prélimbique et médial infralimbic cortex préfrontal (CPFm) (voir les commentaires 6,7). Le VTA a été impliquée dans la prise de saccharose 8,9, et la libération de DA est observé la consommation de sucre suivant dans le NAC 10-15, AMY 16,17 et CPFm 18-20. La grosse prise stimule également DA NAC release 21, et un autre DA riche zone de projection du striatum dorsal (caudé-putamen) a également été associée à DA médiée alimentation 22,23. Kelley 24-27 a proposé que ces projets multipleszones d'ions de ce système DA médiée formé un réseau intégré et interactif cerveau distribués par le biais d' interconnexions étendues et intimes 28-34.
En plus de la capacité de DA D1 et D2 antagonistes des récepteurs pour réduire la consommation de sucres et de matières grasses 35-37 38-40, la signalisation DA a également été impliquée dans la médiation de la capacité des sucres et des graisses pour produire des préférences gustatives conditionnées (PCP) 41- 46. Microinjections d'un antagoniste des récepteurs de DA D1 dans le NAC, AMY ou CPFm 47-49 éliminent l' acquisition de la PCP induite par le glucose intragastrique. Considérant que microinjections de DA soit D1 ou D2 antagonistes des récepteurs dans le CPFm élimine l' acquisition de fructose-PCP 50, l'acquisition et l' expression de fructose-PCP sont différentiellement bloqués par les antagonistes de DA dans le CNA et AMY 51,52.
La technique 53,54 c-fos a été employée pour étudier activatio neuronaln induite par une consommation acceptable et de l'activation neuronale. Le terme «activation de c-fos" sera utilisé tout au long du manuscrit, et est défini sur le plan opérationnel par une augmentation de la transcription de c-Fos pendant la dépolarisation neuronale. L' apport de sucrose a augmenté fos-like immunoréactivité (FLI) dans le noyau de AMY central, le VTA ainsi que la coque, mais pas de base, du CNA 55-57. Alors que la consommation de saccharose chez les rats sham-alimentation a augmenté de manière significative FLI dans le AMY et le CNA, mais pas le VTA 58, saccharose ou glucose infusions intragastrique ont augmenté de manière significative FLI dans le CNA et les noyaux centraux et basolatéral de la AMY 59,60. Addition répétée de saccharose à l' accès chow prévu a augmenté FLI dans le CPFm ainsi que la coque du CNA et le noyau 61. Un paradigme concentration de rétrogradage sucrose a révélé que les plus grands FLI augmentations se sont produites dans la AMY basolatérale et NAC, mais pas le VTA 62. Après conditionnement, extinction de rewa naturelle liée au sucrerd comportements ont augmenté FLI dans le AMY basolatéral et le CNA 63. En outre, l' appariement la disponibilité du sucre à un ton abouti à la tonalité augmentant ensuite les niveaux FLI dans le AMY basolatérale 64. Un apport élevé en matières grasses a également augmenté FLI dans les sites du CNA et MPFC 65-67.
La plupart des études citées précédemment examiné le sucre et les effets de graisse sur l' activation de c-fos dans des sites uniques qui ne fournissent pas d' informations sur l' identification des réseaux cérébraux distribués liés récompense-24-27. En outre, la plupart des études ont également ne pas délimiter les contributions relatives des sous-régions du CNA (noyau et l'enveloppe), AMY (basolatérale et central-cortico-médial) et CPFm (prélimbique et infralimbic) qui pourraient être examinées par le avantage d'excellent, seule cellule de résolution spatiale dans c-Fos cartographie 68. Notre laboratoire 69 a récemment utilisé l' activation de c-fos et les modifications mesurées simultanément dans la voie VTA DA et son proprojec- zones (NAC, AMY et MPFC) après nouvelle ingestion de graisses et de sucres chez le rat. La présente étude décrit les étapes procédurales et méthodologiques pour analyser simultanément si l'exposition aiguë à six solutions différentes (huile de maïs, le glucose, le fructose, la saccharine, l'eau et un contrôle d'émulsion de graisse) serait différentiellement activer FLI dans les sous-régions du CNA, AMY, CPFm ainsi que le striatum dorsal. Cette détection simultanée des différences a permis la confirmation des effets significatifs sur FLI dans chaque site et déterminer si les changements dans un site particulier en corrélation avec les changements dans les sites connexes, fournissant ainsi un soutien pour un réseau de cerveau distribué 24-27. Ces procédures testées si le VTA, le prélimbique et infralimbic CPFm, le noyau et l'enveloppe du CNA, et AMY basolatéral et le centre-cortico-médial), ainsi que le striatum dorsal afficherait coordonné et activation FLI simultanée après orale, l'apport inconditionnée de glucose (8%), le fructose (8%), huile de maïs (3,5%) et de la saccharine (0,2%), des solutions.
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Protocol
Ces protocoles expérimentaux ont été approuvés par le Comité soin et l'utilisation des animaux institutionnels attestant que tous les sujets et les procédures sont en conformité avec les National Institutes of Health Guide pour les soins et l'utilisation des animaux de laboratoire.
1. Sujets
- Achat et / ou de la race des rats mâles Sprague-Dawley (260-300 g).
- rats Maison individuellement dans des cages grillagées. Maintenir les sur une 12:12 h cycle lumière / obscurité avec chow de rat et de l' eau ad libitum.
- Attribuer la taille des échantillons appropriés (par exemple, n ≈ 6-8) au hasard en groupes.
2. Procédures d'appareils et d'admission d'essai
- Utilisez des tubes de centrifugeuse calibrés avec des bouchons en caoutchouc et un tube de sipper métallique angle de 45 ° pour fournir une mesure précise (± 0,1 ml) des solutions présentées. Fixez les cages à domicile par un ressort métallique tendu pour permettre la visibilité des étalonnages.
- Restreindre les rations alimentaires (~15 / g / jour) des rats pour réduire le poids à 85% de leur poids corporel initial pour accroître la motivation à consommer les solutions. Remarque: La réduction de poids devrait prendre entre 3-5 jours.
- Fournir des solutions pré-formation (10 ml) de 0,2% de saccharine pendant quatre jours au cours d'une session de 1 h afin de maximiser la probabilité que les rats échantillonner les solutions de test ultérieures avec court (moins de 1 min) latence.
- Confirmer l'écoulement à travers le tube de centrifugeuse en versant quelques gouttes.
- Peser les tubes avant et après chaque session pour obtenir une mesure d'admission.
- Effectuer un test d'admission au cinquième jour des sous-groupes recevant une des six solutions (10 ml, 1 h): a) l'eau, b) roman aromatisé (0,05% d'arôme de cerise) 0,2% de saccharine, c) 8% de fructose, d) 8 % de glucose, e) 3,5% d'huile de maïs en suspension dans 0,3% de gomme xanthane, et f) 0,3% de gomme xanthane.
- Veiller à ce que les solutions nutritives sont isocalorique; Ainsi, la concentration de 3,5% d'huile de maïs est isocalorique aux solutions de sucre 8%.
- Assurez-eà des rats solutions d'échantillons avec courte latence (moins de 1 min). Si cette exigence est pas remplie, puis jeter l'objet de l'étude.
3. Préparation des tissus
- Anesthésier chaque animal par une injection intra-péritonéale de pentobarbital 90 min après l'exposition initiale à chaque solution d'essai. Assurez-vous que les animaux sont correctement anesthésiés en démontrant que l'animal ne répond plus à ces réflexes que le retrait des pieds à pincement, clignotantes suite à la pression de la cornée directe ou secouer la tête à la stimulation de pinna profonde.
- Perfuser chaque animal transcardiaque comme décrit précédemment 69.
- Anesthetize rats avec une overdose de pentobarbital de sodium (65 mg / kg), retirer la cage thoracique et d' exposer la poitrine pour un accès libre au cœur 69.
- Placer l'aiguille dans le sommet de la valvule cardiaque gauche, et couper la veine cave. Administrer une solution tampon phosphate (PBS, ~ 180 ml) suivie d'une co fixateur tamponné au phosphatentaining paraformaldehyde à 4% (~ 180 ml).
- Assurez-vous que l'animal fait est perfusé correctement en examinant si le liquide quitte d'autres cavités, comme le nez, la bouche et les parties génitales. Remarque: la fixation correcte avec paraformaldéhyde sera accompagné par de grands mouvements musculaires. Si cela ne se produit pas, réajuster l'aiguille jusqu'à ce que cette réaction se produise.
- Retirez le cerveau du crâne rapidement en coupant la fourrure et peau loin du crâne. Utilisez rongeurs pour casser et retirer l'os du cerveau en mouvement de l'arrière vers l'avant. Le travail d'abord dans la zone située en dessous et derrière le cervelet, en veillant à ce que la gouge est entre l'os et la pie-mère méningée. Une fois le dessus et les côtés du crâne sont enlevés, utilisez une petite spatule pour soulever le cerveau de la base, et couper les nerfs crâniens avec de petits ciseaux. Veillez à ne pas endommager le cerveau tout en essayant d'enlever l'os.
- Fixer les cerveaux dans une solution de paraformaldéhyde 4% pendant une nuit à 4 ° C.Placer le cerveau dans un saccharose / solution de PBS 70% à 30% à la température ambiante jusqu'à ce qu'elles se déposent au fond du récipient.
- Bloquer le cerveau
- Retirez la partie rostrale du cerveau coupe caudale transversalement au bulbe olfactif.
- Retirer la partie caudale du cerveau couper transversalement au niveau du cervelet et la protubérance.
- Monter le cerveau coronale avec la partie caudale fixée à l'étape d'un microtome coulissant, et couper des coupes coronales (40 um) à travers le CPFm (2,86 à 2,20 mm rostrale à bregma), le noyau du CNA et de la coque et striatum dorsal (+ 1,76 à 1,60 mm rostrale à bregma), la AMY (-2,12 à -2,92 mm caudale à bregma), et le VTA (-5,20 à -5,60 mm caudale à bregma). Utilisez un cerveau de rat atlas 70 pour le guidage.
- Collecter sections flottantes dans les puits individuels d'une plaque de 24 puits rempli de PBS pour l' analyse immunohistochimique éventuelle 71. Utilisez Parafilm pour sceller le 24 nousplaque ll pour vérifier que le PBS ne s'évapore pas dans le récipient et sécher le cerveau. Stocker le tissu cérébral dans le 4 ° C.
4. Procédures de c-fos (Adapté de 71)
- Traiter chaque section avec 5 ml de 5% de sérum normal de chèvre et 0,2% de Triton X-100 dans du PBS pendant 1 h.
- Incuber les sections traitées avec des anticorps primaires (lapin anti-c-fos, 1: 5000) à 4 ° C pendant 36 h dans des puits contenant 1 ml de PBS.
- des sections de rinçage 3 fois avec du PBS (5 ml) pendant 10 min à chaque fois.
- Laisser incuber avec des anticorps secondaires (biotinylé de chèvre anti-lapin, 1: 200) à température ambiante pendant 2 h dans des puits contenant 1 ml de PBS.
- Rincer chaque section 3x dans du PBS (5 ml) pendant 10 min à chaque fois.
- Incuber les sections rincée pendant 2 heures dans un mélange de peroxydase de raifort-avidine disponible dans le commerce qui vient dans un kit composé de Avadin DH (100 ul) et de la Peroxydase biotinylée H Raifort (100 ul) dans 5 ml de PBS.
- Re-rincer les sections 3x dans PBS (5 ml) pendant 10 min à chaque fois.
- Faire réagir les sections avec 0,05% de diaminobenzidine (DAB) , en présence de 0,0015% de H 2 O 2 pendant 5 à 10 min, en fonction de la réactivité des tissus dans les puits contenant 5 ml de la solution DAB.
- Double-label les sections VTA. les incuber avec une tyrosine hydroxylase (TH) anticorps (anticorps de lapin anti-rat de TH, 1: 2000) dans du PBS (5 ml) pendant une nuit à 4 ° C.
- Rincer les sections 3x dans du PBS (5 ml) pendant 10 min à chaque fois.
- Laisser incuber avec des anticorps secondaires (chèvre biotinylé anti-lapin, 1: 200) dans du PBS (5 ml) à température ambiante pendant 2 heures.
- Rincer les sections 3x dans du PBS (5 ml) pendant 10 min à chaque fois.
- Visualiser les anticorps en utilisant un complexe anticorps-peroxydase du secondaire. Réagir avec une combinaison de 0,05% de DAB et une solution de sulfate de nickel de 0,3%, pendant 5 - 10 min, en fonction de la réaction du tissu dans les puits contenant 5 ml de la / solution NiCl DAB.
- Assurez-vous que la solution de DAB est vert clair couleur laiteuse de celle-cis la réaction avec le sulfate de nickel 0,3%. Si la solution est trop vert, puis la réaction sera trop sombre.
- Monter toutes les sections sur des lames revêtues de gélatine. Laissez-les sécher pendant la nuit, puis couvrir-dérapant avec quelques gouttes d'une solution de Toluène-Based (SCT).
- Code de glisse de sorte que la condition expérimentale est inconnue aux observateurs.
5. Détermination de c-fos immunoréactive Counts
- Attribuer paires d'observateurs impartiaux pour compter les neurones Fos-positifs dans ces régions d'intérêt (ROI): prélimbique CPFm, infralimbic CPFm, NAC core, NAC shell, les noyaux de AMY basolatéral, centre-cortico-médial AMY, striatum dorsal et VTA. Délimiter si c-Fos immunoréactivité était présent dans TH + et TH- cellules dans le VTA. La figure 1 donne une image de l' écran capturé du CNA du microscope.
- Analyser au moins trois tranches représentatives par site commun à tous les animaux dans toutes les conditions de test.
- Utiliser un logiciel et d' un microscope optique pour analyser l' ensemble de la région pour chaque ROI en traçant un contour (figure 1).
- Pour un site donné, ouvrez l'application et cliquez sur le menu déroulant acquisition et cliquez sur "Image Live". Amener le retour sur investissement dans le foyer et cliquez sur l'écran pour établir un point de référence. Puis trace la région du cerveau choisie en utilisant la grille comme un guide. Une fois que la trace est terminée, compter les cellules (étapes 5.3.1.1 - 5.3.1.3).
- Double-cliquez sur l'icône du logiciel. Aller à la barre de menu, cliquez sur "Acquisition", puis "Image Live". Amener le retour sur investissement dans le foyer et cliquez sur l'écran pour établir un point de référence.
- Aller à la barre d'outils de la grille et cliquez sur "Grille d'affichage" et "étiquettes Utilisez la grille". Décrire le ROI avec une trace prédéterminée.
- Comptez toutes les cellules dans chaque zone de retour sur investissement, sélectionner un "+" dans la barre latérale de gauche pour tenir le compte des cellules c-fos. Cliquez sur chaque cellule individuellement pour enregistrer les chiffres. Considérons une cellule positive pour c-fos quand un cercle rouge foncé défini est observé (figure 1).
- Répétez ce processus pour chaque site.
- Enregistrez compte dans un cahier de laboratoire et sur l'ordinateur pour une analyse ultérieure. Aller à la barre de menu, cliquez sur "Fichier", "Enregistrer le fichier de données" pour enregistrer le tracé et compte.
- Veiller à ce que la fiabilité inter-évaluateurs (en utilisant la corrélation des comptages) des deux évaluateurs mal informés pour chaque section dans chaque ROI dépasse toujours 0,8.
6. Statistiques
- Évaluer base des apports de saccharine au cours des quatre premiers jours en utilisant une analyse des mesures répétées 1 de variance (Anova) comparant les apports saccharine des Jours 1, 2, 3 et 4 69.
- Comparer la consommation de saccharine (Jour 4) avec prises d'essai (Jour 5) des six groupes à l' aide d' un bloc randomisé 2-way ANOVA 69.
- Utilisez des comparaisons Tukey (p <0,05) pour déterminer les effets significatifs individuels 69.
- Déterminer la fiabilité inter-évaluateurs, puis utiliser les chiffres d'un observateur commun.
- Chiffres de c-fos moyenne pour les trois tranches représentatives pour chaque site 69.
- Effectuer un 1-way ANOVA de l'activation de c-fos induite par l'apport des six solutions (huile de 3,5% de maïs, 8% de glucose, 8% de fructose, 0,2% saccharine aromatisée, xale contrôle Nthan de gomme et de l' eau) pour le CPFm périlimbique 69.
- analyses parallèles répétées des six groupes pour infralimbic CPFm, NAC core, shell NAC, basolatérale AMY, central-cortico-médial AMY, VTA et striatum dorsal. Utilisez des comparaisons Tukey (p <0,05) pour révéler des effets significatifs individuels 69.
- Comparer la consommation d'huile de maïs à la fois la consommation d'eau et de l'apport de son agent de suspension, la gomme de xanthane. Comparez fructose et glucose prises à la fois avec la consommation d'eau et de l'apport de l'édulcorant non nutritif, la saccharine.
- Déterminer si des relations significatives entre les apports de la solution et l'activation de c-fos dans chacun des sites ont été observés en utilisant des corrélations r Bonferroni (p <0,05).
- comparer systématiquement compte c-fos dans le périlimbique et infralimbic cortex pré-frontal pour chaque animal dans le groupe de l'huile de maïs de 3,5%.
- Répéter les analyses systématiquement parallèles de chaque paire de six sites (VTA, striatum dorsal, infralimbic CPFm, périlimbique CPFm, noyau NAC, shell NAC, basolatérale AMY, central-cortico-médial AMY) pour l'huile de maïs de 3,5%.
- Répéter les analyses systématiquement parallèles de ces six sites pour les cinq autres conditions d'admission expérimentales (8% de glucose, 8% de fructose, 0,2% saccharine aromatisée, contrôle de la gomme de xanthane et de l'eau).
- Tirer parti du fait que les mêmes animaux se trouvant dans une condition de solution ont été évalués sur l'ensemble des sites, en déterminant des relations significatives entre l'activation de c-fos dans des solutions et à l'intérieur de chaque solution en utilisant des corrélations de Bonferroni r (p <0,05).
- Pour un site donné, ouvrez l'application et cliquez sur le menu déroulant acquisition et cliquez sur "Image Live". Amener le retour sur investissement dans le foyer et cliquez sur l'écran pour établir un point de référence. Puis trace la région du cerveau choisie en utilisant la grille comme un guide. Une fois que la trace est terminée, compter les cellules (étapes 5.3.1.1 - 5.3.1.3).
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Representative Results
Tous les résultats représentatifs décrits ci - dessous ont été publiés précédemment 69, et sont présentés de nouveau ici pour soutenir "preuve de concept" en indiquant l'efficacité de la technique.
Apports Solution
Des différences significatives dans les apports de la saccharine de base ont été observées au cours des quatre premiers jours pour tous les animaux (F (3108) = 57,27, p <0,001) avec prises (Jour 1: 1,3 (± 0,2) ml; Jour 2: 3,9 (± 0,4) ml ; jour 3: 5,9 (± 0,6) ml; jour 4: 7,1 (± 0,6) ml) de manière significative (p <0,05, test de Tukey HSD) et en augmentant progressivement. Fructose et la consommation de glucose, mais pas l'huile de maïs ou de la saccharine apport le jour 5 de manière significative (p <0,05, Tukey HSD test) par rapport au Jour 4 apport de saccharine a augmenté (p <0,05, Tukey HSD test) avec du fructose (9,6 (± 0,4) ml ) et de glucose (9,4 (± 0,6) ml) significativement plus élevé que SACCapport Harin. En outre, la consommation d'huile de maïs (7,4 (± 0,6) ml) a été significativement (p <0,05, test de Tukey HSD) supérieure à la consommation de la gomme xanthane.
Ces résultats soulèvent la possibilité que la solution apport en soi peut tenir compte de toute activation de la c-fos observée dans aucun des sites. Pour examiner cela, les corrélations r Bonferroni ont été réalisées dans lesquelles l'apport des cinq solutions était liée à l'activation de c-fos dans chacun des six sites. Des corrélations significatives ont échoué à observer entre l'apport de la solution et l'activation de c-fos dans le noyau (r (29) = 0,186), la coquille (r (29) = 0,029) ou totale (r (29) = 0,10) NAc, le prélimbique ( R (29) = 0,23), infralimbic (r (29) = 0,30) ou totale (r (29) = 0,14) CPFm, l'aire tegmentale ventrale (r (29) = 0,10), le striatum dorsal (r (29) = 0,14 ) ou basolatérale (r (29) = 0,47), le centro-cortico-médial (r (29) = 0,48) ou totale (r (29) = 0,409) AMY. Compte tenu de la forte corrélation entre la consommation et l'activation de c-fos AMY, plus correlationtions ont été effectuées pour chaque solution individuelle. Significative (p <0,05, Tukey HSD test) relations n'a pas pu être observée entre la consommation et AMY FLI pour le fructose (basolatérale (r = 0,15), centro-cortico-médial (r = 0,13), totale (r = 0,13)), le glucose (basolatérale (r = 0,17), centro-cortico-médial (r = 0,17), r totale = 0,13)), la saccharine (basolatérale (r = 0,42), centro-cortico-médial (r = 0,42), totale (r = 0,42)) ou de l'huile de maïs (basolatérale (r = 0,54), centro-cortico-médial (r = 0,59), totale (r = 0,64)). Une importante (p <0,05, Tukey HSD test) de corrélation négative a été observée entre la consommation de gomme xanthane et totale AMY FLI (r = 0,94).
CPFm c-Fos Activation
L' huile de maïs de manière significative (p <0,05, test de Tukey HSD) total a augmenté (figure 2A), infralimbic (figure 2B) et prélimbique (figure 2C) CPFm c-Fos compte par rapport à l' eau (*) ou le contrôle de la gomme de xanthane(#). Fructose significativement (p <0,05, Tukey HSD test) compte c-Fos a augmenté dans le infralimbic CPFm par rapport à l' eau (*) ou la saccharine (+) (figure 2B), mais pas totale ou prélimbique compte MPFC. En revanche, le glucose ou la saccharine a échoué à modifier le total, périlimbique ou infralimbic compte CPFm c-Fos. La figure 3 montre les sections MPFC représentatives des animaux montrant une augmentation du maïs induit par l' huile-FLI par rapport à l' eau.
Figure 2. graisse ou de sucre d' admission augmente Différentiellement c-fos Activation dans le médial préfrontal Cortex (CPFm). Les changements dans l' activation de c-fos (moyenne ± SEM) sont notées dans l'ensemble CPFm (Panel A), la zone CPFm infralimbic (Panel B), et la zone CPFm prélimbique (Groupe C) après la consommation (1 h) de l' eau, de la saccharine (0,2%), La gomme de xanthane (témoin pour l'huile de maïs), le glucose (8%), le fructose (8%) ou de l'huile de maïs (3,5%). (Précédemment publié 69.) S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 3 c-fos activation CPFm réel à la suite les graisses et les sucres. Activation C-fos a été observée chez les animaux exposés à l' ingestion d'huile de maïs (panneaux A (grossissement de 4 fois) et C (grossissement 10 fois)) qui était significativement plus élevé que celle de la consommation d'eau (Panels B (4 fois grossissement) et D (grossissement 10 fois)). Représentation des sous-zones délimitées du prélimbique (PL) et infralimbic (IL) CPFm sont schématisée dans les panneaux A (huile de maïs) et C (eau) ainsi que la partie de tpanneaux flexibles (A et C) grossies à un grossissement de 10 fois dans les panneaux correspondants (B et D). Les flèches dans les panneaux C et D indiquent les cellules positives c-fos représentatifs. Toutes les barres d'échelle sont 100 um. (Précédemment publié 69.) S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
AMY c-Fos Activation
L' huile de maïs de manière significative (p <0,05, Tukey HSD test) a augmenté AMY totale (figure 4A), basolatérale (figure 4B) et le centre-cortico-médial (figure 4C) sous-zone AMY c-Fos compte par rapport à l' eau (*) ou le contrôle de gomme xanthane (de #). Glucose également de manière significative (p <0,05, Tukey HSD test) total a augmenté (figure 4A), basolatérale (figure 4B) et le centre-cortico-médial (
Figure 4. graisse ou de sucre d' admission augmente Différentiellement c-fos Activation dans l'amygdale (AMY). Les changements dans l' activation de c-fos (moyenne ± SEM) sont notées dans l'ensemble AMY (Panel A), la zone de AMY basolatérale (Panel B) et la zone centrale AMY-cortico-médiane (partie C) suite à la consommation (1 heure) d'eau, la saccharine, la gomme xanthane, le glucose, le fructose ou l' huile de maïs. Les changements importants constatés dans le domaine basolatéral de l'AMY ont également été notées dans les différents noyaux de AMY basolatéral et latérales. Les changements importants constatés dans la zone centrale-cortico-médial de la AMY ont également été notées dans les différents noyaux centraux, cortical et médial AMY. (Précédemment publié 69.) S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 5. AMY Actual c-fos Activation Après les graisses et les sucres. Activation C-fos a été observée chez les animaux exposés à des apports d'huile de maïs (panneaux A (grossissement 4 fois), D (grossissement 10 fois) et G (60- grossissement)), glucose (panneaux B (grossissement 4 fois) et E (grossissement 10 fois)), et le fructose (Panneaux C (4 fois grossissement) et F (10 fois)) qui étaient significativement supérieure à celle de l' apport d'eau (panneaux H (4 fois grossissement) et I (10 fois grossissement)). Représentation deles sous-zones délimitées du centre-cortico-médial (CMC) et le basolatérale (BLA) AMY sont schématisé dans les panneaux A (huile de maïs), B (glucose), C (fructose) et H (eau) que sont la partie de ces panneaux (A, B, C et H) agrandies à 10 fois agrandissement dans les panneaux correspondants (D, E, F et I). La sous-zone délimitée dans le Panneau D (huile de maïs, 10 fois grossissement) est agrandie à 60 fois agrandissement dans le Panneau de D. Arrows dans les panneaux D, E, F, G et I indiquent des cellules positives c-fos représentatifs. Toutes les barres d'échelle sont 100 um, sauf pour le panneau G (50 pm). (Précédemment publié 69.) S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
NAC c-Fos Activation
L' huile de maïs de manière significative (p <0,05, Tukey HSD test) a augmenté au total (figure 6A) et le noyau (
Figure 6. graisse ou de sucre d' admission augmente Différentiellement c-fos Activation du CNA. Les changements dans l' activation de c-fos (moyenne ± SEM) dans l'ensemble du CNA (Groupe A), le noyau du CNA (Groupe B), et la coque du CNA (Le panneau C) suite à la consommation (1 heure) d'eau, la saccharine, la gomme xanthane, le glucose, le fructose ou l' huile de maïs. (Précédemment publié 69.) S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 7. Actual NAC de base, mais pas du CNA Shell c-fos Activation Après les graisses et les sucres. Activation C-fos a été observée chez les animaux exposés à des apports d'huile de maïs (panneaux A (grossissement 4 fois), D (10 fois grossissement ) et G (60 fois grossissement)) et de glucose (panneaux B (4 fois grossissement) et E (grossissement 10 fois)) qui étaient significativement supérieure à celle de la consommation d'eau (Panneaux C (4 fois grossissement) et F (10 fois magnification)). Représentation des sous-zones délimitées du noyau NAc et la coquille NAc sont schématisée dans les panneaux A (huile de maïs), B (glucose) et C (eau) ainsi que la partie de ces panneaux (A, B, C et H) grossie grossissement à 10 fois dans les panneaux correspondants (D, E et F). La sous-zone délimitée dans le Panneau D (huile de maïs, 10 fois grossissement) est amplifié à un grossissement de 60 fois dans le panneau G. Arrows dans les panneaux D, E, F et G indiquent les cellules positives c-fos représentatifs. Toutes les barres d'échelle sont 100 um. (Précédemment publié 69.) S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Dorsale Striatale c-Fos Activation
L' huile de maïs de façon significative (p <0,05, test de Tukey HSD) compteurs pour c-Fos a augmenté dans le striatum dorsal par rapport à l' eau (*) ou de la gomme xanthane (°) (Figure 8A). Glucose ou de fructose significativement (p <0,05, test de Tukey HSD) a augmenté le striatum dorsal FLI par rapport à la saccharine (+) (figure 8A). En revanche, la saccharine n'a pas réussi à différer de l' eau dans le déclenchement dorsale striatum activation c-Fos. Figure 9 affiche dorsales représentant sections striatum d'animaux montrant une augmentation huile de maïs, du glucose ou fructose induite-FLI par rapport à l' eau.
VTA c-Fos Activation 
Figure 8. graisse ou de sucre d' admission augmente Différentiellement c-fos Activation dans le striatum dorsal et ventral tegmentale Area. Dorsale atriatal (Groupe A) et aire tegmentale ventrale (partie B) des modifications ont été notées pour l' activation de c-fos (moyenne ± SEM) suivante consommation (1 heure) d'eau, la saccharine, la gomme xanthane, le glucose, le fructose ou l'huile de maïs. (Précédemment publié 69.) 
Figure 9. c-fos Activation Actual Dorsale Striatale Après les graisses et les sucres. C-fos activation a été observée chez les animaux exposés à des apports d'huile de maïs (panneaux A (grossissement 4 fois), D (grossissement 10 fois) et G (60 grossissement -fold)), glucose (Panels B (grossissement 4 fois) et E (grossissement 10 fois)), le fructose (Panneaux C (grossissement 4 fois) et F (grossissement 10 fois)) qui étaient significativement supérieure à celle de la consommation d'eau (Panneaux H (4 fois grossissement) et I (10 fois grossissement)). Un sous-délimitéreas du striatum dorsal dans les panneaux A (huile de maïs), B (glucose), C (fructose) et H (eau) sont indiqués que magnifié à 10 fois agrandissement dans les panneaux correspondants (D, E, F et I). La sous-zone délimitée dans le Panneau D (huile de maïs, 10 fois grossissement) est amplifié à un grossissement de 60 fois dans le panneau G. Arrows dans les panneaux D, E, F et G indiquent les cellules positives c-fos représentatifs. Toutes les barres d'échelle sont 100 um, sauf pour le panneau G (50 pm). (Précédemment publié 69.) S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
L' huile de maïs de manière significative (p <0,05, Tukey HSD test) compte c-Fos a augmenté dans les cellules TH + VTA par rapport au contrôle de gomme xanthane (de #) (figure 8B). En revanche, le glucose, le fructose ou la saccharine a échoué à modifier les chiffres c-Fos dans le VTA relatif à l' eau. Figure 10 affiche représentant TH + et TH- et cellules VTA c-Fos-activés d'animaux présentant une augmentation du maïs induit par l' huile-FLI par rapport à l' eau. 
Figure 10. c-fos Activation ventral tegmentale Zone réelle Après les graisses et les sucres. VTA activation de c-fos a été observée chez les animaux exposés à l' huile de maïs (panneaux A (4 fois) et C (10 fois)) et de l' eau (panneaux B (4 fois) et D (10 fois)). Les flèches noires indiquent les cellules représentatives doublement marquées TH / c-fos positifs, tandis que les flèches grises indiquent c-fos représentatives seules les cellules. Toutes les barres d'échelle sont 100 um. (Précédemment publié 69.) S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Le motif de comptages c-Fos chez les animaux exposés à l' huile de maïs révélé significatifs (p <0,05) des corrélations positives entre le noyau NAc et soit la coquille NAc (r = 0,971) ou l' ensemble de CPFm (r = 0,670), entre le CPFm prélimbique et soit la CPFm infralimbic (r = 0,940) ou striatum dorsal (r = 0,849), entre la infralimbic CPFm et striatum dorsal (r = 0,749), entre la AMY basolatéral et central cortico-médiale (r = 0,999) et entre le striatum dorsal et le VTA (r = 0,723). En revanche, le modèle de comptages c-Fos chez les animaux exposés à l' huile de maïs révélé significatifs (p <0,05) des corrélations négatives entre le AMY basolatérale et soit le noyau NAc (r = -0,712) ou shell (r = -0,708), et entre le AMY central-cortico-médial et soit le noyau NAc (r = -0,712) ou shell (r = -0,710) .Le modèle de c-Fos compte chez les animaux eXposed au glucose significatifs (p <0,05) des corrélations positives révélées entre le prélimbique et infralimbic CPFm (r = 0,930), entre le striatum dorsal et soit le VTA (r = 0,821), basolatérale (r = 0,910) ou central-cortico-médial (r = 0,911) AMY, et entre le basolatéral et le centre-cortico-médial (r = 0,999) AMY. Le motif de comptages c-Fos chez les animaux exposés au fructose révélé significatifs (p <0,05) des corrélations positives entre le noyau NAc et soit la coquille NAc (r = 0,969) ou prélimbique CPFm (r = 0,740), entre la coque NAc et prélimbique CPFm (r = 0,733), entre le prélimbique et infralimbic CPFm (r = 0,959), et entre le AMY basolatéral et le centre-cortico-médial (r = 0,996) .Le modèle de compte c-Fos chez les animaux exposés à la saccharine a révélé significative (p <0,05) des corrélations positives entre le noyau et l'enveloppe NAc NAc (r = 0,792), entre la coque et striatum dorsal NAc (r = 0,715), et entre le prélimbique CPFm unend infralimbic CPFm (r = 0,999).
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Discussion
Le but de l'étude était de déterminer si la source (VTA) et des objectifs de projection de prosencéphale (NAC, AMY, CPFm) des neurones liés à la récompense-DA ont été simultanément activées après nouvelle ingestion de gras et de sucre chez les rats en utilisant la technique de c-fos cellulaire . La présente étude est une description détaillée des protocoles d'une étude publiée précédemment 69. Il a émis l' hypothèse que l'ADV, ses principales zones de projection à l'prélimbique et infralimbic CPFm, le noyau et l' enveloppe du CNA et de la AMY basolatéral et le centre-cortico-médial, ainsi que le striatum dorsal agirait comme un réseau cérébral distribué 24 -27, et afficher coordonnée et simultanée FLI suivant nouvel apport de glucose (8%), le fructose (8%) ou de l' huile de maïs (3,5%) par rapport à des solutions de saccharine (0,2%), de l' eau et d' autres solutions de contrôle. L'huile de maïs, de glucose et de fructose, mais pas saccharine apport produit activation de FLI significative et différentielle de la VTA, le prélimbique et infralimbic mPFC, le noyau et l'enveloppe du CNA, la AMY basolatéral et le centre-cortico-médial et le striatum dorsal. En plus de la technique de c-fos, les mesures comportementales de sucre, de matières grasses et l'apport en édulcorant artificiel ont été utilisés.
Une étape critique comprenait un échantillonnage en temps opportun de l'apport de telle sorte qu'ils seraient relativement égaux, garantissant ainsi que des différences dans l'activation de c-fos dans tous les sites étaient dus à la solution consommée plutôt le soit le motif ou l'ampleur de l'apport. Les quatre jours de prise de saccharine de base ont assuré que les animaux destinés à l'alimentation restreinte échantillonnés des solutions rapidement, et ainsi minimiser les effets non spécifiques. Une deuxième étape critique était que la procédure a causé du stress ou de la nouveauté minimale pour les animaux que les changements dans émotionnelle valence indépendant du type d'admission pourrait également produire l'activation de c-fos. Par conséquent, les résultats fournissent une «preuve de concept" convaincant pour l'efficacité de cette approche et les protocoles liés àidentifier si l' exposition aiguë à la graisse (par exemple, l' huile de maïs), le sucre (glucose et fructose) et des solutions édulcorant non nutritif (saccharine) activent simultanément DA médiées ROI de manière suggestive d'un système distribué de cerveau coordonné 24-27.
Parce que l' activation optimale c-Fos exige des réponses sensibles au facteur temps avant le sacrifice 51,52, les procédures déjà validées 42,44 maximisé l' échantillonnage de la solution avec une courte latence dans le test 1-h. Ainsi, les rats alimentaires restreint ont été formés avec des solutions de saccharine 0,2% (10 ml, 1 h) pendant 4 jours, et étant donné la solution de test sur le cinquième jour. prises d'saccharine de base sensiblement et progressivement augmenté, et le fructose et le glucose, mais pas l'huile de maïs ou de la saccharine prises sur le cinquième jour étaient significativement plus élevés que le quatrième jour apport saccharine. Par conséquent, les solutions associées à une augmentation FLI augmenté de manière significative (glucose, fructose) ou échoué à affecter (huile de maïs) re consommationlatif à la formation de la saccharine précédente, et semble être médiée par un mécanisme d'incitation comportementale récompense liée. Une attention particulière doit être prise pour assurer l'échantillonnage et l'égalité de comportement. D'autres chercheurs peuvent utiliser efficacement cette procédure pour étudier d'autres types de nouvelles solutions ou d'introduire des variations dans le paradigme pour comprendre les mécanismes liés à l'adaptation et l'apprentissage.
L'avantage du présent Protocole est la possibilité de comparer les effets des sucres bien étudiés (fructose, glucose) et des graisses (huile de maïs) et de comparer leurs c-fos activer les effets avec de contrôles importants (l'édulcorant non nutritif, la saccharine, un émulsifiant de contrôle, la gomme de xanthane, et de l'eau), puis examiner ces effets sur six sites de cerveau connexes. Bien que cette approche a des avantages évidents en permettant l'examen simultané dans tous les sites du cerveau des différentes substances agréables au goût, il a l'inconvénient de produire un ensemble de données potentiellement astronomiquedes cellules présentant une expression neuronale. Pour rendre cela plus facile à gérer, nous avons pris l'approche de l'analyse de trois coupes coronales représentatives par site commun à tous les animaux dans toutes les conditions de test. Bien sûr, cela est accompagné par la mise en garde de choisir les niveaux appropriés de chaque ROI dans ces trois sections. Compte tenu de la large mesure rostro-caudale du AMY, NAC, CPFm, striatum dorsal et VTA, cette mise en garde ne doit pas être prise à la légère. En outre, il incombe alors aux enquêteurs d'être cohérent dans le choix avec précision chacune des trois sections représentatives dans tous les animaux dans tous les sites. erreurs mineures dans ce choix peut conduire à des «faux positifs» et «faux négatifs». L'efficacité de comptage est également une variable pertinente. Notre solution pour cela confondre potentiel était d'assigner deux évaluateurs mal informés pour chaque section dans chaque ROI, puis veiller à ce que la fiabilité inter-évaluateurs (en utilisant la corrélation des comptages) toujours dépassé 0,8. Cette approche, tandis que duplicative, nous a donné beaucoup plus d'assurance à propos de la précision que la fiabilité inter-évaluateurs a facilement dépassé ce critère minimum. Sous-régions du CNA (core vs shell), AMY (baso-latérale par rapport central-cortico-médial) et CPFm (périlimbique vs. infralimbic) ont été analysés. Ces régions pourraient être divisés en outre, en particulier les noyaux individuels de AMY, le patch et la matrice des compartiments du striatum dorsal, et la coque du CNA (sommet, voûte, cône, zone intermédiaire). Parce que la coque du CNA n'a pas réussi à afficher constamment des changements dans FLI suivants l'huile de maïs, de glucose ou de fructose, d'autres sous-analyses de cette structure n'a pas été effectuée. Examen définitive des correctifs et de la matrice des zones du striatum dorsal requis techniques plus immunohistochimique qui ne sont pas utilisés dans la présente étude, mais serait une étude de suivi importante. Les analyses des noyaux de AMY individuels dans chaque sous-région seraient également une étude supplémentaire ultérieur.
Des études antérieures ont montré que Sucla consommation a augmenté augmenté FLI dans le noyau de AMY central, le VTA ainsi que la coque, mais pas de base, du CNA, mais les perfusions de saccharine orales ou IG sont largement inefficaces 55-57, 60-62. Glucose et le fructose apport provoqué effets spécifiques sur le sucre FLI à la fois efficace dans le AMY central cortico-médial et striatum dorsal, le premier efficace dans le noyau et le NAc AMY basolatéral et celui-ci efficace dans le CPFm infralimbic. Saccharine apport n'a pas réussi à susciter des changements dans FLI dans tout site par rapport à l'eau. Consommation de matières grasses a également augmenté FLI dans les sites accumbal et MPFC dans les études précédentes 65-67, et produit une activation significative simultanée du VTA, infralimbic et prélimbique CPFm, striatum dorsal, le noyau du CNA, et AMY basolatéral et le centre-cortico-médial.
Bien que des études antérieures ont démontré que le sucre et la graisse consommation induite FLI dans les systèmes de DA prosencéphale méso-corticolimbique et nigro-striataux, la présente étude systématiqueactivation simultanée évalué FLI dans le VTA, basolatérale et AMY central-cortico-médial, striatum dorsal, noyau CPFm, NAc prélimbique et infralimbic et la coquille après la prise aiguë de l'huile de maïs, le fructose, le glucose ou la saccharine. D'importantes augmentations FLI ont été très liés les uns aux autres à travers les sites de prosencéphale, soutenant l'idée de distribuer l'activation du réseau cérébral médiation sucre et l'apport en graisses. Ces protocoles d'identification des changements simultanés dans plusieurs loci cerveau peuvent être utilisés dans des conditions chroniques et binging ainsi que sous conditionnement et préférences. Ces études montrent qu'une forte corrélation anatomique (c-fos) peut être utilisé efficacement dans plusieurs sites du cerveau en même temps pour identifier les candidats pour la médiation d'admission et préférences acceptable chez les animaux qui peuvent fournir des indications sur les conditions médicales humaines liées à l'obésité, le diabète et d'autres troubles de l'alimentation .
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Disclosures
Les auteurs ont aucun intérêt financier concurrents.
Acknowledgments
Merci à Diana Icaza-Culaki, Cristal Sampson et Theologia Karagiorgis pour leur travail acharné sur ce projet.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Equipment | |||
| Sprague-Dawley rats | Charles River Laboratories | CD-1 | |
| Wire Mesh Cages | Lab Products, Seaford, DE | 30-Cage rack | |
| Rat Chow | PMI Nutrition International | 5001 | |
| Taut Metal Spring | Lab Products, Seaford, DE | n/a | |
| Rat Weighing Scale | Fisher Scientific Company | n/a | |
| Nalgene Centrifuge Tubes | Lab Products, Seaford, DE | 10-0501 | |
| Rubber Stopper | Lab Products, Seaford, DE | n/a | |
| Metal Sippers | Lab Products, Seaford, DE | n/a | |
| Saccharin | Sigma Chemical Co | 82385-42-0 | |
| Kool-Aid, Cherry | Kool-Aid | Commerical | |
| Kool-Aid, Grape | Kool-Aid | Commercial | |
| Fructose | Sigma Chemical Co | F0127 | |
| Glucose | Sigma Chemical Co | G8270 | |
| Corn Oil | Mazzola | Commerical | |
| Xanthan Gum | Sigma Chemical Co | 11138-66-2 | |
| Sliding Microtome | Microm International | n/a | |
| Neurolucida Camera | MBF Bioscience | Software application | |
| Gelatin-coated Slides | Fisher Scientific Company | 12-550-343 | |
| Cover glass | Fisher Scientific Company | 12-545-M | |
| Golden Nylon Brushes | Loew-Cornell | 2037 | |
| Natural Hair Sable | Loew-Cornell | 2022 | |
| 24 Well Plates | Fisher Scientific | 3527 | |
| 6 Well Plates | Fisher Scientific | 3506 | |
| 1 L Pyrex bottles | Fisher Scientific | 1395-1L | |
| Tissue insert (tissue strainer) | Fisher Scientific | 7200214 | |
| Eagle pipettes | World Precision Instruments | E10 for 1-10μl | |
| Eagle pipettes | World Precision Instruments | E100 for 20-100μl | |
| Eagle pipettes | World Precision Instruments | E200 for 50-200μl | |
| Eagle pipettes | World Precision Instruments | E1000 for 100-1000μl | |
| Eagle pipettes | World Precision Instruments | E5000 for 1000-5000μl | |
| Universal Tips .1-10 μl | World Precision Instruments | 500192 | |
| Universal Tips 5-200 μl | World Precision Instruments | 500194 | |
| Universal Tips 500-5,000 μl | World Precision Instruments | 500198 | |
| Blade Vibroslice 100 | World Precision Instruments | BLADE | |
| DPX Mounting Medium | Electron Microscopy | 13510 | |
| 15 ml centrifuge tubes | Biologix Research Co. | 10-0501 | |
| Slide Boxes | Biologix Research Co. | 41-6100 | |
| Orbital Shaker | Madell Corporation | ZD-9556 | |
| weigh boats | Fisher Scientific | 02-202-100 | |
| 5 ml disposable pipettes | Fisher Scientific | 13-711-5AM | |
| Stereo Investigator Software | Micro Bright Field | Software application | |
| Name | Company | Catalog number | Comments |
| Reagents | |||
| Paraformaldehyde Granular | Fisher Scientific | 19210 | |
| NaCl | Fisher Scientific | S271-1 | |
| Sodium Phophate Monobasic | Fisher Scientific | S468-500 | |
| Sodium Phosphate Diphasic | Fisher Scientific | BP332-500 | |
| Hydrogen Peroxide | Fisher Scientific | H324-500 | |
| SafeClear II | Fisher Scientific | 23-044-192 | |
| Methanol | Fisher Scientific | A412-1 | |
| Normal Goat Serum | Vector | S-1000 | |
| Biotinylated Anti-Rabbit IgG (H+L) | Vector | BA-1000 | |
| ABC Kit Peroxidase Standard | Vector | PK-4000 | |
| Anti-cFos (Ab-5) Rabbit | EMD chem/Cal Biochem | PC38 | |
| Triton X 100 | SigmaAldrich | X-100 | |
| 3,3' diaminobenzidine tetra hydrochloride | SigmaAldrich | D5905 | |
| Sodium Hydroxide | SigmaAldrich | 5881 | |
| Primary TH anti body | EMD Millipore | AB152 | |
| Euthosol | Virbac AH |
References
- Koob, G. F. Neural mechanisms of drug reinforcement. Ann. N.Y. Acad. Sci. 654, 171-191 (1992).
- Wise, R. A. Role of brain dopamine in food reward. Philos. Trans. R. Soc. Lond. B. Biol. Sci. 361, 1149-1158 (2006).
- Salamone, J. D., Correa, M. The mysterious motivational functions of mesolimbic dopamine. Neuron. 76, 470-485 (2012).
- Horvitz, J. C., Choi, W. Y., Morvan, C., Eyny, Y., Balsam, P. D. A "good parent" function of dopamine: transient modulation of learning and performance during early stages of training. Ann. N.Y. Acad. Sci. 1104, 270-288 (2007).
- Wickens, J. R., Horvitz, J. C., Costa, R. M., Killcross, S. Dopaminergic mechanisms in actions and habits. J. Neurosci. 27, 8181-8183 (2007).
- Bjorklund, A., Dunnett, S. B. Dopamine neuron systems in the brain: an update. Trends Neurosci. 30, 194-202 (2007).
- Swanson, L. W. The projections of the ventral tegmental area and adjacent regions: a combined fluorescent retrograde tracer and immunofluorescence study in the rat. Brain Res. Bull. 9, 321-353 (1982).
- Cacciapaglia, F., Wrightman, R. M., Careli, R. M. Rapid dopamine signaling differentially modulates distinct microcircuits within the nucleus accumbens during sucrose-directed behavior. J. Neurosci. 31, 13860-13869 (2011).
- Martinez-Hernandez, J., Lanuza, E., Martinez-Garcia, F. Selective dopaminergic lesions of the ventral tegmental area impair preference for sucrose but not for male sex pheromones in female mice. Eur. J. Neurosci. 24, 885-893 (2006).
- Bassareo, V., Di Chiara, G. Differential influence of associative and nonassociative learning mechanisms on the responsiveness of prefrontal and accumbal dopamine transmission to food stimuli in rats fed ad libitum. J. Neurosci. 17, 851-861 (1997).
- Bassareo, V., Di Chiara, G. Differential responsiveness of dopamine transmission to food-stimuli in nucleus accumbens shell/core compartments. Neurosci. 89, 637-641 (1999).
- Cheng, J., Feenstra, M. G. Individual differences in dopamine efflux in nucleus accumbens shell and core during instrumental conditioning. Learn. Mem. 13, 168-177 (2006).
- Genn, R. F., Ahn, S., Phillips, A. G. Attenuated dopamine efflux in the rat nucleus accumbens during successive negative contrast. Behav. Neurosci. 118, 869-873 (2004).
- Hajnal, A., Norgren, R. Accumbens dopamine mechanisms in sucrose intake. Brain Res. 904, 76-84 (2001).
- Hajnal, A., Smith, G. P., Norgren, R. Oral sucrose stimulation increases accumbens dopamine in the rat. Am. J. Physiol. 286, R31-R37 (2003).
- Bassareo, V., Di Chiara, G. Modulation of feeding-induced activation of mesolimbic dopamine transmission by appetitive stimuli and its relation to motivational state. Eur. J. Neurosci. 11, 4389-4397 (1999).
- Hajnal, A., Lenard, L. Feeding-related dopamine in the amygdala of freely moving rats. Neuroreport. 8, 2817-2820 (1997).
- Bassareo, V., De Luca, M. A., Di Chiara, G. Differential expression of motivational stimulus properties by dopamine in nucleus accumbens shell versus core and prefrontal cortex. J. Neurosci. 22, 4709-4719 (2002).
- Feenstra, M., Botterblom, M. Rapid sampling of extracellular dopamine in the rat prefrontal cortex during food consumption, handling, and exposure to novelty. Brain Res. 742, 17-24 (1996).
- Hernandez, L., Hoebel, B. G. Feeding can enhance dopamine turnover in the prefrontal cortex. Brain Res. Bull. 25, 975-979 (1990).
- Liang, N. C., Hajnal, A., Norgren, R. Sham feeding corn oil increases accumbens dopamine in the rat. Am. J. Physiol. Regul. Integr. Comp. Physiol. 291, R1236-R1239 (2006).
- Dunnett, S. B., Iversen, S. D. Regulatory impairments following selective kainic acid lesions of the neostriatum. Behav. Brain Res. 1, 497-506 (1980).
- Salamone, J. D., Zigmond, M. J., Stricker, E. M. Characterization of the impaired feeding behavior in rats given haloperidol or dopamine-depleting brain lesions. Neurosci. 39, 17-24 (1990).
- Kelley, A. E. Ventral striatal control of appetitive motivation: role in ingestive behavior and reward-related learning. Neurosci. Biobehav. Rev. 27, 765-776 (2004).
- Kelley, A. E. Memory and addiction: shared neural circuitry and molecular mechanisms. Neuron. 44, 161-179 (2004).
- Kelley, A. E., Baldo, B. A., Pratt, W. E. A proposed hypothalamic-thalamic-striatal axis for the integration of energy balance, arousal and food reward. J. Comp. Neurol. 493, 72-85 (2005).
- Kelley, A. E., Baldo, B. A., Pratt, W. E., Will, M. J. Corticostriatal-hypothalamic circuitry and food motivation: integration of energy, action and reward. Physiol. Behav. 86, 773-795 (2005).
- Berendse, H. W., Galis-de-Graaf, Y., Groenewegen, H. J. Topographical organization and relationship with ventral striatal compartments of prefrontal corticostriatal projections in the rat. J. Comp. Neurol. 316, 314-347 (1992).
- Brog, J. S., Salyapongse, A., Deutch, A. Y., Zahm, D. S. The patterns of afferent innervation of the core and shell in the "accumbens" part of rat ventral striatum: immunohistochemical detection of retrogradely transported fluoro-gold. J. Comp. Neurol. 338, 255-278 (1993).
- McDonald, A. J. Organization of amygdaloid projections to the prefrontal cortex and associated stritum in the rat. Neurosci. 44, 1-14 (1991).
- McGeorge, A. J., Faull, R. L. The organization of the projection from the cerebral cortex to the striatum in the rat. Neurosci. 29, 503-537 (1989).
- Sesack, S. R., Deutch, A. Y., Roth, R. H., Bunney, B. S. Topographical organization of the efferent projections of the medial prefrontal cortex in the rat: an anterograde tract-tracing study with Phaseolus vulgaris leucoagglutinin. J. Comp. Neurol. 290, 213-242 (1989).
- Wright, C. I., Beijer, A. V., Groenewegen, H. J. Basal amygdaloid complex afferents to the rat nucleus accumbens are compartmentally organized. J. Neurosci. 16, 1877-1893 (1996).
- Wright, C. I., Groenewegen, H. J. Patterns of convergence and segregation in the medial nucleus accumbens of the rat: relationships of prefrontal cortical, midline thalamic and basal amygdaloid afferents. J. Comp. Neurol. 361, 383-403 (1995).
- Geary, N., Smith, G. P. Pimozide decreases the positive reinforcing effect of sham fed sucrose in the rat. Pharmacol. Biochem. Behav. 22, 787-790 (1985).
- Muscat, R., Willner, P. Effects of selective dopamine receptor antagonists on sucrose consumption and preference. Psychopharmacol. 99, 98-102 (1989).
- Schneider, L. H., Gibbs, J., Smith, G. P. D-2 selective receptor antagonists suppress sucrose sham feeding in the rat. Brain Res. Bull. 17, 605-611 (1986).
- Baker, R. W., Osman, J., Bodnar, R. J. Differential actions of dopamine receptor antagonism in rats upon food intake elicited by mercaptoacetate or exposure to a palatable high-fat diet. Pharmacol. Biochem. Behav. 69, 201-208 (2001).
- Rao, R. E., Wojnicki, F. H., Coupland, J., Ghosh, S., Corwin, R. L. Baclofen, raclopride and naltrexone differentially reduce solid fat emulsion intake under limited access conditions. Pharmacol. Biochem. Behav. 89, 581-590 (2008).
- Weatherford, S. C., Smith, G. P., Melville, L. D. D-1 and D-2 receptor antagonists decrease corn oil sham feeding in rats. Physiol. Behav. 44, 569-572 (1988).
- Azzara, A. V., Bodnar, R. J., Delamater, A. R., Sclafani, A. D1 but not D2 dopamine receptor antagonism blocks the acquisition of a flavor preference conditioned by intragastric carbohydrate infusions. Pharmacol. Biochem. Behav. 68, 709-720 (2001).
- Baker, R. M., Shah, M. J., Sclafani, A., Bodnar, R. J. Dopamine D1 and D2 antagonists reduce the acquisition and expression of flavor-preferences conditioned by fructose in rats. Pharmacol. Biochem. Behav. 75, 55-65 (2003).
- Dela Cruz, J. A., Coke, T., Icaza-Cukali, D., Khalifa, N., Bodnar, R. J. Roles of NMDA and dopamine D1 and D2 receptors in the acquisition and expression of flavor preferences conditioned by oral glucose in rats. Neurobiol. Learn. Mem. 114, 223-230 (2014).
- Dela Cruz, J. A., et al. Roles of dopamine D1 and D2 receptors in the acquisition and expression of fat-conditioned flavor preferences in rats. Neurobiol. Learn. Mem. 97, 332-337 (2012).
- Yu, W. Z., Silva, R. M., Sclafani, A., Delamater, A. R., Bodnar, R. J. Pharmacology of flavor preference conditioning in sham-feeding rats: effects of dopamine receptor antagonists. Pharmacol. Biochem. Behav. 65, 635-647 (2000).
- Yu, W. Z., Silva, R. M., Sclafani, A., Delamater, A. R., Bodnar, R. J. Role of D(1) and D(2) dopamine receptors in the acquisition and expression of flavor-preference conditioning in sham-feeding rats. Pharmacol. Biochem. Behav. 67 (1), 537-544 (2000).
- Touzani, K., Bodnar, R. J., Sclafani, A. Activation of dopamine D1-like receptors in nucleus accumbens is critical for the acquisition, but not the expression, of nutrient-conditioned flavor preferences in rats. Eur. J. Neurosci. 27, 1525-1533 (2008).
- Touzani, K., Bodnar, R. J., Sclafani, A. Dopamine D1-like receptor antagonism in amygdala impairs the acquisition of glucose-conditioned flavor preference in rats. Eur. J. Neurosci. 30, 289-298 (2009).
- Touzani, K., Bodnar, R. J., Sclafani, A. Acquisition of glucose-conditioned flavor preference requires the activation of dopamine D1-like receptors within the medial prefrontal cortex in rats. Neurobiol. Learn. Mem. 94, 214-219 (2010).
- Malkusz, D. C., et al. Dopamine signaling in the medial prefrontal cortex and amygdala is required for the acquisition of fructose-conditioned flavor preferences in rats. Behav. Brain Res. 233, 500-507 (2012).
- Bernal, S. Y., et al. Role of dopamine D1 and D2 receptors in the nucleus accumbens shell on the acquisition and expression of fructose-conditioned flavor-flavor preferences in rats. Behav. Brain Res. 190, 59-66 (2008).
- Bernal, S. Y., et al. Role of amygdala dopamine D1 and D2 receptors in the acquisition and expression of fructose-conditioned flavor preferences in rats. Behav. Brain Res. 205, 183-190 (2009).
- Dragunow, M., Faull, R. The use of c-fos as a metabolic marker in neuronal pathway tracing. J. Neurosci. Methods. 29, 261-265 (1989).
- VanElzakker, M., Fevurly, R. D., Breindel, T., Spencer, R. L. Environmental novelty is associated with a selective increase in Fos expression in the output elements of the hippocampal formation and the perirhinal cortex. Learn. Mem. 15, 899-908 (2008).
- Norgren, R., Hajnal, A., Mungarndee, S. S. Gustatory reward and the nucleus accumbens. Physiol. Behav. 89, 531-535 (2006).
- Park, T. H., Carr, K. D. Neuroanatomical patterns of fos-like immunoreactivity induced by a palatable meal and meal-paired environment in saline- and naltrexone-treated rats. Brain Res. 805, 169-180 (1998).
- Zhao, X. L., Yan, J. Q., Chen, K., Yang, X. J., Li, J. R., Zhang, Y. Glutaminergic neurons expressing c-Fos in the brainstem and amygdala participate in signal transmission and integration of sweet taste. Nan.Fang Yi.Ke.Da.Xue.Xue.Bao. 31, 1138-1142 (2011).
- Mungarndee, S. S., Lundy, R. F., Norgren, R. Expression of Fos during sham sucrose intake in rats with central gustatory lesions. Am. J. Physiol. Regul. Integr. Comp. Physiol. 295, R751-R763 (2008).
- Otsubo, H., Kondoh, T., Shibata, M., Torii, K., Ueta, Y. Induction of Fos expression in the rat forebrain after intragastric administration of monosodium L-glutamate, glucose and NaCl. Neurosci. 196, 97-103 (2011).
- Yamamoto, T., Sako, N., Sakai, N., Iwafune, A. Gustatory and visceral inputs to the amygdala of the rat: conditioned taste aversion and induction of c-fos-like immunoreactivity. Neurosci. Lett. 226, 127-130 (1997).
- Mitra, A., Lenglos, C., Martin, J., Mbende, N., Gagne, A., Timofeeva, E. Sucrose modifies c-fos mRNA expression in the brain of rats maintained on feeding schedules. Neurosci. 192, 459-474 (2011).
- Pecoraro, N., Dallman, M. F. c-Fos after incentive shifts: expectancy, incredulity, and recovery. Behav. Neurosci. 119, 366-387 (2005).
- Hamlin, A. S., Blatchford, K. E., McNally, G. P. Renewal of an extinguished instrumental response: Neural correlates and the role of D1 dopamine receptors. Neurosci. 143, 25-38 (2006).
- Kerfoot, E. C., Agarwal, I., Lee, H. J., Holland, P. C. Control of appetitive and aversive taste-reactivity responses by an auditory conditioned stimulus in a devaluation task: A FOS and behavioral analysis. Learn. Mem. 14, 581-589 (2007).
- Zhang, M., Kelley, A. E. Enhanced intake of high-fat food following striatal mu-opioid stimulation: microinjection mapping and fos expression. Neurosci. 99, 267-277 (2000).
- Teegarden, S. L., Scott, A. N., Bale, T. L. Early life exposure to a high fat diet promotes long-term changes in dietary preferences and central reward signaling. Neurosci. 162, 924-932 (2009).
- Del Rio, D., et al. Involvement of the dorsomedial prefrontal cortex in high-fat food conditioning in adolescent mice. Behav. Brain Res. 283, 227-232 (2015).
- Knapska, E., Radwanska, K., Werka, T., Kaczmarek, L. Functional internal complexity of amygdala: focus on gene activity mapping after behavioral training and drugs of abuse. Physiol. Rev. 87, 1113-1173 (2007).
- Dela Cruz, J. A. D., et al. c-Fos induction in mesotelencephalic dopamine pathway projection targets and dorsal striatum following oral intake of sugars and fats in rats. Brain Res. Bull. 111, 9-19 (2015).
- Paxinos, G., Watson, C. The rat brain in stereotaxic coordinates. , Elsevier. (2006).
- Ranaldi, R., et al. The effects of VTA NMDA receptor antagonism on reward-related learning and associated c-fos expression in forebrain. Behav. Brain Res. 216, 424-432 (2011).
