Summary
Diese Studie beschreibt eine vereinfachte chirurgische Verfahren und Technik für die Durchführung von höhlenartigen Nervenstimulation mit der Isolation der Nerven-Elektrode Komplex mit Silikonkleber und intrakavernose Druckmessung.
Abstract
Die Stimulation des Nervus höhlenartigen (CN) und Messung des intrakavernose Drucks (ICP) wurden ausgiebig testen und evaluieren Therapien zur Behandlung der erektilen Dysfunktion eingesetzt. Jedoch die Methoden variieren zwischen Labors und Fallstricke bestehen. Das Ziel dieser Studie war eine chirurgische Technik zu beschreiben, die eine zuverlässige und reproduzierbare Modell bieten würde. Durch die Aufdeckung des Ischiocavernosus Muskels an der Stelle der Einfügemarke auf die Sitzbeinhöcker Tuber, könnte der Penis Crus mit minimalen Dissektion und Verletzungen an den Strukturen beteiligt Erektionsfähigkeit kanülierte. Wiederholte Reizung der KN, ohne die Notwendigkeit für das Anheben und Trocknung, gelang mit einem 125 µm bipolar Silberelektrode und biokompatible Silikonklebstoff, um den Elektrode-Nerv-Komplex zu isolieren. Diese Methode verhindert Neuropraxia durch Reduzierung der Dehnung und Trocknen den Nerv und bietet vollständige Isolierung des Nervs, Kriechstrom zu negieren und Stimulation der alternative Wege zu verhindern.
Introduction
In Vivo Studie der erektilen Funktion bei Versuchstieren begann 1863 mit der experimentelle Pionierarbeiten von Eckhard1. Elektrostimulation von den beckennerven wurde verwendet, um die erhöhten ICP bei Hunden zu induzieren. Im gesamten20. Jahrhundert wurden ähnliche experimentelle Protokolle in größere Tiere wie Hunde, Affen, Katzen und Kaninchen verwendet. Bewertung der erektilen Funktion bei einer Ratte wurde zuerst von Quinlan Et Al. 19892entwickelt. Die Methode wurde inzwischen geändert und durch mehrere andere Gruppen34aktualisiert. Die Ratte ist heute die am weitesten verbreitete Tiermodell für das Studium der Pathologie der erektilen Dysfunktion und Bewertung von neuen Behandlungsmöglichkeiten. Die wichtigsten Schritte des Verfahrens sind, Aufnahme systemischen Blutdruck mit einer Linie in der Arteria carotis, Kanülierung der penile Crus zu messen ICP und Stimulation der KN induzieren eine Zunahme des ICP. Obwohl einige Forscher das Modell verfeinert haben, ihrer Reproduzierbarkeit bleibt ein Problem, und unterschiedliche Ergebnisse von verschiedenen Laboratorien gemeldet wurden. Einige Fallstricke bestehen nach wie vor.
Vorherige Artikel5,6,7,8,9,10 beschreiben die Verwendung von voll Penis Exposition mit degloving des Penis zur Kanülierung der höhlenartigen Körper. Dies ist keinen optimalen Ansatz als Manipulation und disruptive Dissektion verursacht Verletzung von Strukturen, die für Erektile Funktion wesentlich sind. Die Zerlegung der KN wurde gut beschrieben10,11, aber Stimulation des Nervs ist nicht optimal auf mehrere Faktoren zurückzuführen, die experimentellen Ergebnisse beeinflussen könnten. Die Technik der CN Stimulation umfasst heben den Nerv aus dem umliegenden Gewebe durch Ziehen an der bipolaren Haken-Elektrode, die um den Nerv positioniert ist, und Trocknen den Nerv vor jede Anregung. Dies führt zu verschiedenen Graden der Nervenschäden und elektrischen Leckströme, was in einer verminderten Reaktion oder falsche Anstieg des ICP durch Stimulation der alternative Wege z.B., Beckenboden, Blase und Magen-Darm- Darm-Trakt12. All diese Faktoren begrenzen Reproduzierbarkeit.
Während unserer Studie haben wir beobachtet, dass die Tiefe und die Art der Narkose eine tiefgreifende Wirkung auf den ICP haben. Die Anästhetika verwendet sind Natrium-Pentobarbital, Ketamin/Xylazin und Ketamin/Midazolam Injektion oder Isofluran/Sauerstoff-Inhalation.
Hier beschreiben wir eine vereinfachte Operationsmethode und Bereitstellung von Daten zur Unterstützung der Standardisierung des experimentellen Protokolls.
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Protocol
Die Tiere wurden in der Universität von Süddänemark Tier Pflegeeinrichtung institutionellen Richtlinien untergebracht. Alle Tierversuche wurden gemäß dem National Institutes of Health-Leitfaden für die Pflege und Verwendung von Labortieren durchgeführt. Dies ist eine akute, nicht-überleben Chirurgie Verfahren.
1. Vorbereitung der Schläuche, Elektrode und Instrumente für den chirurgischen Eingriff
- Verwenden Sie die folgenden mikrochirurgischen Instrumente: chirurgische Scheren, abgewinkelte Mikro Schere eine Gewebe-Zange, ein paar von Dumont #7 und #5 gebogene Mikro Zange, ein Mikro Nadelhalter und Retraktoren.
Hinweis: Da es sich um eine akute Verfahren handelt, müssen die Instrumente nicht sterilisiert werden. Reinigen Sie nach Gebrauch und wischen Sie die Spitzen mit 70 % Ethanol. - Die Schläuche in 70 % igem Ethanol einweichen und spülen Sie es mit steriler 0,9 % NaCl mit 100 U/mL Heparin vor Gebrauch. Lassen Sie den Schlauch gefüllt zur Vermeidung von Luftblasen in das System einzuführen.
- Schneiden Sie ein 20-30 cm Länge Stück von Polyethylen (PE)-50 Schläuche, einen Katheter für die ICP-Messung zu machen. Sicherstellen Sie, dass die Schläuche so kurz wie möglich zu dämpfen den Druck zu reduzieren.
- Biegen Sie eine sterile 24G Nadel-seitliche, bis die Nadel in der Mitte bricht. Schließen Sie das Stück mit der Fase am distalen Ende der PE-Schlauch zum Einfügen in die Penis Crus. Legen Sie die andere Hälfte an den Hub für den Anschluss an die Druckaufnehmer. Füllen Sie das System mit heparinisierten Kochsalzlösung (100 U/mL).
- Um die bipolare Teflon beschichtete Elektrode machen, Drähte Schnitt zwei 125 µm Silber an gleicher Länge. Verwenden Sie ein Stück Klebeband zu befestigen die Drähte an den Rand des Tisches und Fädeln Sie sie zusammen. Anschließend legen Sie die Elektrode auf einer schwarzen Platte.
- Machen Sie einen kleinen Schnitt in das Teflon und verwenden Sie #5 Mikro Zange, um ein 4-5 mm Länge der Teflon-Beschichtung aus den Spitzen der Elektroden zu entfernen. Geschnitten Sie mit einem Skalpell zu erreichen sogar Länge und erstellen Haken durch Biegen die Enden der stumpfen Kante einer Skalpellklinge die Spitzen ab.
- Kleben Sie die Elektrode mit dem Ende der Verlängerung leicht über den Rand der schwarzen Platte mit den Haken nach oben. Mischen Sie die Silikonklebstoff auf einer Kunststoffplatte für 10 s und wickeln ein Klebstoff Blase um die Elektrode ca. 1-2 mm vom Haken.
- Für ca. 5 min vor Gebrauch (Abbildung 1) trocknen lassen. Streifen der Teflon aus einem längeren Abschnitt auf der anderen Seite, um Verbindung mit dem Stimulator zu ermöglichen.
Hinweis: Dabei wieder der Haken am distalen Ende kann die Elektrode viele Male wiederverwendet werden.
2. Vorbereitung des Tieres
- Nach dem Betäuben des Tiers, rasieren der unteren Hälfte der Bauch, Hals und Perineum. Schrubben Sie das Tier mit 70 % Alkohol, gefolgt von Povidon-Jod dreimal. Legen Sie die Ratte auf einem beheizten op Pad in Rückenlage. Tierarzt Augensalbe angewendet und die Narkose auf eine Nase Kegel mit 2,5 % Isofluran und 0,8 L/min Sauerstoff als Träger umschalten.
Hinweis: Der Pegel der Isoflurane und Sauerstoff, ein akzeptables Niveau der Narkose zu erreichen.
(3) präoperativen Vorbereitung
- Führen Sie den gesamten chirurgischen Eingriff unter einem Operationsmikroskop: eine Vergrößerung von 3,15 X bis 20 X reicht. Benutzen Sie Handschuhe und erhalten Sie eine saubere Umwelt während der Operation zu. Legen Sie die Ratte auf ein Tuch.
4. Ischiocavernosus Muskel Dissektion für die ICP-Messung
- Verwenden einer geraden Schere, Skalpell und Dumont #7 gebogene Mikro Zange um 1 cm vertikalen machen Hautschnitt 5 mm seitlich an der Mittellinie ausgehend von der Ebene der Basis des Penis und Erweiterung nach unten (Abbildung 2A). Verwenden Sie ein q-Tip und trennen Sie sorgfältig die Faszie seitlich um den Hodensack (Abb. 2 b). Nach dem Zerlegen der Faszie, Retraktoren befestigen und Ertasten mit einem Baumwoll-gekippt-Swap die Sitzbeinhöcker Tuber (Abbildung 2) zu finden.
- Durch das Fettgewebe Medial dieses Punktes zu sezieren, bis die Ischiocavernosus Muskel visualisiert wird (Abb. 3A). Verwenden Sie ein paar von Dumont #7 gebogene Mikro-Pinzetten und längs trennen Sie des Muskels zu. Die Tunica Albuginea erscheint als eine helle weiße Struktur (Abb. 3 b). Mit Mikro-Pinzetten und eine Mikro-Schere, aussetzen der Tunica Albuginea ausreichend um zu sehen, seinen Lauf (Abbildung 3).
- Einfügen Sie nach der Kalibrierung der Systemeinstellungen Schlauch durch die Haut auf den Damm, um sicherzustellen, dass es parallel zu den Penis Crus (Abbildung 4 läuft). Lassen Sie die Linie und halten Sie den Schnitt mit Kochsalzlösung feucht zu.
(5) CN Dissektion zur Stimulation
- Machen Sie eine 2 cm niedriger, Mittellinie Bauchschnitt durch die Haut mit zunächst einem Skalpell, und dann ein paar geraden Schere und Mikro Zange. Erstellen Sie einen passenden Schnitt durch die Faszie entlang der Linea Alba und die zugrunde liegende Muskelgewebe, Blase und Prostata verfügbar zu machen.
- Verwenden Sie Retraktoren, um gute Belichtung zu erreichen. Wattestäbchen Tupfer verwenden, um die Prostata aus dem Fettgewebe zu klare Visualisierung der großen Becken Ganglion (MPG) trennen und CN, läuft auf den dorsolateralen Aspekt der Prostata (Abbildung 5).
- Nach der Visualisierung von der MPG und der CN sorgfältig Einschneiden der Faszie, die darüberliegende Nervus 2-5 mm distal der MPG mit abgewinkelten Mikro Schere (Abb. 6a). Verbreiten Sie mit dem Einsatz von #5 Mikro-Pinzetten das Gewebe auf jeder Seite des Nervs und darunter einen 4 mm lange Teil (Abb. 6 b) zu befreien, und schieben Sie eine 9-0-Naht unter den Nerv (Abbildung 6 c).
- Heben Sie den Nerv leicht mit Hilfe des Nahtmaterials (Abb. 7a), Platzierung der Haken der bipolare Elektrode um den Nerv (Abb. 7 b) zu erleichtern. Lassen Sie eine Assistent Mischung der Zweikomponenten-Silikon Kleber mit der Spitze eines ein Insulin Nadel für 5 S. trocken den Nerv und den Kleber in die Gegend um den Haken und den Nerv (Abbildung 7 c, d). Halten Sie den Nerv erhöht durch Ziehen leicht an die Elektrode für ca. 1 min bis der Kleber trocknen lassen.
- Entfernen Sie die Retraktoren, mit Ausnahme der Retraktoren auf der rechten Seite jeder ziehen oder Verdrehen der Elektrode zu vermeiden. Nass die exponierten Organe mit Kochsalzlösung und Laien Gaze über die Inzision in Kochsalzlösung getränkt.
6. höhlenartigen Körper Kanülierung für die ICP-Messung
- Wiederherstellen Sie Visualisierung von der Tunica Albuginea mit Retraktoren. Achten Sie darauf, nicht die Ischiocavernosus Muskel der Retraktoren zuordnen, wie dies die Crus verzerrt.
- Befestigen Sie die Nadel und spülen Sie den Schlauch mit heparinisierten Kochsalzlösung vor der Einführung in die Tunica Albuginea. Halten Sie die Tunica Albuginea gestreckt, mit Dumont #7 gebogene Mikro Zange in der Hand (nicht-dominante), der Tunica Albuginea und dem Rest der darüberliegenden Muskel distal zum Einfügepunkt. Halten Sie die Nadel mit direkt Mikro Zange in die dominante Hand und stellen Sie sicher, es einzuführen parallel mit dem Verlauf der höhlenartigen Körper (Abbildung 8).
- Schieben Sie die Nadel 5-8 mm in der höhlenartigen Körper. Spülen Sie den Schlauch und drücken Sie auf die Crus, die Linie (Abbildung 9) zu testen. Stellen Sie sicher, dass keine Lecks vorhanden sind. Befestigen Sie den Schlauch an den Tisch mit Klebeband zu verhindern versehentliches ziehen auf der Linie. Die Retraktoren zu entfernen.
(7) Stimulation der KN
- Mit der Aufnahme-Programm (z.B.Spike 2) ausgeführt, den intrakavernose und mittleren arteriellen Druck kontinuierlich aufzeichnen.
- Legen Sie die folgenden Parameter auf ein Stimulator (z.B.SD9 Grass Instrumente, siehe Tabelle der Materialien) für CN-Stimulation: zurzeit 1,5 mA, Frequenz 16 Hz, Spannung bei 3 V und Impulsbreite bei 5 ms gelten 50 s der Stimulation mit einem Minimum von 1 min Pause zwischen den Stimulationen.
Hinweis: Die ersten Stimulationen führen in der Regel verminderte Reaktion (Abbildung 10).
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Representative Results
Die Verwendung dieses Protokolls mit den empfohlenen Stimulation Einstellungen unter Inhalation Anästhesie mit Isofluran 2,0 % Sauerstoff 0,8 L/min, sollten Ergebnisse wie in Abb. 11 und Abb.12, wo es mehrere Rücken an Rücken Stimulationen zwischen 75-80 mm Hg. Abbildung 13 zeigt die gleiche stabile Reaktion über einen 20-min-Stimulation mit der Antwort stabil bei 73-77 mm Hg. Test der Linie für ICP-Messung durch das Rohr zu spülen und Antippen der Crus (Abbildung 9). Die schnelle Antwort zurück an Grundlinie ist das Markenzeichen einer gut platzierten Linie. Wenn die Integrität der Tunica Albuginea beschädigt ist, würde der Test niedriger Spitzendruck und langsame Reaktion zurück zur Grundlinie nach Spülung und klopfen und eine verminderte Reaktion beim führen (Abbildung 14) stimuliert. Es gäbe auch Austreten von heparinisierten NaCl als Spülung und Blutungen während der Stimulationen.
Die Arten und Stufen der Anästhesie sowie die Verwendung von Sauerstoff hatte einen großen Einfluss auf ICP. Abbildung 15 zeigt die Wirkung der verschiedenen Ebenen von Isofluran auf ICP, mit einer verminderten Reaktion und ein weniger stabiles Plateau. Mit Isofluran bei 2 %, gab es eine stabile Reaktion in der ICP-Messung mit mehreren Stimulationen auf 78 mm Hg. Erhöhung der Konzentration von Isofluran auf 3,5 %, jedoch führte zu einem schnellen 50 % Rückgang auf 34 mm Hg in mehreren, nachfolgende Stimulationen. Der gleiche Effekt wurde beobachtet, beim Wechsel der Isofluran von 2,0 % auf 3,0 %, wo 19 % Abnahme der Reaktion beobachtet wurde und von 2,5 % auf 5 %, wo eine noch schnellere Reaktion von 70 % Rückgang wurde gesehen. Blutdruck blieb allen Stimulationen. Bei Ratten, die Narkose mit Isofluran/Sauerstoff-Narkose während der Operation und ersten Stimulationen, die dann 25 % der empfohlenen Dosis von Fentanyl/Midazolam erhalten (während die Isofluran eingestellt wurde), gab es eine ähnlich stabile Antwort, aber es während der Fentanyl/Midazolam Narkose im Vergleich zu Isofluran (Abbildung 16) erhöht um 25 %.
Verabreichung von Sauerstoff durch eine Nase Kegel erhöht die Sauerstoffsättigung im Blut von 61-75 %, 99-100 % in etwa 20 s. Wenn die Sauerstoffversorgung gestoppt wurde, war die gleiche Abnahme über ca. 1 gesehen min. Blutdruck war während der Stimulationen stabil, aber Sauerstoff Verwaltung durch eine Nase Kegel (0,8 L/min) hatte einen großen Einfluss auf die maximale ICP-Messung, Reduzierung von 35-45 % im Rücken an Rücken Stimulationen (Abbildung 17).
Abbildung 1 . Die bipolare Teflon beschichtete Silberelektrode. (A) Kleber-Luftblase in der Übergangszone zwischen der beschichteten und unbeschichteten Elektrode. (B) Distal 2 cm von der Elektrode fest geflochten. (C) Parallel unbeschichteten Haken 1 mm auseinander. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
Abbildung 2 . Dissektion der höhlenartigen Körper – Sehenswürdigkeiten. (A) 1 cm vertikalen Hautschnitt, nach unten ab 2 mm Lateral von der Basis des Penis. (B) Faszie seitlich um den Hodensack getrennt mit Baumwolle-bestückte Tupfer. (C) Blick auf das Operationsfeld nach Platzierung der Retraktoren (pm: Pyramidalis Muskel es: Einfügemarke an die Stelle der Crus, die Sitzbeinhöcker Tuber). Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
Abbildung 3 . Verfügbarmachen der Tunica Albuginea. (A) die Ischiocavernosus Muskel (Pfeil). (B) Tunica Albuginea (Pfeil). (C) Low-Power-Vergrößerung zeigt den Verlauf der höhlenartigen Körper. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
Abbildung 4 . Linie für die Aufnahme der höhlenartigen Druck. Nadel durch die Haut auf den Damm parallel mit höhlenartigen Körper (Pfeil) eingeführt. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
Abbildung 5 . Exposition der MPG geprägt von Pfeil und laufen auf den dorsolateralen Aspekt der Prostata vertikale CN. Große Becken Ganglion (MPG) gekennzeichnet durch den Pfeil, höhlenartigen Nerv (CN). Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
Abbildung 6 . Präparation des Nervus höhlenartigen. (A) die Faszie über den höhlenartigen Nerv mit Mikro Schere schneiden. (B) das darunter liegende Gewebe mit Mikro Pinzette Nervus trennt. (C) platzieren eine 9-0-Ligatur unter den Nerv. Große Becken Ganglion (MPG) gekennzeichnet durch den Pfeil, höhlenartigen Nerv (CN). Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
Abbildung 7 . Einhängen des Nervs. (A) erhebt des Nervs durch leichtes Ziehen auf die Naht. (B) Nerv ruht in die Haken der Elektrode. (C) Nerven und Elektrode Komplex mit der biokompatiblen Silikonklebstoff isoliert. (D) zusätzliche Kleber Blase hinzugefügt, um den Nerv-Elektrode-Komplex vollständig zu isolieren. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
Abbildung 8 . Kanülierung der Tunica Albuginea. 23 G Nadel verbunden mit PE-50 Schläuche in der Tunica Albuginea eingefügt. Punkt der Einfügung durch Pfeil markiert. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
Abbildung 9 . Prüfung der intrakavernose Linie. Die Antworten mit einer korrekten Linie Platzierung zu sehen. Beachten Sie die Spülung der Linie und als Reaktion auf das Klopfen auf der Crus. Beachten Sie auch, den schnellen Druckabfall zurück zur Grundlinie. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
Abbildung 10 . Erste Reaktionen auf höhlenartigen Nervenstimulation. Verminderte erste Antwort. Erste Anregung von 50 mm Hg und einem schwankenden Plateau. Zweite und dritte Stimulation von 66 mm Hg. Die folgenden Messungen wurden auf dem normalen Niveau bei 73 mm Hg. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
Abbildung 11 . Wiederholte höhlenartigen Nervenstimulation und intrakavernose Druck Aufnahme. Zeigen die Stabilität der Ergebnisse unter Verwendung dieses Protokolls. Zehn aufeinanderfolgenden Stimulationen zwischen 75-78 mm Hg. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
Abbildung 12 . Cavernosus Nervenstimulation und Druck Aufnahme. Ca. 30 Rücken an Rücken Stimulationen mit < 6 mm Hg Variabilität in den Druck. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
Abbildung 13 . Dauerstimulation dauert 20 min. Erhöhte Fluktuation am Ende, aber die nachfolgenden Stimulationen nach 1 min Pause, produziert eine stabile Reaktion. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
Abbildung 14 . Tunica Albuginea undicht. Längere Antwort zurück an Grundlinie nach Spülung und klopfen. Verminderte Reaktion nach der Stimulation. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
Abbildung 15 . Die Wirkung der Narkose-Dosis auf intrakavernose Druck. Verringert und mehr schwankende Antwort auf steigende Isofluran im Vergleich zu der stabile Reaktion auf 2 % in den ersten zwei und die letzten drei Stimulationen. Die blaue Spur an der Spitze zeigt konstant meine arteriellen Druck. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
Abbildung 16 . Die Wirkung der Anästhesie-Art auf intrakavernose Druck. Die ersten Stimulationen durchgeführt unter Isofluran-Narkose-Anzeigen einer Druckerhöhung von 80 mm Hg, sobald Fentanyl/Midazolam verabreicht wurde, gab es eine Zunahme der Reaktion auf 110 mm Hg. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
Abbildung 17 . Die Wirkung von Sauerstoff Verwaltung durch die bugnase. Verwaltung von Sauerstoff durch die bugnase absetzen führte zu einen erheblichen Rückgang der höhlenartigen Druckerhöhung mit höhlenartigen Nervenstimulation. Keine Auswirkung auf den mittleren arteriellen Druck wurde festgestellt (blaue Spur oben). Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
Abbildung 18 . Die Wirkung der Spannung auf Druck Reaktion auf die Stimulation. Die Spannung zwischen 1,5-6 V erzeugt eine identische Druck Antwort. Die Antwort vermindert unter 1,5 V. Klicken Sie bitte hier, um eine größere Version dieser Figur.
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Discussion
Das Hauptziel dieser Studie war es, eine vereinfachte Operationstechnik des Penis Crus Kanülierung für ICP-Aufnahme und Isolation der KN für Elektrostimulation zu beschreiben. Wir haben Änderungen an der Dissektion der höhlenartigen Körper um die Operation zu vereinfachen und liefern reproduzierbare Aufnahmen von der Zunahme des ICP mit CN Stimulation eingeführt. Mit einer vertikalen Hautschnitt von 1 cm an der Basis des Penis, mit der spürbaren Sitzbeinhöcker Tuber als Richtschnur seitliche, erzielten wir gute Belichtung der Ischiocavernosus Muskel und Tunica Albuginea. Dieses Verfahren ist schneller (unter 15 min) als in der Literatur und Ursachen minimal Gewebe Unterbrechung2,3,4beschrieben.
Die derzeit verwendete Technik der CN Stimulation beinhaltet Einhaken, heben, und Trocknung der KN vor jeder Elektrostimulation ist angewandte10. Diese Technik garantiert nicht, dass die Bedingungen für jede Stimulation unverändert. Aufhebung des Nervs erfordert den Einsatz von einem Mikromanipulator auch wiederholt dehnen und die Freigabe des Nervs, die zu Neuropraxia führen könnten. Im Vergleich zu den aktuellen CN Stimulationstechnik, reduziert den Einsatz von biokompatiblen Silikonklebstoff, den Nerv-Elektrode-Komplex zu isolieren die Frequenz des Nervus erstreckt sich auf zwei Instanzen; einmal um die bipolare Elektrode um den Nerv zu platzieren, und einmal um den Nerv und die Elektrode mit Klebstoff zu isolieren. Anschließend konnte mehrere Neurostimulations ohne Nerv Manipulationen durchgeführt werden.
Einführen der Nadel in der höhlenartigen Körper für Druck Aufnahme stellt einen entscheidenden Schritt dar. Neue Nutzer dieser Technik sollte dieser Teil üben, vor Beginn der Experimente. Wenn die Nadel in die Crus bereitstellen, ist es wichtig, dass die Crus wird gedehnt und die Nadel bereitgestellt wird parallel zu seinen Lauf. Die entscheidende Schritt ist der Nerv Handhabung während der Dissektion aus dem umliegenden Gewebe und Platzierung der Elektrode unter. Dissektion selbst ist, zwar keine schwierige Aufgabe könnte jede Strecke oder Auge des Nervs zu Schäden führen. Unsere Modifikation dieser Schritt macht die Notwendigkeit einer Mikromanipulator überflüssig und erleichtert das Handling der Nerven. Der Einsatz von biokompatiblen Silikonklebstoff zu isolieren die Nerven und sorgen für stabile und zuverlässige Kontakt zwischen der Elektrode und der Nerv reduziert die notwendige Manipulation. Silikonkleber könnte auch in anderen tierischen Modellen verwendet werden, wo in Vivo Neurostimulation angewendet.
Die Stimulationsparameter aufgeführt in zahlreichen Studien variieren von 14-20 Hz und 1,5-12 V11,13,14. Diese Technik hat gezeigt, dass Stimulation mit einem 1,5 mA, 16 Hz 3 V und 5 ms Impuls erzeugt eine vollständige Antwort. Mit zunehmender Stimulationsparameter, steigt der ICP nicht (Abbildung 18). Dies deutet darauf hin, dass die Stimulation mit beliebigen Parametern, die über die Schwelle zur Auslösung von arteriellen (höhlenartigen Arterie), Arteriolen und sinusförmigen glatt Muskelentspannung, liegen sind ausreichend, um den Reflex auslösen und ergäbe sich eine vollständige physiologische Antwort. Der nachträgliche Erhöhung der Frequenz, Amplitude oder Impulsbreite führt nicht zu einer stärkeren physiologische Reaktion und es könnte zum Abbau von Neurotransmittern oder sogar dazu führen, Nervenverletzung. Mit den oben beschriebenen Parametern konnten wir erreichen, eine reproduzierbare Antwort mit einer Ruhezeit so kurz wie 30 s mehr als 40-Mal in Folge.
Die Tiefe der Narkose beeinflusst deutlich die physiologische Reaktion. Mit Inhalation Anästhesie konnte es gut kontrolliert werden, aber die Spitze Antwort ist ca. 25 % niedriger, im Vergleich zu Fentanyl/Midazolam Betäubung durch Injektion verabreicht. Wir beobachteten, dass die Dosis von Isofluran auf der Ebene bestimmt die minimale Isofluran Konzentration notwendig, Zehe Prise Antwort beseitigen gehalten werden konnten. Die meisten Ermittler einsetzen Injektion Anästhesie mit Natrium-Pentobarbital, Fentanyl/Midazolam, Ketamin/Xylazin und Ketamin/Midazolam15.
Keiner der publizierten Artikel erwähnt die Verwendung von kontrollierten Sauerstoffzufuhr. Die Ergebnisse dieser Studie zeigen, dass dies einen großen Einfluss auf ICP hatte. Daher ist es wichtig, dass unabhängig von der Art der Anästhesie verwendet, das Tier durch die bugnase Sauerstoff erhält.
Die Verwendung von Ratten ist vorteilhaft aufgrund ihrer Größe und Widerstandsfähigkeit. Sowohl in den bisher veröffentlichten Studien und bestätigt in dieser Forschung, Sprague-Dawley Ratten haben gezeigt, dass eine intakte Reaktion auf CN Stimulation im Bereich von 6 bis 12 Wochen alt sind und mit einem Gewicht von 200-550 g. mit Mäusen ist anspruchsvoller, aber vorteilhaft aufgrund der Verfügbarkeit von transgenen Technologie12.
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Disclosures
Die Autoren haben nichts preisgeben.
Acknowledgments
Die Autoren haben keine Bestätigungen.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Adson forceps | Fine Science Tool | 11006-12 | |
| Dumont #7 forceps | Fine Science Tool | 11271-30 | |
| Dumont #5 forceps | Fine Science Tool | 11273-20 | |
| ToughCut Mayo scissor | Fine Science Tool | 14110-15 | |
| Miniature Vannas Spring scissor | Fine Science Tool | 15006-09 | |
| Ultra Fine Hemostat | Fine Science Tool | 13020-12 | |
| Crile Hemostat | Fine Science Tool | 13004-14 | |
| Kwik-Sil Adhesive | World Precision Instruments | KWIK-SIL | |
| Teflon coated silver wire 0.125 mm | World Precision Instruments | AGT0510 | |
| Elastic wire retractors | Custom made | ||
| Scalpel blade | Fine Science Tool | 10023-00 | |
| PE-50 tubing | Warner Instruments | 64-0753 | |
| 23 G Needle | Kruuse | 121272 | |
| SD-9 Square Pulse Stimulator | Somatco | 1077/183 | |
| Blood pressure transducer and cable | World Precision Instruments | BLPR2 | |
| Raucotupf Cotton-tipped Applicators | Lohmann-Raucher | 11966 | |
| Pro-ophta Ocular Sticks | Lohmann-Raucher | 16515 | |
| NaCl 0,9 % 100 mL | Local pharmacy | ||
| Heparin | Local pharmacy | ||
| 25 mL Syringe | Odense University Hospital | ||
| Vet eye ointment - Viscotears | Local pharmacy | ||
| silver wires | Science Products GmbH, Heidelberg, Germany | ||
| Silicon Glue | Kwik-Sil, World Precision Instruments, Sarasota, FL, USA |
References
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