Abstract
Polydiméthylsiloxane (PDMS) est le matériau de construction en vigueur pour fabriquer des dispositifs microfluidiques en raison de sa facilité de moulage et de collage, ainsi que sa transparence. En raison de la souplesse du matériau PDMS, cependant, il est difficile à utiliser pour la construction de nanocanaux PDMS. Les chaînes ont tendance à s'effondrer facilement lors du collage de plasma. Dans cet article, nous présentons une méthode de nanoparticules colloïdales de silice auto-assemblage entraîné l'évaporation à créer des jonctions nanofluidiques avec des sous-50 nm pores entre deux microcanaux. La taille des pores ainsi que la charge de surface de la jonction nanofluidique est réglable en changeant simplement la perle de silice taille et surface fonctionnalisation colloïdale en dehors du dispositif microfluidique assemblé dans un flacon avant que le processus d'auto-assemblage. En utilisant l'auto-assemblage des nanoparticules avec une taille de goutte de 300 nm, 500 nm et 900 nm, il était possible de fabriquer une membrane poreuse ayant une taille de pores membranaires 45 nm environ 75 nm et ~ 135 nm, respectivement. Sous électriqueal potentiel, cette membrane nanoporeuse initiée concentration en ions polarisation (ICP) agissant comme une membrane sélective de cations pour concentrer l'ADN par ~ 1.700 fois pendant 15 min. Ce processus de nanofabrication non lithographique ouvre une nouvelle possibilité de construire une jonction nanofluidique accordable pour l'étude des processus de transport à l'échelle nanométrique des ions et des molécules à l'intérieur d'une puce microfluidique PDMS.
Introduction
Nanofluidique est un nouveau domaine de recherche de u TAS (Micro Systems Analysis total) pour étudier les processus biologiques ou des phénomènes de transport des ions et des molécules à l'échelle de longueur de 10 janvier au 10 février nm. Avec l'avènement des outils nanofluidiques tels que nanocanaux, les processus de transport des molécules et des ions peuvent être contrôlés avec une précision sans précédent et manipulés, si nécessaire, par des caractéristiques qui sont disponibles uniquement à cette échelle de longueur pour la séparation et la détection exploitation. 1,2 L' un des ces caractéristiques nanométriques caractéristiques est un ratio élevé de surface à la charge en vrac (ou numéro Dukhin) dans nanocanaux qui peut causer un déséquilibre de charge et d' initier la concentration d'ions de polarisation (ICP) entre le nanocanal et microcanaux. 3
Une plate - forme de dispositif commun pour l'étude des phénomènes nanofluidiques se compose d'un système à deux microcanal relié par un réseau de nanocanaux comme une jonction. 4-6 7 Cependant, la fabrication de dispositifs de silicium nécessite des masques coûteux et quantité importante de transformation dans la salle blanche. 8- 10 en raison de la commodité de la fabrication du dispositif par moulage et de collage de plasma, le polydiméthylsiloxane (PDMS) a été largement acceptée en tant que matériau de construction pour la microfluidique et ce serait un matériau idéal pour nanofluidique ainsi. Cependant, le module de sa faible Jeune autour 360-870 KPa, rend le canal PDMS facilement pliable lors du collage de plasma. Le rapport d'aspect minimal de la nanocanal (largeur à la profondeur) doit être inférieur à 10: 1 ce qui signifie que la fabrication de dispositifs PDMS par photolithographie classique devient extrêmement difficile si la profondeur de nanocanal doit être inférieure à 100 nm, ce qui nécessite une largeur de canal inférieure à la limite actuelle du typonOGRAPHIE à environ 1 um. Pour contourner cette limitation, il y a eu des tentatives pour créer nanocanaux dans PDMS en utilisant des méthodes non-lithographiques comme les étirements pour initier des fissures avec la profondeur moyenne de 78 nm 11 ou pour former des rides après le traitement de plasma. 12 Collapsing un canal PDMS avec une pression mécanique a permis une hauteur aussi faible que 60 nm nanocanal. 13
Même si ces méthodes non-lithographiques très inventifs autorisés nanocanaux de construction inférieure à 100 nm en profondeur, la contrôlabilité dimensionnelle de la fabrication de nanocanal pose encore un obstacle à une large acceptation de PDMS comme matériau de construction pour les appareils nanofluidiques. Un autre problème critique des nanocanaux, que ce soit dans le silicium ou PDMS est la fonctionnalisation de surface dans le cas où il est nécessaire de modifier la charge de surface sur la paroi du canal pour la manipulation d'ions ou de molécules. Après le montage de l'appareil par liaison, les nanocanaux sont extrêmement difficiles àatteindre pour la fonctionnalisation de surface due au transport de diffusion limitée. Pour créer un canal à l' échelle nanométrique avec une fidélité dimensionnelle et facile fonctionnalisation de surface, la méthode d' auto-assemblage de particules colloïdales induites par évaporation 14-16 dans les dispositifs microfluidiques peut être l' une des approches prometteuses. En plus de la contrôlabilité de la taille des pores et les propriétés de surface, il est même possible de régler la taille des pores in situ lors de l' utilisation de particules colloïdales revêtues de polyélectrolytes en contrôlant la température, 17 le pH, 18,19 et la force ionique. 18 En raison de ces applications avantages, la méthode d' auto-assemblage de particules colloïdales a déjà trouvé pour étectrochromatographie, 20 biocapteurs, la concentration 21 de protéine 22 et la séparation des protéines et de l' ADN en microfluidique. 14,23 dans cette étude, nous avons déployé cette méthode d' auto-assemblage pour construire un dispositif de préconcentration électrocinétique dansPDMS qui nécessite une jonction entre deux microcanaux nanofluidique. 24 Le mécanisme de base derrière la concentration électrocinétique est basée sur la concentration en ions de polarisation (ICP). 25 Une description détaillée de la fabrication et de montage étapes est inclus dans le protocole suivant.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
1. Préparation des perles de silice colloïdale des suspensions
- Préparation de 300 nm et 500 nm de silice suspensions de perles
- Vortex la silice perles suspension stock (10% p / v dans l'eau) pendant 30 secondes. pour obtenir une suspension homogène. Pipeter un total de 600 pi suspension stock dans un tube de 1,5 ml et centrifuger à 2.600 xg pendant 1 min.
- Remplacer le liquide surnageant avec 400 pi de phosphate de sodium 1 mM tampon (PB, pH 7,0).
- Suspendre les billes de silice dans une concentration finale de 15% dans une solution de phosphate de sodium 1 mM à pH 7,0 par tourbillonnement.
- Fonctionnaliser la surface des billes de 500 nm , la silice carboxyle avec un poly (allylamine hydrochlorure, les HAP), et le poly (styrène sulfonate de sodium, PSS) polyélectrolytes
- Suspendre 0,1 g de billes de silice de 500 nm avec un groupe carboxyle avec 10 ml de NaCl 1 M (pH 7,0) à 1% (p / v) de la suspension de billes.
- Préparer 0,4% HAP (MW 65K) dans 1 M NaClL en dissolvant 300 ul de la solution mère (20% p / v dans l'eau) dans 15 ml de 1 M de NaCl. Préparer 0,9% PSS (MW 70K) en 1 solution M de NaCl en dissolvant 0,18 g PSS dans 20 ml de solution 1 M de NaCl. Les deux solutions vortex pendant 1 min. pour dissoudre les polyélectrolytes complètement.
- Ajouter 200 pi de solution de PAH 9,8 ml de 1% de perles carboxyle de silice dans un tube de 15 ml pour déposer une couche de polyélectrolyte chargé positivement sur des perles de silice avec un groupe fonctionnel carboxyle. Vortexer la suspension de billes pendant 1 min. et laisser incuber sur un dispositif de rotation du tube pendant 60 min. à la température ambiante.
- Centrifuger la suspension de billes 1801 xg pendant 1 min. et laver les HAP non liés cinq fois avec 10 ml d'eau DI. Après chaque centrifugation et élimination du surnageant, les billes sont très denses au fond du tube. Désorganiser la touffe de talon par pipetage vigoureux avec 2 ml d'eau déminéralisée avant d'ajouter 8 ml d'eau désionisée de sorte que les billes peuvent être remis en suspension et lavés avant l'étape de centrifugation suivante.
- Suivreles étapes 1.2.3 et 1.2.4 pour le revêtement PSS pour déposer une couche chargée négativement sur les billes. Resuspendre les billes dans 9,8 ml de 1 M de NaCl avant le dépôt PSS après élimination du surnageant de l' eau déminéralisée de l'étape de lavage 5 ème 1.2.4.
- Utilisez la même étape de pipetage vigoureux en utilisant 2 ml de 1 M de NaCl pour briser le bouquet de perles au fond du tube de 15 ml, puis ajouter 8 ml de 1 M de NaCl. Ajouter 200 ul de solution PSS 9,8 ml de billes de silice déposée par une couche unique de HAP. Après tourbillonnement pendant 1 min. et l'incubation pendant 60 min. sur la coiffe du tube, répétez 5 étapes de lavage avec de l'eau DI.
- Mesurer le potentiel des billes zêta avant et après chaque revêtement polyélectrolytique en utilisant un système de diffusion de lumière dynamique selon le protocole du fabricant pour vérifier la procédure de dépôt de polyélectrolyte a été exécutée correctement (voir tableau 1).
- Répétez cinq étapes de lavage avec de l'eau DI suivants la couche PSS uniquele dépôt et la remettre en suspension les billes dans 650 pl de tampon de phosphate de sodium 1 mM avec 0,05% de Tween 20 (15% p / v) avant l'utilisation dans le dispositif microfluidique pour améliorer son aptitude à l'écoulement.
- Suivez la procédure décrite ci-dessus de 1.2.5 à 1.2.6 pour 500 perles nm de silice avec fonction amine pour déposer une seule couche de PSS.
2. Fabrication de la PDMS microfluidique Chip
- Microfabrication du maître de silicium
- Fabriquez le maître de silicium pour le moulage PDMS en utilisant des techniques de microfabrication comme suit.
- manteau de Spin mince de résine photosensible 1 pm à 4000 rpm sur une plaquette de silicium. Motif de la couche en utilisant la lithographie projection (temps d'exposition 170 msec.) Et graver 700 nm nanocanaux planes profondes et 2 m de large (agissant en tant nanotraps pour les billes de silice) avec gravure ionique réactive.
- Utilisez les paramètres de gravure suivantes pour atteindre un taux de 3,5 nm / s de gravure: CHF 3 (45 sccm), 4 CF (15 sccm), Ar (100 sccm), la pression de 100 mTorr, puissance RF 200 W.
- manteau de Spin la seconde couche de résine photosensible épaisse de 1 um à 2000 tpm et effectuer un alignement sur les nanotraps précédemment à motifs. Motif microcanaux par contact lithographie et par gravure ionique réactive profonde (DRIE) de silicium. Utilisez les paramètres DRIE 26 dans le tableau 2.
- Fabriquez le maître de silicium pour le moulage PDMS en utilisant des techniques de microfabrication comme suit.
- Fabrication de PDMS moule
- Silaniser le maître de silicium avec trichlorosilane (50 pi) dans un bocal à vide O / N.
ATTENTION: Tricholorosilane est un matériau toxique et corrosif. Toujours utiliser dans une hotte chimique avec des équipements de protection individuelle approprié. - Mélanger la base à l'agent de durcissement à 10: 1 et coulé PDMS sur le maître de silicium silanisé et guérir à 70 ° C pendant 2 heures dans un four à convection.
- Retirer la dalle PDMS du maître de silicium avec un couteau et plasma liaison sur une plaquette vierge à l'aide d'un nettoyeur à plasma après une pltraitement asma dans un nettoyeur à plasma pendant 1 min. Fixer des bandes le long du bord pour marquer une ligne de partition pour les PDMS suivantes étape de coulée.
- Silaniser le moule PDMS dans un récipient sous vide avec du trichlorosilane (50 ul) O / N.
- PDMS Cast (base: agent de durcissement à 10: 1) sur le moule PDMS silanisé et guérir à 70 ° C pendant 2 heures dans un four à convection.
- Silaniser le maître de silicium avec trichlorosilane (50 pi) dans un bocal à vide O / N.
- La fabrication du dispositif PDMS
- Décollez la dalle de PDMS durcie du moule PDMS le long de la ligne de séparation marquée avec la bande.
- Perforation réservoir trous avec 1,5 mm poinçon de biopsie, propre avec un ruban, rincer avec de l'alcool isopropylique (IPA) et sec avec de l'azote.
- liaison plasma, le dispositif PDMS sur un x 75 mm lame de verre de microscope de 25 mm après un traitement au plasma dans un nettoyeur à plasma pendant 1 min.
- Ultrasonicate la suspension de billes pendant 60 min. dans un bain à ultrasons avant le remplissage. Pipeter une suspension de billes de 10 pi (300 nm de silice non fonctionnalisée êtreannonces, ou 500 billes carboxyles nm de silice avec des couches PAH-PSS, ou 500 nm de silice perles amine avec une couche de PSS) dans les entrées 4 et 6 chacun (voir la figure 1 A, B) immédiatement après le collage de plasma de la puce PDMS à un substrat de verre. Appuyez doucement sur la puce PDMS avec une pointe de pipette pour améliorer l'emballage de perles.
- Après avoir rempli les canaux de distribution de perles, couvrir toutes les entrées à l'exception de 1 et 9 avec du ruban adhésif. Air-sécher l'appareil pendant 3 heures et conserver à +4 ° C avant l'utilisation. La figure 2 donne un schéma étape par étape du processus d' auto-assemblage colloïdal.
3. Expérience de Electrokinetic Concentration d'ADN
- Remplir les réservoirs 3, 7 avec une solution tampon (10 pi de 1 mM PB) et le réservoir 5 avec un échantillon d'ADN (10 pi de 10 nM dans 1 mM PB) et appliquer une pression négative douce avec une pointe de pipette inversée sur les réservoirs 2 , 8 et 10 pour remplir les canaux avec les solutions sans bulles (voir
- Ajouter 10 pi de 1 mM PB aux réservoirs 2 et 8, et 10 pi de 10 nM d'ADN dans le réservoir 10 pour équilibrer la pression et attendre 5 min. pour atteindre l'équilibre.
- Insérer les fils de Pt dans les réservoirs 3, 5, 7, 10.
- Appliquer une tension à travers la jonction nanofluidique à l'aide d'un diviseur de tension connecté à un appareil de mesure de la source et les fils de platine. Appliquez d'abord 30 V sur les réservoirs 5, 10 et GND sur les réservoirs 3, 7.
- Diminuer la tension à 25 V sur le réservoir 10 après ~ 30 sec.
- Utiliser un obturateur mécanique avec une ouverture périodique dans toutes les 5 s pour réduire au minimum le photoblanchiment de l'échantillon lors de l'enregistrement des signaux de fluorescence de l'ADN.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Une puce de concentrateur électrocinétique dans PDMS contenant une jonction nanofluidique auto-assemblée entre deux micro - canaux est représentée sur la figure 1A). Le canal au milieu du dispositif est rempli d'une solution d'échantillon d'ADN et flanquée de deux canaux de solution tampon de chaque côté par l' intermédiaire d' un large canal 50 um de distribution de talon (figure 1B). La suspension colloïdale de silice est transporté dans le canal de délivrance de billes immédiatement après le collage de plasma pour créer une jonction nanofluidique entre l'échantillon et le canal de solution tampon. Le réseau de nanotrap constitué de 700 nm de profondeur et 2 um nanocanaux large est utilisé pour piéger les particules colloïdales. Son image numérisée obtenue avec une surface profileur sans contact est représenté sur la figure 1C). Les membranes de talon colloïdales après évaporation sont représentés sur la figure 1D). La SEM de la figure 1E) montre le piège des billes de siliceped à la matrice de nanotrap plane séparant le canal d'échantillon à partir du canal de distribution de billes. Le 300 nm perles de silice emballage montre très ordonné emballage hexagonal avec quelques défauts mineurs qui pourraient causer une variation dans le comportement de concentration (figure 1F). La conception de la puce de concentrateur PDMS avec ses dimensions peuvent être trouvées ici et dans les fichiers supplémentaires.
Figure 1. concentrateur microfluidique en PDMS avec un sous-50 nm nanoporeux jonction intégrée. (A) Photo du dispositif PDMS concentrateur. (B) Représentation schématique du dispositif de micro-nanofluidique avec un canal de distribution de billes entre le canal d'échantillon et de solution tampon. La tension est appliquée à travers les membranes de talon entre le canal d'échantillon et de la solution tampon chAnnels. (C) Le profil de surface de la matrice de nanotrap dans PDMS ayant une largeur de 2 pm et une profondeur de 700 nm. (D) La microphotographie de l'appareil avec un ensemble de particules colloïdales à l' intérieur du canal de distribution de talon après l' évaporation. (E) au microscope électronique à balayage des particules de 300 nm auto-assemblées colloïdales de silice avec des matrices de nanotrap entre l'échantillon et le tampon de canal. Les 300 perles nm sont piégés à l'entrée des nanotraps en raison de la tension superficielle. (F) hexagones emballé 300 billes de silice nm à l' intérieur du microcanal de délivrance de billes après évaporation. (Adapté de la réf. 25 avec la permission de la Royal Society of Chemistry) S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Un schéma des étapes de microfabrication pour le PDMS concentratodispositif de r est représenté sur la figure 2. Pour faire un dispositif de PDMS, une double coulée PDMS est nécessaire. Le processus de remplissage de perles dans le concentrateur PDMS est représenté sur la figure 3. Les détails de la microfabrication et le processus de remplissage peuvent être trouvés dans le protocole. Le potentiel zêta des perles de silice avec et sans revêtement polyélectrolytique est indiquée dans le tableau 1.
Figure 2. Schéma du processus de fabrication pour le maître de silicium, le maître PDMS et le dispositif PDMS de concentrateur. Après deux étapes de photolithographie et de gravure, le maître de silicium est coulé avec PDMS. Après un double moulage, le dispositif de PDMS est assemblé par liaison plasma et rempli d'une suspension de billes. S'il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de cette figure.
La figure 3. schématique étape par étape pour l' auto-assemblage de billes de silice colloïdale. 10 ul de la suspension de billes ont été pipetés dans les canaux de distribution des perles immédiatement après le traitement au plasma. Une fois que le canal de distribution de perles a été rempli, mais tous deux entrées 1 et 9 ont été couverts avec du ruban adhésif et des dispositifs séchés à l'air pendant 3 heures avant l'utilisation. (Reproduit de Réf. 25 avec la permission de la Royal Society of Chemistry) S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
| des particules colloïdales (500 nm) | potentiel Zeta (mV) |
| Silice | -2.04 |
| silice amine | 19.6 |
| silice carboxyle | -19,73 |
| silice carboxyl, PAH couché | 31,8 |
| Silice carboxyle, PAH, PSS revêtu | -28.5 |
| Silice amine, PSS revêtu | -31.2 |
Tableau 1 Potentiel zêta des perles de silice à 25 ° C. 0,1% (p / v) de solutions colloïdales ont été utilisées pour les mesures (n = 3).
Les images MEB prises à partir du canal de remplissage de billes après dessèchement présentent une taille de pores comprise entre 60 nm, 91 nm et 170 nm, comme le montre la figure 4. La taille des pores correspond à environ 20% de la taille de la perle, 300 nm, 500 nm et 900 nm, respectivement (15% du diamètre de la perle est la dimension théorique des pores).
Figure 4. images SEM d'auto-assemblé 300 nm (A), 500 nm (B) et 900 nm (C) de la silice colloïdale perle emballage. ont été réversiblement liés à des lames de verre et perles effectuées dans le canal en utilisant une pression négative. Après les dispositifs O / N séchage à l'air, les dispositifs PDMS ont été pelé du verre soigneusement et imagée. Cette taille des pores ont été estimées à 60 ± 2, 91 ± 5 et 170 ± 7 nm à 300 nm, 500 nm et 900 nm, respectivement des billes (n = 9). Ces tailles de pores sont proches de la dimension théorique, ~ 15% du diamètre des billes. (Adapté de la réf. 25 avec la permission de la Royal Society of Chemistry) S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Lors de l'application de tension de 30 V à travers la membrane bourrelet 300 nm, une zone d'appauvrissement d'ions a été observée près de la membrane colloïdale à l'intérieur d'un micro-canal rempli d'unADN marqué fluorescent (figure 5 A, B). Lors de l' abaissement de la tension de 25 V sur le côté gauche, les molécules d'ADN se sont accumulées sous la forme d'un bouchon et de sa concentration accrue en raison de l' écoulement électro - osmotique entraîné par une différence de tension de 30 V à 25 V à travers le canal d'échantillon (figure 5 C , D).
Figure 5 : micrographies time-lapse montrent la formation d'une région d'appauvrissement d'ions à proximité des jonctions colloïdales nanofluidiques dans le canal rempli avec de l' ADN (concentration initiale de 10 nM). La région d'appauvrissement d'ions a été initiée à t = 10 s et un bouchon d'ADN concentré a été généré à V2 = 30 V et V1 = 25 V à travers le canal de l'échantillon, tandis que les canaux tampon ont été mis à la terre. Les lignes pointillées ont été utilisées pour mettre en évidence les canaux murs. Un facteur de concentration d'environ 1,700 plis a été réalisée dans les 15 min. uchanter une membrane nm colloïdale 300. (Reproduit de Réf. 25 avec la permission de la Royal Society of Chemistry) S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Les membranes de silice avec une taille de billes de 300 nm et 500 nm a montré le facteur de concentration la plus élevée à ~ 1700 fois pour le Cy 5 marqués ADN (CAA GCC ATG CCA CAT CAT TAG CTA C) dans les 15 min. (Figure 6 A, B). La silice des membranes de billes revêtues de poly-électrolytes conduit à une augmentation de la concentration d'ADN de 200 à 1000 fois après 15 min. (Figure 6 C, D).
Figure 6. Intensité de fluorescence de l' ADN en fonction du temps (A) à 300 nm des billes de silice (B) de billes de silice de 500 nm d' und (C) à 500 nm des billes d'amines silice PSS revêtues et (D) 500 nm PAH / PSS billes carboxyliques de silice revêtues. Les lignes pointillées représentent le niveau d'intensité du signal de fluorescence pour 10 nm (A, B, C, D), 17 pM (A, B), 2 pM (C) et 10 uM (D) l' ADN. Les résultats ont été normalisés sur le fond de fluorescence. (Reproduit de Réf. 25 avec la permission de la Royal Society of Chemistry) S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
| Le temps de traitement | Mode etch | Mode Passivation |
| Le temps de traitement | 6 s | 4.5 s |
| Envahi | 0,5 s | 0 s |
| Platen puissance du générateur | 80 W | 60 W |
| Puissance de bobine du générateur | 600 W | 600 W |
| Gaz | SF 6 70 sccm | C 4 F 8 35 sccm |
| etch taux | 1,47 um / min | |
Tableau 2. Paramètres de MEIR.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Suivant le schéma de conception de dispositif commun pour étudier nanofluidique, nous avons fabriqué une jonction nanofluidique entre deux canaux microfluidiques en utilisant l'auto-assemblage entraîné par évaporation de nanoparticules colloïdales au lieu de lithographier modeler un tableau de nanocanaux. Lors de l'écoulement des particules colloïdales dans le canal de distribution de talon, une rangée de nanotraps avec une profondeur de 700 nm et une largeur de 2 pm sur les deux côtés du canal de distribution de talon sur une largeur totale de 100 um empêche la suspension de billes de circuler dans le tampon et l'échantillon canal en raison de la tension superficielle au nanotraps. Une fois pris au piège, les particules colloïdales emballées dans le canal de distribution de talon rapidement et a formé une jonction nanoporeux entre l'échantillon et le tampon de canal.
Il est important de charger la suspension de billes immédiatement après le collage du plasma de telle sorte que la force capillaire entraîne la suspension de billes de silice à l'entrée de la sortie de reservoirs dans le canal de distribution de perles temporairement hydrophile. Afin d'empêcher une bulle d'air bloquant l'écoulement dans le réservoir d'entrée, il est fortement recommandé d'atteindre le fond du réservoir avec une pointe de pipette, puis libérer la suspension de billes dans le réservoir. Dans le cas des billes fonctionnalisées en surface avec des polyélectrolytes, leur aptitude à l'écoulement a été considérablement réduite par rapport aux billes de silice sans fonctionnalisation de surface et avait tendance à regrouper plus facilement et adhèrent à la surface du canal au cours du processus de remplissage. Afin d'éviter un colmatage du canal avec les billes revêtues de poly-électrolytes, on a ajouté un agent tensio-actif, 0,05% de Tween 20, à la suspension de billes. Dans le cas où il y avait encore un problème de colmatage lors du remplissage, un tapotant doucement sur la puce PDMS avec une pointe de pipette généralement aidé à le résoudre.
En outre, il est important que la suspension de billes n'a pas été complètement séché après évaporation, car il serait difficile d'infiltrate à nouveau la membrane de talon avec la solution de tampon de phosphate de sodium. Par conséquent, après 3 h d'évaporation partielle, toutes les entrées et sorties du dispositif PDMS ont été enregistrées et conservées à 4 ° C pour le stockage avant l'utilisation de sorte que la garniture de talon reste humide. Au cours des expériences de préconcentration, le cordon autoassemblée a maintenu sa stabilité structurelle pour la plupart. Cependant, dans quelques cas, on a observé une luxation des billes qui indiquent un emballage défectueux des billes dans des micro-canaux. Les billes de silice auto-assemblées allant d'un diamètre de 900 nm jusqu'à 300 nm après l'auto-assemblage peut être vu sur la figure 4. La taille des pores théorique de la garniture de perles était d'environ 45 nm, d'environ ~ 15% de la particule colloïdale diamètre. Nous avons pu confirmer la taille des pores en utilisant une analyse SEM et mesuré une taille de pores d'environ 20% du diamètre de la bille après l'emballage.
En utilisant les auto-assemblés 300 nm et 500 membranes de particules colloïdales nm comme un ion sélectif najonction noporous, nous avons pu initier ion région d'appauvrissement à 30 V et concentrer 10 nM Cy5 marqué l'ADN (CAA GCC ATG CCA CAT CAT TAG CTA C) dans un tampon phosphate de sodium à 1 mM (Figure 5). Par l' écoulement continu de l'échantillon d'ADN vers la zone d'appauvrissement d'ions avec un flux électro - osmotique à une différence de tension V 2 -V 1 = 5 V, on peut augmenter la concentration initiale de l' ADN par des plis à l'intérieur de 1,700 ~ 15 min. (Figure 6a, b). 500 nm perles ont permis la concentration d'ADN plus robustes que les billes 300 nm, comme le montre la figure 6b). Puisque la concentration électrocinétique est basée sur un équilibre de forces entre la force électro - osmotique et les forces électrophorétiques hautement non - linéaire, le facteur de concentration résultante est déterminée par la mesure dans laquelle cet équilibre de force peut être maintenue pendant 27 concentration électrocinétique.
Un autre avantage important de déployer les particules colloïdales pour la construction d'une jonction nanofluidique est la facilité avec laquelle la surface fonctionnalisation peut être effectuée. Au lieu de créer un nanocanal par liaison d'abord, puis d'effectuer une fonctionnalisation de surface sur elle, nous pouvons simplement surface fonctionnaliser les particules colloïdales dans un flacon à l'extérieur du premier dispositif, puis de les couler dans le canal pour l'auto-assemblage. Sur la base de cette approche, nous pourrions lancer ICP utilisant les 500 nm particules d'amines de silice revêtues d'une couche unique de PSS et 500 particules carboxyle de silice nm revêtu d'une couche de HAP et PSS (Figure 6 c et d), à des tensions inférieures (8 V et 10 V, respectivement) que les particules colloïdales sans fonctionnalisation de surface (30 V). Ce résultat montre que la fonctionnalisation de la surface des particules colloïdales avant l'auto-assemblage a été efficace pour augmenter la charge superficielle des particules colloïdales et a donné lieu à l'ICP supérieur. Cependant, en termes de facteur de concentration obtenu, la jonction nanofluidique des billes de surface fonctionnalisée est moins efficace que si la non fonctionnaliséeperles de lica. Les amines / perles PSS revêtues ont permis un facteur de ~ 200, tandis que le carboxyle / PAH / PSS membrane de perles a montré une augmentation de 1000 fois au bout de 15 min. (Figure 6d). Ce résultat peut être expliqué par une charge de surface plus élevée de la surface fonctionnalisée nanopores qui a conduit à une augmentation de la longueur de la région d'appauvrissement d'ions en poussant le bouchon de concentration d'échantillon plus loin de la membrane de talon et, par conséquent, à une concentration moins stable. Nous croyons que la réduction de la largeur totale de la membrane nanoporeuse de talon actuellement 1 mm (la section de la membrane de talon parallèle au canal de l'échantillon) pourrait atténuer ce problème de l'instabilité. D' après notre étude précédente, la largeur de la jonction nanoporeux détermine la quantité de ionique courant passant à travers elle. 28 que la largeur augmente, la ioniques courant augmente et que plusieurs cations peuvent migrer à travers la membrane, la longueur déplétion augmente et que le bouchon de concentration est en outre poussé loin de la jonction nanoporeux. Therefore, l'accumulation se produit d'une manière moins confiné et la prise de l'échantillon devient moins stable. Empiriquement, la jonction nanoporeux devrait être ~ 100-400 um de largeur. Une autre caractéristique est d'améliorer une épaisseur insuffisante de la paroi de PDMS de 15 um entre le canal d'échantillon et de la délivrance de billes. Cette section mince PDMS a conduit à une liaison insuffisante qui a permis à un courant ionique entre le tampon et le canal de l'échantillon. Par conséquent, la totalité de la membrane de talon section parallèle au canal d'échantillon (1 mm de largeur) a agi comme une jonction nanoporeux, alors que seulement 100 um du bourrelet est prévue comme membrane nanoporeuse de jonction en fonction de la largeur totale du tableau de nanotrap. L'épaisseur de paroi PDMS doit être d'au moins 25 um ou plus.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Acknowledgments
Ce travail a été soutenu par le New York University Abu Dhabi (NYUAD) Fonds pour l'amélioration de la recherche 2013. Nous exprimons nos remerciements au personnel technique du MIT MTL pour leur soutien au cours de microfabrication NIH R21 EB008177-01A2 et et James Weston et Nikolas Giakoumidis de NYUAD pour leur support dans la prise de vue au MEB et la construction d'un diviseur de tension, respectivement. La fabrication du dispositif en PDMS a été réalisée dans l'installation centrale de microfabrication de NYUAD. Enfin, nous tenons à remercier Rebecca Pittam du Centre NYUAD pour Scholarship numérique pour la prise de vue et le montage vidéo.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Poly(Styrenesulfonic Acid) Sodium Salt | Polysciences | 08772 | |
| Poly(allylamine) Solution | Sigma Aldrich | 479144-5G | |
| Silica Microsphere - 300 nm | Polysciences | 24321 | |
| Silica Microsphere - 500 nm | Polysciences | 24323 | |
| Silica Microsphere Carboxyl Functional - 500 nm | Polysciences | 24753 | |
| Silica Microsphere Amine Functional - 500 nm | Polysciences | 24756 | |
| Sylgard 184 Silicone Elastomer kit | Dow Corning | ||
| Trichlorosilane | Sigma Aldrich | 175552 | |
| Ultrasonic Cleaner | Branson | 3510 | |
| Tube Rotator | VWR | 10136-084 | |
| Vortex Mixer | WiseMix | VM-10 | |
| Microcentrifuge | VWR | Micro 1207 | |
| Plasma Cleaner | Harrick Plasma | PDC-001-HP | |
| PDMS Mixer | Thinky | ARE-250 | |
| Oven | Thermo Scientific | PR305220M | |
| Epi-fluorescence Microscope | Nikon | Eclipse Ti | |
| CCD Camera | Andor | Clara | |
| Platinum Electrodes | Alfa Aesar | 43014 | |
| Source Meter | Keithley | 2400 | |
| Digital Multimeter | Extech | 410 | |
| Microscopy Glass Slides | Thermo Scientific | 2951-001 | |
| Tween 20 | Merck Millipore | 822184 | |
| Sodium chloride | Fisher Scientific | 7646-14-5 | |
| Sodium phosphate monobasic | Sigma Aldrich | 71505 | |
| Sodium phosphate dibasic | Sigma Aldrich | S3264 | |
| DNA | IDT | CAA CCG ATG CCA CAT CAT TAG CTA C | |
| B-Phycoerythrin | Life Technologies | P-800 | |
| Dynamic light scattering system for Zeta Potential Measurement | Malvern | Zetasizer Nano S | |
| Photoresist | Shipley | SPR700-1.0 | |
| Projection lithography | Nikon | NSR2005i9 | |
| Reactive Ion Etcher | Applied Materials | AME P5000 | |
| ICP deep reactive ion etcher | STS | STS-6" | |
| Contact lithography | Electronic Visions | EV620 | |
| Photoresist Coater Developer | SSI | SSI 150 | |
| Non-contact surface profiler | Wyko | NT 9800 |
References
- Mawatari, K., Kazoe, Y., Shimizu, H., Pihosh, Y., Kitamori, T. Extended-Nanofluidics: Fundamental Technologies, Unique Liquid Properties, and Application in Chemical and Bio Analysis Methods and Devices. Anal Chem. 86, 4068-4077 (2014).
- Tsukahara, T., Mawatari, K., Kitamori, T. Integrated extended-nano chemical systems on a chip. Chem Soc Rev. 39, 1000-1013 (2010).
- Mani, A., Zangle, T. A., Santiago, J. G. On the Propagation of Concentration Polarization from Microchannel-Nanochannel Interfaces Part I: Analytical Model and Characteristic Analysis. Langmuir. 25, 3898-3908 (2009).
- Aizel, K., et al. Enrichment of nanoparticles and bacteria using electroless and manual actuation modes of a bypass nanofluidic device. Lab Chip. 13, 4476-4485 (2013).
- Wang, Y. C., Stevens, A. L., Han, J. Million-fold preconcentration of proteins and peptides by nanofluidic filter. Anal Chem. 77, 4293-4299 (2005).
- Karnik, R., et al. Electrostatic control of ions and molecules in nanofluidic transistors. Nano letters. 5, 943-948 (2005).
- Mao, P., Han, J. Y. Fabrication and characterization of 20 nm planar nanofluidic channels by glass-glass and glass-silicon bonding. Lab Chip. 5, 837-844 (2005).
- Mao, P., Han, J. Massively-parallel ultra-high-aspect-ratio nanochannels as mesoporous membranes. Lab Chip. 9, 586-591 (2009).
- Balducci, A., Mao, P., Han, J. Y., Doyle, P. S. Double-stranded DNA diffusion in slitlike nanochannels. Macromolecules. 39, 6273-6281 (2006).
- Yamada, M., Mao, P., Fu, J. P., Han, J. Y. Rapid Quantification of Disease-Marker Proteins Using Continuous-Flow Immunoseparation in a Nanosieve Fluidic Device. Anal Chem. 81, 7067-7074 (2009).
- Huh, D., et al. Tuneable elastomeric nanochannels for nanofluidic manipulation. Nat Mater. 6, 424-428 (2007).
- Chung, S., Lee, J. H., Moon, M. W., Han, J., Kamm, R. D. Non-lithographic wrinkle nanochannels for protein preconcentration. Adv Mater. 20, 3011-3016 (2008).
- Park, S. M., Huh, Y. S., Craighead, H. G., Erickson, D. A method for nanofluidic device prototyping using elastomeric collapse. Proc Natl Acad Sci. 106, 15549-15554 (2009).
- Zeng, Y., Harrison, D. J. Self-assembled colloidal arrays as three-dimensional nanofluidic sieves for separation of biomolecules on microchips. Anal Chem. 79, 2289-2295 (2007).
- Malekpourkoupaei, A., Kostiuk, L. W., Harrison, D. J. Fabrication of Binary Opal Lattices in Microfluidic Devices. Chem Mat. 25, 3808-3815 (2013).
- Merlin, A., Salmon, J. -B., Leng, J.
- Schepelina, O., Zharov, I. PNIPAAM-modified nanoporous colloidal films with positive and negative temperature gating. Langmuir. 23, 12704-12709 (2007).
- Schepelina, O., Zharov, I. Poly(2-(dimethylamino)ethyl methacrylate)-Modified Nanoporous Colloidal Films with pH and Ion Response. Langmuir. 24, 14188-14194 (2008).
- Smith, J. J., Zharov, I. Ion transport in sulfonated nanoporous colloidal films. Langmuir. 24, 2650-2654 (2008).
- Gaspar, A., Hernandez, L., Stevens, S., Gomez, F. A. Electrochromatography in microchips packed with conventional reversed-phase silica particles. Electrophoresis. 29, 1638-1642 (2008).
- Lee, S. Y., et al. High-Fidelity Optofluidic On-Chip Sensors Using Well-Defined Gold Nanowell Crystals. Anal Chem. 83, 9174-9180 (2011).
- Hu, Y. L., et al. Interconnected ordered nanoporous networks of colloidal crystals integrated on a microfluidic chip for highly efficient protein concentration. Electrophoresis. 32, 3424-3430 (2011).
- Zhang, D. -W., et al. Microfabrication-free fused silica nanofluidic interface for on chip electrokinetic stacking of DNA. Microfluid Nanofluid. 14, 69-76 (2013).
- Syed, A., Mangano, L., Mao, P., Han, J., Song, Y. A. Creating sub-50 nm nanofluidic junctions in a PDMS microchip via self-assembly process of colloidal silica beads for electrokinetic concentration of biomolecules. Lab Chip. 14, 4455-4460 (2014).
- Kim, S. J., Song, Y. A., Han, J. Nanofluidic concentration devices for biomolecules utilizing ion concentration polarization: theory, fabrication, and applications. Chem Soc Rev. 39, 912-922 (2010).
- Fu, J. P., Mao, P., Han, J. Y. Continuous-flow bioseparation using microfabricated anisotropic nanofluidic sieving structures. Nat Protoc. 4, 1681-1698 (2009).
- Plecis, A., Nanteuil, C., Haghiri-Gosnet, A. M., Chen, Y.
- Ko, S. H., et al. Nanofluidic preconcentration device in a straight microchannel using ion concentration polarization. Lab Chip. 12, 4472-4482 (2012).
