Summary
De Drosophila larven is een krachtig modelsysteem om neuronale controle van gedrag te bestuderen. Deze publicatie beschrijft het gebruik van lineaire agarose kanalen om aanhoudende aanvallen van lineaire kruipen en methoden te lokken om de dynamiek van larvale structuren te kwantificeren tijdens repetitieve kruipen gedrag.
Abstract
Drosophila larven kruipen is in opkomst als een krachtig model voor neurale controle van sensomotorische gedrag te bestuderen. Echter, larven kruipen gedrag op een vlakke ondergrond geopend is complex, met inbegrip van: pauzeren, draaien en kronkelen. Deze complexiteit in het repertoire van beweging belemmert gedetailleerde analyse van de gebeurtenissen die zich tijdens een enkele kruipen stap cyclus. Om dit obstakel te overwinnen, werden lineaire agarose kanalen gemaakt dat larvale gedrag recht, duurzame, ritmische kruipen beperken. In principe, omdat agarose kanalen en de Drosophila larven lichaam zowel optisch helder, de beweging van larvale structuren gelabeld door genetisch gecodeerde fluorescerende probes kan worden gevolgd in intacte, vrij bewegende larven. In het verleden werden larven in lineaire kanalen geplaatst en kruipen op het niveau van hele organisme, segment, en spier werden geanalyseerd 1. In de toekomst kan larven kruipen kanalen worden gebruikt calcium imaging neuro bewakennal activiteit. Bovendien kunnen deze werkwijzen worden gebruikt met larven van elke genotype en eventuele-onderzoeker ontworpen kanaal. Waardoor het protocol hieronder is breed toepasbaar voor studies op de Drosophila larven als model motorbesturing begrijpen.
Introduction
Het algemene doel van deze methode is om Drosophila larven kruipen in detail te bestuderen. Experimenten op motoriek hebben een belangrijke rol in het ontwikkelen en testen van theorieën over motorische controle 2 gespeeld. Traditioneel motoriek is onderzocht bij waterdieren (bv, bloedzuiger, lamprei, kikkervisje) 3. Het repetitieve karakter van de motoriek bij deze dieren is toegelaten voor de studie van rhythmogenesis, voor de analyse van de biofysische evenementen rijden motoriek, en voor het bewaken van de neurale afvuren patronen die de motoriek te begeleiden.
Het gebruik van Drosophila larven voor studies van beweging een unieke combinatie van voordelen boven andere modelsystemen: facile genetica, goed gekarakteriseerde ontwikkeling, een orgaan dat optisch helder in eerste en tweede stadia, en een voortdurende transmissie elektronen microscopische reconstructie van de gehele zenuwstelsel 4-6. Echter, Drosophila larvale locomotion op een vlakke ondergrond geopend is enigszins complex met inbegrip van pauzes, draaien, en meanderende kruipt 7. Deze publicatie geeft een methode om lineaire agarose kanalen gebruiken om Drosophila larvale locomotorisch gedrag te begeleiden, zodat de larven voeren volgehouden, recht, ritmische kruipen gedrag.
Bestuderen Drosophila larven gedrag agarose kanalen, in plaats van gedrag vlakke oppervlakken geopend, heeft verschillende voordelen. Ten eerste kunnen onderzoekers eerst selecteren crawlgedrag uit de vele bewegingen die deel uitmaken van de larvale gedragsrepertoire. Ten tweede, door het aanpassen van de breedte van het kanaal ten opzichte van de larvale lichaamsgrootte, stapvoets kan worden aangepast. Derde kanalen zorgen voor de larve wordt vanuit dorsale, ventrale of laterale afhankelijk van de larve is geplaatst en georiënteerd binnen het kanaal. Deze veelzijdigheid in larvale oriëntatie zorgt voor een structuur van belang om voortdurend zichtbaar tijdens het kruipen zijn. Vierde,kanalen zijn vatbaar voor gebruik met een groot aantal microscopen en doelstellingen. Zo kan bijvoorbeeld de lineaire kanalen worden gebruikt voor lage-resolutie beeldvorming over bright-field stereoscopen en / of voor hoge-resolutie beeldvorming over spinning-disk confocale microscopen 1. Ten vijfde kan deze werkwijze worden gebruikt in combinatie met optogenetic / thermogenetische neuronale handelingen met genetische achtergrond. Tenslotte, omdat zowel de larvale lichaam (in eerste en tweede stadia) en agarose kanalen optisch helder, kanalen kunnen worden gebruikt bij het bestuderen van de dynamische bewegingen, of veranderingen in fluorescentie-intensiteit van larvale structuren gelabeld door genetisch gecodeerde fluorescerende probes.
De beschreven methode is geschikt voor gedetailleerde kinematische studie van de eerste en tweede instar Drosophila larvale gedrag. Deze publicatie analyseert de dynamische veranderingen in fluorescentie-intensiteit van het centrale zenuwstelsel tijdens de voorwaartse larven kruipen op het gebruik van kanalen te tonen en als een voorloper van NeuRonal calcium imaging.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
1. Bereiding van Larven
- Een week voor het opnemen van het gedrag, het opzetten van een kruis (minimaal 25 maagden en 5 mannen). Onderhouden van alle kruisen en nageslacht bij 25 ° C.
LET OP: De temperatuur van kweekomstandigheden kan worden gewijzigd, maar de tijdslijn hieronder beschreven nodig zou hebben voor veranderingen in de ontwikkelingspsychologie snelheid aan te passen om rekening te houden. - 5 dagen voor de opname, het eerste wat in de ochtend, zet het kruis in een verzameling kooi met een agar / sap pet en een schar (0,5-1 ml) van gist deeg in het midden van de agar / sap cap.
- Om een verzameling kooi te maken, porren gaten in een 6 oz. vierkant polyethyleen Drosophila fles.
- Om agar / sap caps te maken, meng 18 g agar met 600 ml water in een conische kolf. In een afzonderlijke kolf mix 20 g sucrose met 200 ml appelsap. Magnetron totdat vaste stoffen worden opgelost. Combineer en roer, zodat het mengsel afkoelen tot 60 ° C. Voeg 20 ml 10% methyl-p-hydroxybenzoaat in 95% ethanol en roer. Voeg ~ 7ml om de onderste helft van een 35 x 10 mm rond petrischaal. Toestaan agar / sap stollen gedurende 1 uur bij KT. Bewaren bij 4 ° C.
- Gist pasta te maken, voeg gelijke delen door volume droge gist en water. Bewaren bij 4 ° C.
- Controleer de gezondheid van larvale collecties.
- In de ochtend, 4 en 3 dagen voor het opnemen, verwijder de dop en plaats een nieuwe dop op de kooi. Verander de doppen op hetzelfde tijdstip elke dag om 24 uur verzamelen van eieren en pas uitgekomen larve te krijgen.
- Na elke kap is verwijderd, te onderzoeken om te zien hoeveel eieren het kruis leggen. Verwacht tussen 500-2,000 eieren. Pas het aantal volwassenen, indien nodig.
OPMERKING: Een paar eieren zou zijn uitgekomen in larven, en de pas uitgekomen larven uit de buurt van de gist pasta te vinden. - Ouder worden elke cap voor 24 uur. Opnieuw te onderzoeken de dop om te bepalen of larven zijn gezond.
LET OP: De meeste eieren moeten zijn uitgekomen in larven, en de larven moeten kroop in de yeast plakken. Tekenen van slechte gezondheid onder meer een groot aantal unhatched eieren, larven dode lichamen uit de buurt van de gist plakken en larven met aanzienlijke donkere vlekken in de buik, met vermelding van een immuunreactie. Als larven zijn ongezond, veranderen de kooi, maak verse caps / gist plakken, en controleer het genotype. - Gooi de oude caps.
- Verzamel larven voor gedragsverandering opnames.
- Op beide 2 en 1 dag vóór de opname, verwijder de dop en te vervangen door een nieuwe kap.
- Label elke verwijderd eraf en bewaar bij 25 ° C. Dit zal een gefaseerde reeks van larven voor gedragsverandering opnamen te produceren. Larven van Nieuw-gearceerd (0-4 uur posthatch) tot tweede instar-stadium (24-48 uur posthatch) kan worden gebruikt in de kanalen. Bewaar caps voor opnames op opeenvolgende dagen.
- Gooi alle caps na 48 uur.
- Indien nodig, herhaalt u de stappen 1.4.1-1.4.3 voor maximaal 5 extra d. Daarna minder bevruchte eieren.
- Bereid de lineaire kanaal PDMS (polydimethylsiloxaan, een silicone-elastomeer) gietmal (Figuur 1A). PDMS gietvormen zijn verkrijgbaar bij de Heckscher lab op aanvraag.
- Maak de gietmal met isopropylalcohol. Drogen aan de lucht, dep droog met laboratorium doekjes, of gebruik ingeblikte lucht.
- Plaats de gietmal in een 10 cm petrischaal deksel of andere houder.
- Bereid en giet agarose oplossing.
- Voeg een 3% agarose-oplossing in water (3 g in 100 ml) van de magnetron totdat het volledig opgelost.
- Koel af tot 55 ° C, waardoor luchtbellen stijgen naar het oppervlak.
- Giet de agarose mengsel in de petrischaal met de gietvorm, zodat de mal gewoon bedekt is. Laat agarose set tot gestold.
- Verwijder de agarose kanalen van de gietmal. Maak de randen van de agar plaat met een scheermesje.
- Zet het kanaals in een 10 cm petrischaal ondergedompeld in water. Ze kunnen bij 4 ° C gedurende 7 dagen houdbaar.
3. Het laden van een larve in een kanaal naar Record Behavior
LET OP: Als het opslaan van kanalen bij 4 ° C, laat kanalen RT te komen voordat u voor gedragsverandering opname.
- Gebruik een schoon scheermesje een enkel kanaal van die bereid in Stap 2 (Figuur 2A) gesneden.
- Gebruik een pincet om het kanaal gegroefde-side-up op een glazen dekglaasje (Figuur 2B) te plaatsen. De grootte en dikte van het dekglaasje afhankelijk van de specifieke ruimte voor beeldvorming.
- Gebruik fijne tang om een larve van de agar / sap cap bereid in stap 1 te selecteren en te plaatsen in de snede kanaal (figuur 2C).
- Laat de larve niet knijpen. Pak het op voorzichtig met de punt van de tang tand. Het is ook mogelijk om larven te manipuleren met een penseel met een fijne punt.
LET OP: Dit is belangrijk omdat larven zijn zeer senSitive aan te raken. Indien zij niet met de nodige zorg kan nociceptieve respons hun gedrag domineren tijdens de eerste seconden van het experiment. - Was de larven door ze kort onder te dompelen in water.
- Na het plaatsen van de larve op de cut-kanaal, met de punt van de tang tand om voorzichtig te plagen de larve in het kanaal bosje.
NB: Voor de meeste toepassingen de breedte van de larve en de breedte van het kanaal moet overeenkomen. De gemiddelde breedte van de larven in verschillende stadia van ontwikkeling volgt: 0 uur posthatch - 140 urn, 24 uur posthatch - 180 urn, 48 uur posthatch - 320 urn, 72 hr posthatch - 500 urn, 96 hr posthatch - 750 urn 8. Kanalen komen in de volgende breedtes: 100, 150, 200, 250, en 300 pm, en alle kanalen zijn 150 um diep. - Gebruik de punt van een tand forceps of kwast om de positie van de larven in het kanaal. Het kan worden georiënteerd in een richting: ventraleup, ventrale omlaag, ventraal ene kant, afhankelijk van wat structuur af te beelden.
- Laat de larve niet knijpen. Pak het op voorzichtig met de punt van de tang tand. Het is ook mogelijk om larven te manipuleren met een penseel met een fijne punt.
- Met behulp van een tang voorzichtig flip het kanaal over zulke dat de larve is nu op de cover glas. Plaats een of twee druppels water op de uiteinden van de goot, zodat het vult met water (figuur 2D).
- Til de zijkanten van het kanaal om eventuele luchtbellen te verwijderen.
- Stel de oriëntatie van de larven. Om dit te doen, zacht duwtje het kanaal, maar niet de dekking van glas om de larve te rollen. Als dit de richting niet verandert, verwijder het deksel glas en pas larvale positie. De larve is klaar om te worden afgebeeld.
- Afbeelding van het kanaal / dekglaasje op een omgekeerde microscoop. Als beeldvorming op een rechtopstaande microscoop, gewoon omkeren van het kanaal / dekglaasje.
4. Meet Kenmerk van Belang in Behavioral Recording
- Voor een structuur van belang (bijvoorbeeld, staart, CNS), het meten van een kenmerk van belang (bijvoorbeeld, Fluorescentie-intensiteit, locatie) na verloop van tijd.
LET OP: Structuren zoals de kop en de staart kan handmatig worden geannoteerd. Zo kan het hoofd worden geïdentificeerd als die donkere H-vormige mond haken, en de staart kan worden geïdentificeerd als die posterior tracheale spiricles. Dit artikel richt zich op de zenuw snoer. Gebruik de neuronale GAL4 lijn Elav-GAL4 een UAS-myr-GFP transgene (Elav> GFP) 9,10 rijden naar fluorescent label het centrale zenuwstelsel (CNS). De CNS bevat twee voorste hersenen lobben aan de zenuwkoord, die zich uitstrekt naar de achterste (figuur 3). - Meet de pixel intensiteit van de zenuwkoord (f (NC)) op elk tijdstip (t). Hieronder wordt een handmatige annotatie benadering, maar deze stap kan worden geautomatiseerd.
- In Fiji (of vergelijkbare software) in het menu 'Analyseren' gebruiken 'Set Metingen ... "dialoogvenster om de gemiddelde grijswaarde en slic rapporterene positie.
- Handmatig trekken een doos in het midden van de zenuw snoer in het eerste frame van de film (figuur 3). Deze stap kan ook worden geautomatiseerd met beeld segmentatie en registratie algoritmes.
- Gebruik de opdracht "Measure" in het menu 'Analyseren' om de gemiddelde pixel intensiteit rapporteren in de boxed regio van belang. Dit levert een venster "Resultaten".
- In het volgende frame, met de hand de doos verplaatsen zonder verkleinen met behulp van de pijltjestoetsen. Gebruik de opdracht "Measure" weer. De bijgewerkte resultaten worden weergegeven in het venster "Resultaten". Herhaal deze stap voor elk frame van belang.
- Sla de "resultaten" met behulp van de 'opslaan als ...' in het menu Bestand. De resultaten zullen worden geëxporteerd als een .xls-bestand.
5. Analyseer de Metingen
- Normaliseren elke f (NC) op een waarde tussen 0 en 1 (z (t) </ Em>).
- In spreadsheet (of een ander programma), opent u het Results.xls bestand. Dit bestand zal twee kolommen vertegenwoordigen framenummer en de gemiddelde fluorescentie-intensiteit hebben.
- Voeg een nieuwe kolom en worden de formules z (t) = f (NC [t]) -min (f [NC]) / max (f [NC]) -min (f [NC]) een genormaliseerde fluorescentie op te wekken overeenkomend met elk tijdstip.
- Bepaal de stride periode voor elke stap in de opname.
LET OP: Een stap cyclus is de eenheid van repetitieve hele lichaam ontwerpresolutie vooruit (en omgekeerd) kruipen. Volgens afspraak een voorwaartse stap begint (en eindigt) met de voorwaartse beweging van de staart, het hoofd, en andere inwendige organen, zoals de darm of CNS 1.- Handmatig controleren de gedrags-opname en noteer de initiatie tijden (i) van elke stap (i (Stride Cycle [n])).
LET OP: In het onderstaande voorbeeld, voorwaartse bewegingvan het CZS zoals de opening van een stap cyclus werd gebruikt (figuur 3). - Voor elke stap het berekenen van de periode: Δ t (Stride cyclus) = i (Stride Cycle [n + 1]) -I (Stride Cycle [n]).
- Handmatig controleren de gedrags-opname en noteer de initiatie tijden (i) van elke stap (i (Stride Cycle [n])).
- Bereken percentage stap cyclus verstreken voor elk tijdstip van de opname.
- Maak een extra kolom in de spreadsheet bestand wat neerkomt op tijd die verstreken is sinds de start van een stap cyclus (c). Stel keer sinds stride initiatie tot nul bij het begin van elke stap (c (Stride Cycle [n]) = 0). Pas keer na aanvang daarvan.
- Maak een extra kolom in de spreadsheet bestand wat neerkomt procent stride cyclus verstreken (% stride cyclus) Verdeel aangepaste tijden door stride periode en vermenigvuldig met 100 om te zetten naar percentage van stride cyclus verstreken.% Stride cyclus = (c (Stride Cycle [n] )) / (Δ t (Stride cyclus) * 100).
6. Genereer Poolcoördinaten staanpaaltsen Dynamica van Structuren van belang vertegenwoordigen meer dan de Crawl Cycle
- In MATLAB, gebruik de dialoog van de 'Import Data' in het tabblad Start om de bijgewerkte Results.xls importeren.
- Maak een nieuwe array "Theta" bevatten procent stride cyclus waarden (% stride cyclus). ( "Theta = Var1" waarbij Var1 vertegenwoordigt% stride cyclus).
- Maak een nieuwe array "Rho" bevatten genormaliseerde fluorescentie-waarden (z (t)). ( "Rho = Var2" waarbij Var2 vertegenwoordigt z (t)).
- Gebruik de opdracht 'polarplot om poolcoördinatensysteem plots te maken met het percentage stride cyclus als de hoek, en de fluorescentie als de straal ( "polarplot (Theta, Rho)").
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Dit artikel beschrijft een werkwijze voor het geleiden Drosophila larven gedrag middels agarose kanalen en voor het meten van de dynamiek van larvale structuren over een cyclus kruipen. Larven in lineaire kanalen voeren aanhoudende aanvallen van ritmische kruipen (figuur 3). Omdat zowel larven en kanalen zijn optisch helder, kunnen kanalen worden gebruikt met larven uitdrukken fluorescerende probes uitgedrukt in een structuur van belang. We namen larven die GFP in alle neuronen (Elav-Gal4 / +, UAS-myr-GFP / +) en bewaakt de dynamische veranderingen in fluorescentie-intensiteit in de zenuw koord over de crawl cyclus. We tonen aan dat het CZS gaat vooruit op bijna hetzelfde moment als de larvale kop en staart (Figuur 4A-B). Als een golf van spiercontractie passeert langs de lichaamsas, het CZS beweegt in en uit het vlak van scherpstelling waardoor de fluorescentie van de zenuw snoer (figuur 4) te veranderen. Om chan kwantificeren ges in zenuwkoord fluorescentie-intensiteit voor verschillende stappen in verschillende dieren die we vertegenwoordigen de gegevens op een polaire coördinaat perceel (Figuur 4C). Uitzetten van de gegevens van polaire coördinaten plots blijkt dat de dynamiek van de zenuwkoord fluorescentie via stride cyclus volgt een reproduceerbaar patroon.
Figuur 1: Ontwerp van lineaire kanalen te begeleiden Drosophila larven Crawling Gedrag (A) Het ontwerp van de microfluïdische apparaat dat wordt gebruikt om lineaire agarose kanalen te maken wordt getoond.. De breedte van de kanalen in het apparaat variëren 100-300 urn in stappen van 50 pm. De diepte 150 pm. (B) Een Drosophila larve wordt geladen in een agarose kanaal. Een dorsale weergave wordt getoond met anterior (hoofd) naar rechts. Schaal bar = 200 micrometer.4892 / 54892fig1large.jpg "target =" _ blank "> Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 2:. Diagram Hoe maak je een larve laden in een kanaal Zie protocol hoofdstuk 3 voor meer informatie Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 3:. Een fluorescent label Drosophila larve Voert Aanhoudende, Ritmische, Linear Kruipen wanneer geplaatst in een Agarose kanaal naar links, een schema van een larve die GFP in alle neuronen (Elav> GFP) wordt getoond. Een doos toont het gebied waar de fluorescentie-intensiteit van de zenuw snoer (onderscheidt zich door zijnlangwerpige morfologie) kan worden gemeten. Rechts is een voorbeeld van een larve kruipen door een kanaal op één seconde. Een dorsale weergave wordt getoond met anterior up. Pijlen geven de inleiding van een pas. Schaal bar = 200 micrometer. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 4: Dynamica van Fluorescentie Veranderingen in Nerve Cord In de loop der Crawl Cycle worden gepresenteerd op Poolcoördinaten Plots (A) Een diagram van een enkele stap.. Percentages hebben betrekking op procent van de stride cyclus voltooid. Volgens afspraak voorwaartse beweging van de staart, het hoofd, en de inwendige organen zoals de CNS markeert de opening van een stap (of 0% van de stride cyclus). Merk op dat de CNS (wit) beweegt voorwaarts en achterwaarts, en op en neer. Een kant view wordt getoond met anterior rechts. (B) A kymograaf toont de beweging van de kop, staart en CNS. Merk op dat de fluorescentie-intensiteit van de zenuw snoer tijdens de stap cyclus is dynamisch. (C) A poolcoördinaten grafiek toont de dynamische veranderingen in genormaliseerde fluorescentie-intensiteit van de zenuwkoord via stride cyclus. Elke stip staat voor een genormaliseerde fluorescentie-intensiteit van een enkele larve op één tijdstip (n = 3 larven, 3 stappen elk). Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Een microfluïdische apparaat werd gebouwd om lineaire agarose kanalen die geschikt zijn Drosophila larven (figuur 1) te maken. Bij Drosophila larven in deze lineaire agarose kanalen geplaatst zijn gedragsrepertoire beperkt tot kruipen, waardoor gedetailleerde observatie van de dynamiek van larvale structuren via kruipen cyclus.
Een opname op wanneer een larve voeren een reeks ritmische stappen (Figuur 3). Als dit niet gebeurt, controleer hindernissen zoals een luchtbel in het kanaal, en controleer de gezondheid van de larve. Een ander belangrijk element van de opname is dat de larve optimaal georiënteerd structuren plaats visualiseren. Als de larve niet in de juiste richting, of als de larve kruipt uit het kanaal, verwijder het dekglaasje en monteer de larve. In onze ervaring, ~ 20% van de larven in eerste instantie gemonteerd opbrengst uitstekende gedrags opnames without aanpassing.
In het verleden werden metingen van de positie van larvale structuren zoals de mond haak, darm en buiksegmenten tijdens kruipen gedrag. Om de beweging van deze structuren over de kruipende stride cyclus te visualiseren, werden poolcoördinatensysteem plots gegenereerd. In deze paper, de fluorescentie-intensiteit van de zenuw snoer werd gemeten en poolcooerdinatenstelsel plots gebruikt om de dynamiek van de fluorescentie te visualiseren over de kruipende stride cyclus (figuur 4). Er zijn verschillende voordelen die de gegevens op poolcoördinaten plaatsen: elimineert kruipsnelheid als variabele kan gegevens uit vele dieren en vele stappen samen te vatten, en maakt visualisatie van zowel algemene trends en variaties in data 11. Met name is het mogelijk de dynamiek van elke fluorescent gelabelde structuur plaats meten. In principe is deze analyse geldt voor het bijhouden van elk type dynamische veranderingen die optreedt gedurende een cyclus kruipen. Er is een breed scala aan toepassingen voor de in dit artikel beschreven methoden. In het verleden zijn lineaire agarose kanalen gebruikt voor larvale gedrag nemen op het hele organisme, segment en individuele spieren niveau 1. Deze gegevens toonden aan dat de larven gebruik maken van een "visceraal-pistoning" mechanisme voor zowel vooruit als achteruit kruipen, en ze lieten de neuromusculaire mechanisme rijden zowel vooruit als achteruit kruipen te bepalen 1. In de toekomst kunnen onderzoekers kanalen gebruiken om te studeren kruipen in verschillende genetische achtergronden. Bovendien moet het mogelijk zijn om kanalen te gebruiken om de activiteit van neuronen larvale gebruik calcium imaging analyseren tijdens kruipen. Dit moet leiden tot een beter begrip van die neuronen brand in fase is met name de bewegingen van de crawl cyclus. Ten slotte is er geen reden dat de kanalen van de rechtlijnige design in dit document moeten volgen; het gebruik van kanalen met verschillende dimensies zal ongetwijfeld helpen bij het beantwoorden van een variety van vraag over Drosophila larvale motoriek en motorische controle als geheel.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 6 oz square Drosophila bottle | Scimart | DR-103 | |
| agar | sigma | A1296 | |
| sucrose | sigma | S9378 | |
| apple juice | not from concentrate | ||
| Tegosept | Fisher | T2300 | methyl-p-hydroxybenzoate |
| 35 x 10 mm round petri dish | Fisher | 351008 | |
| baker's yeast | |||
| PDMS casting mold | FlowJem | can be requested from authors | |
| Isopropyl alcohol | Fisher | A417-1 | |
| laboratory wipes | Fisher | 06-666-11 | |
| canned air | Fisher | 18-431 | |
| 10 cm petri dish | BioPioneer | GS82-1473-001 | |
| agarose | Fisher | 50-444-176 | |
| razor blade | Fisher | 12-640 | |
| forceps | FST | 11241-40 | |
| 22 x 40 cover glass, #1.5 | Fisher | 50-365-605 | |
| Fiji (version 1.51d) | NIH | fiji.sc | |
| Excel 2016 | Microsoft | www.microsoftstore.com | |
| MATLAB R2016 | Mathworks | www.mathworks.com |
References
- Heckscher, E. S., Lockery, S. R., Doe, C. Q. Characterization of Drosophila larval crawling at the level of organism, segment, and somatic body wall musculature. J Neurosci. 32 (36), 12460-12471 (2012).
- Marder, E., Calabrese, R. L. Principles of rhythmic motor pattern generation. Physiol rev. 76 (3), 687 (1996).
- Mullins, O. J., Hackett, J. T., Buchanan, J. T., Friesen, W. O. Neuronal control of swimming behavior: Comparison of vertebrate and invertebrate model systems. Prog Neurobiol. 93 (2), 244-269 (2011).
- Ohyama, T., et al. A multilevel multimodal circuit enhances action selection in Drosophila. Nature. 520 (7549), 633-639 (2015).
- Landgraf, M., Thor, S. Development of Drosophila motoneurons: specification and morphology. Semin cell devl bio. 17 (1), 3-11 (2006).
- Heckscher, E. S., et al. Even-Skipped(+) Interneurons Are Core Components of a Sensorimotor Circuit that Maintains Left-Right Symmetric Muscle Contraction Amplitude. Neuron. 88 (2), 1-16 (2015).
- Green, C. H., Burnet, B., Connolly, K. J. Organization and patterns of inter-and intraspecific variation in the behaviour of Drosophila larvae. Anim Behav. 31 (1), 282-291 (1983).
- Graf, S. A., Sokolowski, M. B. Rover/Sitter Drosophila melanogaster Larval Foraging Polymorphism as a Function of Larval Development, Food-Patch Quality, and Starvation. J Insect Behav. 2 (3), 301-313 (1989).
- Lee, T., Luo, L. Mosaic analysis with a repressible cell marker for studies of gene function in neuronal morphogenesis. Neuron. 22 (3), 451-461 (1999).
- Rebay, I., Rubin, G. M. Yan Functions as a General Inhibitor of Differentiation and Is Negatively Regulated by Activation of the Rasl / MAPK Pathway. Cell. 81 (6), 857-866 (1995).
- Chen, T. -W., et al. Ultrasensitive fluorescent proteins for imaging neuronal activity. Nature. 499 (7458), 295-300 (2013).
- Tufte, E. R. The visual display of quantitative information. , Graphics Press. Cheshire, CT. (2004).
