Summary
Questo manoscritto descrive un sensore ottico multispettrale che effettivamente rilevato un danno ai primi cotone stagione artificialmente infestato con diverse densità di popolazioni ragnetto due maculato.
Introduction
Due macchie ragnetto, Tetranychus urticae (Koch) è un parassita polifago e cosmopolita campo molti e piante orticole 1, 2. Vive tessiture all'interno in colonie sulla superficie inferiore della pianta 3, 4. Essa si è evoluta da essere una stagione in ritardo a un inizio di stagione dei parassiti nella metà del sud degli Stati Uniti negli ultimi dieci anni 5. TSSM era il 5 ° dei parassiti più dannosi di cotone e causato una perdita stimata di 57,441 balle di cotone e di riduzione del 0,167% del rendimento negli Stati Uniti nel 2011 6, 7. Il suo ciclo di vita breve, ad alta fecondità e la determinazione del sesso aploidi-diploide combinata con la capacità di digerire e disintossicare xenobiotici hanno aggravato lo sviluppo della resistenza ai pesticidi 8. Attualmente, acaricidi rimangono come l'Omeccanismo di controllo olo affidabile per la soppressione di T. urticae. Pertanto, entomologi campo valutano costantemente acaricidi attualmente disponibili e di nuova concezione per l'efficacia.
La stima dei danni da acari si svolge generalmente segnando danno su una scala personale a causa della difficoltà incontrata nel conteggio manualmente gli acari. Alcuni condotto campionamento binomiale, dove solo la percentuale di foglie infestate è stato segnato piuttosto che il numero di acari per anta 9. Una scala indice foglia arrossamento, che variava da punteggiatura e arrossamento all'ampia arrossamento della vegetazione, è stato utilizzato come criterio di valutazione dei danni. Il modello di distribuzione spaziale di T. urticae su cotone conformato ad un modello di distribuzione clumped 9. Gli acari sono distribuiti sul fogliame di cotone da sparse a pesantemente cluster e rimangono quindi in condizioni di campo. Tale distribuzione modello coucoppiato sue piccole dimensioni, mobilità e riproduzione prolifica rende enumerazione di TSSM difficile. tecniche alternative affidabili sono necessari per la valutazione della densità di acari, al fine di valutare quantitativamente l'efficacia di acaricidi contro TSSM.
L'obiettivo di questo studio era di separare piante di cotone danneggiate da diverse densità di TSSM utilizzando un sensore ottico multispettrale. Il nostro intento era di determinare se il sensore ottico terrestre potrebbe classificare e separare piante di cotone sani da quelli danneggiati dagli acari.
Protocol
1. Stabilire TSSM colonie Fagioli Pinto
- Vegetali fagioli, Phaseolus vulgaris L., in vaschette di plastica (56 x 28 x 5 cm 3) contenenti terriccio in serra, come mostrato in Figura 1.
- Etichettare i vassoi con marcatura bastoncini secondo trattamento e la replica.
- Impostare e mantenere la temperatura serra a 90 ° C e 70% di umidità relativa.
- Crescere fagioli a 1-2 trifogliato stadio fogliare 10 come mostrato in figura 2.
- Raccogliere acari da piante di cotone infestate naturalmente con acari rimuovendo foglie infestate.
- Luogo ragnetto cotone infestate lascia sul fagioli borlotti con la frequenza necessaria fino a quando tutte le piante nei vassoi sono infestate da numerosi TSSMs.
Figura 1: fagioli pinto piantatura in plasticavassoi. Pinto fagioli semi sono stati piantati in vaschette di plastica (56 x 28 x 5 cm 3) nella serra e sono state innaffiate giornalmente. Si prega di cliccare qui per vedere una versione più grande di questa figura.
Figura 2: fagioli Pinto con foglie trifogliolate. Prima foglia vera che si forma dopo i cotiledoni emergono dal suolo è la foglia semplice o unifoliate. foglie successive sono il trifoliate lascia con punte denticolati. Si prega di cliccare qui per vedere una versione più grande di questa figura.
2. Trasferimento TSSM di piante di cotone
- Grow Non-Bt (non geneticamente modificati) piante di cotone per 4-5 stadio fogliare in vaschette di plastica (56 x 28 x 5 cm) in serra come specificato nel passo 1.3 e mostrato in figura 3.
- Trasferimento colonie ragnetto da fagioli borlotti su piante giovani di cotone in 4-5 vera stadio fogliare.
- Trasferire 3 masse di acari per le piante leggermente infestate. Nota: A livelli molto elevati di infestazione, acari formano masse o capsule 11 e si trovano appesi a punte delle foglie, come mostrato nella figura 4.
- Mettere una padella con fagioli pinto punta foglia contenente masse TSSM.
- Tagliare pinto punte delle foglie di fagioli con le forbici, permettendo masse TSSM cadere nella vaschetta come mostrato nelle figure 5 e 6.
- Girare vaschetta capovolta su piante di cotone e masse rubinetto TSSM su piante di cotone coltivate in vassoi di plastica come mostrato in Figura 7. Nota: Ogni vassoio conteneva ~ 100 piante di cotone.
- diffondere in modo casuale 3 masse di TSSM su piante di cotone.
- Trasferimento 20 masse per medially piante infestate.
- Mettere una padella con fagioli pinto punta foglia contenente masse TSSM.
- Tagliare punte pinto foglia di fagioli con le forbici, permettendo loro di cadere nella padella.
- Raccogliere 20 masse in padella.
- Girare padella a testa in giù sopra le piante di cotone e picchiettare masse TSSM Onto ~ 100 piante di cotone sollevate nella serra.
- Trasferimento 40 masse per le piante pesantemente infestate.
- Mettere una padella con fagioli pinto punta foglia contenente masse TSSM.
- Tagliare punte pinto foglia di fagioli con le forbici, permettendo loro di cadere nella padella.
- Raccogliere 40 masse in padella.
- Girare pan testa in giù su piante di cotone, toccare fuori masse TSSM Onto ~ 100 piante di cotone e diffonderli in modo casuale.
- Trasferire 3 masse di acari per le piante leggermente infestate. Nota: A livelli molto elevati di infestazione, acari formano masse o capsule 11 e si trovano appesi a punte delle foglie, come mostrato nella figura 4.
Figura 3. piante di cotone con 4-5 stadio fogliare. the cotiledoni emergono dal terreno come strutture simili a foglie orientati opposti l'uno all'altro sullo stelo piantina. Il meristema apicale emerge attraverso i cotiledoni e forma le prime foglie vere. Si prega di cliccare qui per vedere una versione più grande di questa figura.
Figura 4. masse TSSM appeso su una foglia di fagiolo trifoliate. TSSM vive in colonie e quando le popolazioni raggiungono ad alta densità, formano masse o strutture Boll-like e riuniscono le punte delle foglie per la dispersione. Si prega di cliccare qui per vedere una versione più grande di questa figura.
Figura 5. taglio punte delle foglie pinto bean contenenti una massa TSSM con le forbici. suggerimenti trifoliate foglia di fagiolo contenenti masse TSSM sono stati rimossi con le forbici per infestanti piante di cotone. Si prega di cliccare qui per vedere una versione più grande di questa figura.
Figura 6. masse TSSM su punte delle foglie di fagioli collocato all'interno della pentola. Quando un numero sufficiente di consigli trifogliolate foglia di fagiolo con TSSM sono stati trovati negli impianti di prova, sono stati rimossi e collocati all'interno della pentola. Questi campioni sono stati utilizzati per infestare categorie di trattamento: leggeri, medi e pesanti che ha ricevuto 3, 20 e 40 masse di TSSM, rispettivamente. Si prega di cliccare qui per vedere una versione più grande di questa figura.
Figura 7. Ruotando vaschetta capovolta. Le vaschette contenenti le punte delle foglie di fagioli trifoliate con TSSM erano rivolti a testa in giù sul baldacchino di cotone ad infestare le piante di prova. Si prega di cliccare qui per vedere una versione più grande di questa figura.
3. Le piante di scansione TSSM Infested cotone con il sensore ottico multispettrale
- Orizzontalmente montare il sensore ottico sul telaio serra circa 7 ft sopra il pavimento, come mostrato nella Figura 8. Impostare la distanza tra lo scanner e il tettuccio impianto a 36" . Utilizzare una livella per assicurare che il sensore è sulla stessa linea orizzontale.
- Posizionare i vassoi non infestate di piante di cotone su un carrello di spinta ruote.
- Attivare l'interruttore del sensore e spingere lentamente il cart sotto il sensore finché il vassoio passa completamente la testa sensore come mostrato nella Figura 8. Spegnere l'interruttore. Ritrarre il carro.
- Ripetere il punto 3.3 per tre volte, per un totale di 3 repliche.
- Ripetere questa procedura per tutti i vassoi di cotone.
- Ripetere la scansione al giorno 1, 5, dal 6, 7 giorni, Giorno 9 Giorno 10, 12 giorno, giorno 13 e il giorno 14 dopo il trattamento (DAT). La scansione a condizione che il NDVI (Normalized Difference Vegetation Index) Valori 12. Trasmettere i valori NDVI per e memorizzare su un Pocket PC che poi possono essere scaricati su un computer in formato di testo.
NOTA: NDVI è stato calcolato dalla seguente equazione: NDVI = (NIR - RED) / (NIR + RED), dove il rosso e NIR sono i valori di riflettanza spettrale (0-255) in rosso e nel vicino infrarosso spettri a 660 e 770 nm, rispettivamente.
Figura 8. musensore ottico ltispectral utilizzato per misurare quantitativamente la salute delle piante di cotone infestate con diversi livelli di densità di TSSM. Il carrello da spingere ruote con piante di prova sono stati lentamente attraversato sotto la testa del sensore per ottenere valori di riflettanza spettrale. a è la testa del sensore; b è pocket PC; c è vano batterie e porte di ingresso / uscita; d è il cavo seriale RS-232 di dati ed e è la carta del mestiere per fornire sfondo uniforme. Si prega di cliccare qui per vedere una versione più grande di questa figura.
4. Analisi dei dati
- Ottenere i valori massimi dell'NDVI utilizzando la procedura Proc mezzi 13. Calcolare la riduzione percentuale dei valori di NDVI per ogni giorno di osservazione usando Giorno 0 come valore di riferimento. Analizzare i dati utilizzando la procedura di ripetute misure PROC GLM <sup class = "xref"> 13.
NOTA: I mezzi sono stati separati utilizzando più di test Intervallo del Duncan in P = 0.05. Mezzi con le stesse lettere minuscole non erano significativamente differenti. - Effettuare illustrazioni grafiche dei dati 14 come mostrato in figura 9.
Figura 9. riduzione percentuale o variazione NDVI relative al giorni dopo il trattamento. software JMP venne usato per illustrare graficamente la relazione funzionale tra variazione percentuale rispetto al NDVI giorni di campionamento (DAT). Si prega di cliccare qui per vedere una versione più grande di questa figura.
Representative Results
Il sensore emette luce rossa e infrarossa e questa luce a sua volta viene riflessa dalla cupola della pianta. La luce riflessa serve come una misura quantitativa del visibile e vicino infrarosso bande dello spettro elettromagnetico ed è numericamente registrata come NDVI (Normalized Difference Indice di Vegetazione) lettura. I valori NDVI variano da 0 a 0,99. Più alto è il NDVI lettura il più sano il baldacchino pianta. vegetazione sana assorbe la luce visibile e riflette la luce nel vicino infrarosso e la vegetazione malsana riflette la luce più visibile e meno luce nel vicino infrarosso. NDVI serve come un surrogato di attività fotosintetica e questa proprietà spettrale è altamente correlata alla radiazione fotosinteticamente attiva 15, 16, 17, 18. valori molto bassi di NDVI (0,1 e sotto) corrisponde alle aree sterili di roccia osabbia, mentre valori moderati (0,2 ÷ 0,3) rappresentano arbusti e prati e valori elevati (da 0,6 a 0,8) indicano vegetazione temperato e tropicale. Le misure di riflettanza sono state ottenute in condizioni di luce diurna nelle regioni rosse e vicino infrarosso degli spettri.
NDVI è stata calcolata dalla seguente equazione: NDVI = (NIR - RED) / (NIR + RED), dove il rosso e NIR sono i valori spettrali di riflettanza (0-255) nelle spettri rossi e nel vicino infrarosso a 660 e 770 nm, rispettivamente. La riflettanza sensore registra valori ogni 100 msec. Le letture massime NDVI abbattuti da una matrice di valori NDVI presi ogni volta dal sensore sono stati usati nelle analisi per minimizzare sfondo riflettanza e per fornire valori numerici costantemente ripetibili.
L'analisi della varianza dei dati ha rivelato che sono state osservate differenze significative nella riduzione percentuale NDVI tra leggerezza, medially e pesantemente infestate piante di cotone rispetto al controllo non trattato (F = 436,4; P <0.0001; df = 3, 32). I valori NDVI che descrivono vigore della pianta durante il periodo di test variava significativamente tra giorni di osservazione (F = 1398,2; P <0.0001; df = 8, 256). Inoltre, la riduzione percentuale dei valori NDVI stati inversamente correlata ai trattamenti durante il periodo di osservazione (DAT), ma raramente tendeva a discostarsi da questo modello e interagire significativamente con DAT (F = 201,5; P <0.0001; df = 24, 256) . I criteri di prova MANOVA per effetto DAT era significativo così (λ del Wilk = 0,00,913 mila; F = 339.0; P <0.0001; df = 8, 25). Analogamente, l'interazione tra DAT e il trattamento era significativa (λ del Wilk = 0,00,101 mila; F = 29,8; P <0.0001; df = 24, 73).
La figura 9 mostra la variazione percentuale in vigore della pianta come dimostrato dai valori NDVI durante il periodo di osservazione. A per positivavariazione cento in valore NDVI indica la coltivazione di piante sane, mentre un valore negativo indica che il vigore della pianta è diminuita poiché la prima misura (cioè giorno 0) è stata effettuata. Le piante di controllo non infestate hanno mostrato un aumento della crescita vegetativa durante tutto il corso dello studio, mentre le piante TSSM-infestate hanno mostrato il degrado in salute nel tempo. Significare separazione dei trattamenti indicati nella tabella 1 rivela che nessuna differenza definibile in riduzione percentuale NDVI tra categorie di trattamento (leggeri, medi e pesanti) e il controllo è stato osservato fino al giorno 5 quando le classi infestazione significativamente deviato dal controllo e rimasero così schiacciante successivamente . Questi dati dimostrano che il sensore ottico può essere efficacemente utilizzato al posto di campionamento manuale laborioso per valutare l'efficacia del trattamento contro acaricidi su cotone.
| infestazione Categoria | 1 | 5 | 6 | 7 | 9 | 10 | 12 | 13 | 14 |
| Controllo | 1.18 ± 0.33a | 2.70 ± 0.40A | 4.0 ± 0.36A | 3.94 ± 0.37a | 3.68 ± 0.53a | 2.57 ± 0.42a | 2.96 ± 0.47a | 3.48 ± 0.38a | 3.08 ± 0.22A |
| Leggero | -0.13 ± 0.13b | -0.71 ± 0.29b | -0.65 ± 0.28b | -2.02 ± 0.47b | -5,68 ± 0.72b | -11,17 ± 0.94b | -15,73 ± 1.76b | -19,54 ± 1.68b | -24,9 ± 1.90b |
| medio | -1,83 ± 0.42c | -7,06 ± 0.63c | -9,61 ± 0.53c | -10,39 ± 0.57c | -17,06 ± 0.80c | -26,92 ± 0.72c | -33,84 ± 0.96c | -37,05 ± 1.14c | -41,74 ± 0.73c |
| pesante | -0.97 ± 0.58bc | -11,76 ± 0.29d | -13,83 ± 0.86d | -15.20 ± 0.63d | -25.0 ± 1.0d | -34,63 ± 0.54d | -39,07 ± 0.94d | -42,68 ± 0.62d | -46,71 ± 0,63 |
Tabella 1: riduzione percentuale in Max NDVI dopo piante di cotone erano infestate con numero di cluster o masse di TSSM variabile. piante di cotone coltivate in vassoi di plastica nella serra erano infestati da tre categorie di densità ragnetto. Light Categoria ricevuto 3 masse o cluster di TSSM a vassoi, categoria medio ricevuto 20 masse per vassoio e categoria Heavy ricevuto 40 masse per vassoio. Mezzi sono stati separati dal controllo secondo Mult Duncaniple prova Range (P = 0.05). Mezzi seguita dalla stessa lettera minuscola non erano significativamente differenti al 5% di probabilità.
Discussion
Convenzionalmente, i test di efficacia insetticida condotte nel campo comprendono diversi trattamenti della chimica applicata a velocità diverse e rispetto ad un controllo non trattato. Acaricidi con vari profili di tossicità contro instar e adulti fasi di TSSM vengono valutati per determinare se i danni causati da essi potrebbe essere ridotto dal trattamento chimico. campioni TSSM vengono raccolti e portati al laboratorio dove vengono esaminate al microscopio e fasi diverse di TSSM sono contati e registrati. È di fondamentale importanza per prelevare campioni adeguati della pianta ospite per determinare il danno in ogni trattamento e differenziarli con precisione statisticamente accettabile. Il numero di campioni necessari per differenziare i trattamenti tra loro dipende dal profilo di distribuzione dell'organismo. distribuzione molto chiazze della TSSM porta ad una notevole quantità di variazione tra aree campione, e molte piante deve essere campionatoPer garantire la riproducibilità delle stime di popolazione. Tuttavia, budget, manodopera, tempo e precisione statistica sono fattori importanti che urtano tecniche di campionamento. È necessario, dunque il ricercatore di allocare le risorse disponibili in modo ottimale per condurre il campionamento con il minor costo ma con la maggior parte di precisione.
Entomologi in luogo delle fasi TSSM conteggio punteggio visivamente il danno basata su una scala da nessun danno ai diversi livelli di danneggiamento. Per esempio, alcuni ricercatori hanno proposto di campionamento binomiale, dove solo la percentuale di foglie infestate è stato segnato piuttosto che il numero di acari per foglia 9, 19. Altri stimato danni TSSM su cotone basata su una scala di indice foglia arrossamento, che variava da punteggiatura e arrossamento all'ampia arrossamento della vegetazione tettoia 19. Questi metodi sono arbitrarie, aneddotica e viziate da percezioni individuali del grado di danno.è necessaria una valutazione più robusta e quantitativa dei danni causati da TSSM per valutare e separare i trattamenti con precisione statistica.
Il sensore ottico multispettrale terrestre sembra essere uno strumento di campionamento migliorato per determinare quantitativamente il danno inflitto da TSSM e di separare i trattamenti più precisamente rispetto al sistema di punteggio visivo danno adottata da molti ricercatori. Tuttavia, i ricercatori hanno riferito che i dati intensiva telerilevamento iperspettrale disponibile numerose firme spettrali per identificare e rilevare sollecitazioni colture e caratteristiche baldacchino rispetto al telerilevamento multispettrale che è meno dati intensivo con due lunghezze d'onda 20, 21. Utilizzando uno spettrometro iperspettrale, Reisig e Godfrey scoperto che la lunghezza d'onda NIR riflettanza ≈850 nm come uno spettro informativo per distinguere artropodi infestata cotone non infestate 22. In questo studio, abbiamo dimostrato che i valori di riflettanza multispettrale (NIR valore essere ≈770 nm) con soli due bande spettrali erano in grado di identificare e caratterizzare piante di cotone infestate con diverse densità di TSSM. Inoltre, abbiamo riportato in precedenza che il sensore ottico multispettrale non solo efficacemente separate piante di cotone infestate con più diverse categorie di densità di TSSM, ma anche mostrato che spiromesifen era più efficace abamectina nel controllo TSSM all'inizio cotone stagione in serra a metà tasso del tasso più basso dell'etichetta 23.
Il sensore ottico multispettrale potrebbe essere montato su una piattaforma di ricerca mobile e dei valori di riflettanza possono essere ottenute dalle zone trattate di tettoie vegetazione senza soggettività umana. dati di efficacia acaricidi possono così essere ottenuti senza molto lavoro umano. I dati NDVI possono essere facilmente caricati al computer e analizzati utilizzando commerciale statisticaSoftware. Un ricevitore GPS può anche essere montato sulla piattaforma mobile per raccogliere le coordinate GPS per generare una mappa danneggiamento del campo. Uso di firme riflettanza multispettrale dalla cupola della pianta, il sensore ottico multispettrale fornisce un mezzo rapido ed economico per identificare e quantificare lo stress delle piante. Inoltre, un'area molto più grande del campo può essere coperto in meno tempo e con una risoluzione spaziale di chioma dell'impianto rispetto ai tradizionali scouting campo. E 'importante ricordare che il livello di soglia per danni TSSM sul cotone è variabile da regione a regione negli Stati Uniti. Ad esempio, i danni TSSM sarebbe più alto in un ambiente arido come ad esempio in California rispetto alla regione Midsouth dove le precipitazioni e umidità elevata, spesso prevalgono 24. Pertanto, le perdite di produzione dovute a danni TSSM sarà variabile e quindi è la soglia di danno. Tuttavia, i rapporti da Mississippi, Arkansas e Tennessee rivelano che il livello di sogliaper TSSM su cotone sembra essere quando 30 al 50% delle piante sono infestati e popolazioni sono attivamente aumentando 5. Inoltre, campi coltivati vegetali sono esposti a stress multipli compresi sollecitazioni acqua e l'alimentazione degli erbivori artropodi e le interazioni tra queste attività possono ridurre notevolmente la produttività dell'impianto e sono suscettibili di influenzare soglia di danno. Il TSSM può ridurre la conduttanza stomatica, fotosintesi e traspirazione in cotone 25. Piante coltivate in serra sono influenzate dalla radiazione di luce UV e lo fa influenzare significativamente la funzione stomatico, fotosintesi e tettuccio morfologia 26, 27 e probabilmente potrebbe avere un effetto additivo sullo stress pianta. Tuttavia, TSSM è capace di radiazione UV evitando avendo accesso a habitat protetti dalla radiazione solare sulla superficie inferiore della copertura dell'impianto 28, 29 </ sup>, 30, in cui risiede.
L'altezza del sensore ottico di sopra della copertura bersaglio e l'orientamento del sensore rispetto al bersaglio sono fattori importanti che hanno influenzato significativamente i valori di riflettanza ottenuti dal sensore ottico multispettrale 31. Ad esempio, quando la piattaforma di ricerca cellulare attraversa attraverso un campo di coltura fila come quando vela cotone è aperto, il sensore è in grado di produrre risultati diversi a seconda dell'orientamento del sensore, sia parallele o perpendicolari alla fila. È anche probabile che il suolo ed altro materiale di possono influenzare notevolmente le letture del sensore, specialmente quando il sensore è orientato perpendicolarmente alla riga. Per ottenere la massima risposta dal sensore, la testa del sensore deve essere orientata in linea con e direttamente sopra le righe. Sebbene orientare il fascio di luce perpendicolare alle file è più potrebbe raccogliere indietroterra terreno riflettanza, puo 'essere accettabile, tuttavia, quando tettuccio cotone viene chiusa con vegetazione. Inoltre, gli operatori dovrebbero seguire le raccomandazioni del fabbricante su una gamma di altezza operativo di 81-122 cm ed orientare la testa del sensore in linea con l'obiettivo di ottenere la massima risposta segnale. È importante caricare la batteria del sensore prima dell'uso o dovrebbe essere mantenuto collegato a evitare guasti. basso livello di carica è in grado di produrre letture errate.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| GreenSeeker | Trimble Ag. Division Westminster, CO |
Model 505 | Red NDVI sensor |
| Pinto beans | Producer's Co-op., Bryan, TX | Not applicable | Free choice item |
| Deltapine cotton seeds | Brazos Bottom Crop Care, Caldwell, TX77836 | Not applicable | 436 RR; NonBt & RoundUp Ready |
| Plastic trays | BWI, Schulenberg, TX | FG1020NL7 | 56 cm x 28 cm |
| Label sticks | Gempler's, Janesville, WI 53547 | Item # 151276 | Durable spike-style pot markers |
| 4-wheel Garden push cart | Farm Tek, Dyersville, IA 52040 | Item # 108676 | 61 cm x 122 cm |
References
- Hoy, M. A. Agricultural acarology: Introduction to integrated mite management. 7, CRC Press. (2011).
- Jeppson, L. R., Keifer, H. H., Baker, E. W. Mites injurious to economic plants. , Univ of California Press. (1975).
- Brandenburg, R., Kennedy, G. Ecological and agricultural considerations in the management of twospotted spider mite (Tetranychus urticae Koch). Agric. Zool. Rev. 2, 185-236 (1987).
- Saito, Y. The concept of "life types" in Tetranychinae. An attempt to classify the spinning behaviour of Tetranychinae. Acarologia. 24 (4), 377-391 (1983).
- Gore, J., et al. Impact of two-spotted spider mite (Acari: Tetranychidae) infestation timing on cotton yields. Journal of Cotton Science. 17, 34-39 (2013).
- Adamczyk, J. J., Lorenz, G. M. Beltwide Cotton Conference. , National Cotton Council. Memphis, TN. 981-1000 (2016).
- Williams, M. R. Beltwide Cotton Conference. , National Cotton Council. Memphis, TN. 1013-1057 (2016).
- Van Leeuwen, T., Vontas, J., Tsagkarakou, A., Dermauw, W., Tirry, L. Acaricide resistance mechanisms in the two-spotted spider mite, Tetranychus urticae and other important Acari: A review. Insect Biochem Mol Biol. 40 (8), 563-572 (2010).
- Wilson, L., Morton, R. Seasonal abundance and distribution of Tetranychus urticae (Acari: Tetranychidae), the two spotted spider mite, on cotton in Australia and implications for management. Bull Entomol Res. 83 (02), 291-303 (1993).
- Fernandez, F., Gepts, P., Lopez, M. Stage of development of the common bean plant. Communication Information Support Unit edn. , CIAT. 32 (1986).
- Clotuche, G., et al. The formation of collective silk balls in the spider mite Tetranychus urticae Koch. PLoS. ONE. 6 (4), 1804-1807 (2011).
- Rouse, J. W., Haas, R., Schell, J., Deering, D. Monitoring vegetation systems in the Great Plains with ERTS. NASA special publication. 1 (SP-351), 309-317 (1974).
- SAS v.9.4. , SAS Institute Inc. Cary, NC. (2012).
- JMP v.11. , SAS Institute Inc. Cary, NC. (2013).
- Asrar, G., Fuchs, M., Kanemasu, E., Hatfield, J. Estimating absorbed photosynthetic radiation and leaf area index from spectral reflectance in wheat. Agron J. 76 (2), 300-306 (1984).
- Myneni, R. B., Hall, F. G. The interpretation of spectral vegetation indexes. Geoscience and Remote Sensing, IEEE Transactions on. 33 (2), 481-486 (1995).
- Sellers, P. J. Canopy reflectance, photosynthesis and transpiration. Int J Remote Sens. 6 (8), 1335-1372 (1985).
- Tucker, C. J., et al. Higher northern latitude normalized difference vegetation index and growing season trends from 1982 to 1999. Int. J. Biometeorol. 45 (4), 184-190 (2001).
- Wilson, L., et al. Within-plant distribution of spider mites (Acari: Tetranychidae) on cotton: a developing implementable monitoring program. Environ Entomol. 12 (1), 128-134 (1983).
- Fitzgerald, G. J., Maas, S. J., Detar, W. R. Spider mite detection and canopy component mapping in cotton using hyperspectral imagery and spectral mixture analysis. Precision Agriculture. 5 (3), 275-289 (2004).
- Herrmann, I., et al. Spectral monitoring of two-spotted spider mite damage to pepper leaves. Remote Sensing Letters. 3 (4), 277-283 (2012).
- Reisig, D., Godfrey, L. Spectral response of cotton aphid-(Homoptera: Aphididae) and spider mite-(Acari: Tetranychidae) infested cotton: Controlled studies. Environ Entomol. 36 (6), 1466-1474 (2007).
- Martin, D. E., Latheef, M. A., López, J. D. Evaluation of selected acaricides against twospotted spider mite (Acari: Tetranychidae) on greenhouse cotton using multispectral data. Exp Appl Acarol. 66 (2), 227-245 (2015).
- Boudreaux, H. B. The effect of relative humidity on egg-laying, hatching, and survival in various spider mites. J Insect Physiol. 2 (1), 65-72 (1958).
- Bondada, B., Oosterhuis, D., Tugwell, N., Kim, K. Physiological and cytological studies of two spotted spider mite, Tetranychus urticae K., injury in cotton. Southwest Entomol. 20 (2), 171-180 (1995).
- Teramura, A. H. Effects of ultraviolet B radiation on the growth and yield of crop plants. Physiol Plant. 58 (3), 415-427 (1983).
- Teramura, A. H., Sullivan, J. H. Effects of UV-B radiation on photosynthesis and growth of terrestrial plants. Photosynthesis Res. 39 (3), 463-473 (1994).
- Ohtsuka, K. Deleterious effects of UV-B radiation on herbivorous spider mites: they can avoid it by remaining on lower leaf surfaces. Environ Entomol. 38 (3), 920-929 (2009).
- Sakai, Y., Osakabe, M. Spectrum-specific damage and solar ultraviolet radiation avoidance in the two-spotted spider mite. Photochem Photobiol. 86 (4), 925-932 (2010).
- Suzuki, T., Watanabe, M., Takeda, M. UV tolerance in the two-spotted spider mite, Tetranychus urticae. J Insect Physiol. 55 (7), 649-654 (2009).
- Martin, D. E., López, J. D., Lan, Y. Laboratory evaluation of the GreenSeeker handheld optical sensor to variations in orientation and height above canopy. International Journal of Agricultural and Biological Engineering. 5 (1), 43-47 (2012).
