Summary
Denne studien beskriver en forenklet kirurgisk prosedyre og teknikk for å utføre kavernøse nervestimulering isolerer nerve-elektroden komplekse silikon lim og intracavernous press måling.
Abstract
Stimulering av kavernøse nerve (CN) og måling av intracavernous Press (ICP) har blitt brukt mye å teste og evaluere behandling for erektil dysfunksjon. Men metodene som brukes kan variere mellom laboratorier, og fallgruver fremdeles eksisterer. Målet med denne studien var å beskrive en kirurgisk teknikk som gir en pålitelig og reproduserbar modell. Ved å utsette ischiocavernosus muskelen på punktet av innsetting på den ischial tuberosity, kan penis CRU-ene være cannulated med minimal dissection og skade på strukturer involvert i erektil funksjon. Gjentatte stimulering av CN, uten å måtte løfte og tørking, ble oppnådd ved å bruke 125 µm bipolar sølv elektrode og biokompatible silisium lim isolere elektrode-nerve komplekset. Denne metoden hindrer neuropraxia ved å redusere strekke og tørking nerve og gir fullstendig isolasjon av nerve, benektende elektrisk lekkasje og hindre stimulering av alternativ trasé.
Introduction
I vivo studie av erektil funksjon i forsøksdyr startet i 1863 med eksperimentelle pionerarbeid på Eckhard1. Elektrosimuering av bekken nerver ble brukt til å indusere økt ICP inne hundene. Hele20 århundre, ble like eksperimentelle protokoller brukt i større dyr som hunder, aper, kattene og kanin. Evaluere erektil funksjon i rotte ble først utviklet av Quinlan et al. i 19892. Metoden har siden blitt modifisert og oppdatert av flere andre grupper34. I dag, er rotta mest brukte dyremodell studere patologi erektil dysfunksjon og evaluere nye behandlingstilbud. De viktigste trinnene i fremgangsmåten omfatter opptak systemisk blodtrykk bruker en linje i arteria carotis, cannulation penile CRU-ene å måle ICP og stimulering av CN for å indusere en økning i ICP. Selv om flere forskere har raffinert modellen, sin reproduserbarhet er fortsatt et problem, og variable resultater har blitt rapportert av ulike laboratorier. Flere fallgruver fremdeles hardnakkethet.
Tidligere artikler5,6,7,8,9,10 beskriver bruken av full penile eksponering med degloving av penis for kavernøse kroppen cannulation. Dette er ikke optimal tilnærming som manipulasjon og forstyrrende disseksjon forårsaker skade på strukturer, som er avgjørende for erektil funksjon. Disseksjon av CN har vært godt beskrevet10,11, men stimulering av nerve er ikke optimal på grunn av flere faktorer som kan påvirke eksperimentelle resultater. Teknikken av CN stimulering inkluderer løfte nerve fra de omkringliggende vev ved å trekke på bipolar kroken elektroden, som er plassert rundt nerve, og tørking nerve før hver stimulering. Dette kan føre til ulike grader av nerveskader og elektrisk strøm lekkasje, resulterer i en redusert svaret eller falske økning i ICP gjennom stimulering av alternativ trasé f.eks, musklene, blære og mage spor12. Alle disse faktorene begrense reproduserbarhet.
Under vår studie observerte vi at både dybde og type bedøvelse har en dyp effekt på ICP. Bedøvelse brukes er natrium pentobarbital, ketamin/xylazine eller ketamin/midazolam injeksjon eller isoflurane/oksygen innånding.
Her beskriver vi en forenklet kirurgisk metode og gi data til støtte for standardisering av eksperimentelle protokollen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Dyrene ble plassert i University of Southern Denmark dyr pleie anlegget som institusjonelle retningslinjer. Alle dyreforsøk ble utført i henhold til National Institutes of Health guiden og bruk av forsøksdyr. Dette er en akutt, ikke-overlevelse kirurgi prosedyre.
1. forberedelse av rør og elektroden instrumenter for den kirurgiske prosedyren
- Bruke følgende Mikrokirurgiske instrumenter: kirurgisk saks, vinklet mikro saks, en tissue tang, et par Dumont #7 og #5 buet mikro tang, en mikro nål holder og retractors.
Merk: Dette er en akutt prosedyre, trenger ikke instrumenter skal steriliseres. Etter bruk, rengjør og tørk tips med 70% etanol. - Nyt slangen i 70% etanol, og deretter skylle den med sterilt 0,9% NaCl med 100 U/mL heparin før bruk. La forbindelsesslangen fylt til å unngå å innføre luftbobler i systemet.
- Skjær et 20-30 cm lengde stykke polyetylen-50 rør lage et kateter for ICP måling. Kontroller at slangen er så kort som mulig å redusere dempe trykket.
- Bøye en steril 24G pinnen til siden før nålen bryter i midten. Koble stykket med skråkant til distale PE slangen for innsetting penile CRU-ene. Sett den andre halvparten til hub for tilkobling til trykktransduceren. Fylle systemet med heparinized saltvann (100 U/mL).
- For å gjøre den bipolare Teflon belagt elektroden, ledninger cut to 125 µm sølv lik lengde. Bruk et stykke tape å koble ledninger til kanten av bordet og koble dem sammen. Deretter knytte elektroden til en svart plate.
- Lag et lite innsnitt i Teflon og bruke #5 mikro tang til å kle en 4-5 mm lengde av Teflon belegg av tips av elektrodene. Kuttet tips med skalpell oppnå lengde og opprette kroker ved å bøye endene rundt sløv kanten av en skalpell blad.
- Tape elektroden med slutten utvide litt over kanten på den svarte platen med kroker pekende oppover. Bland silisium lim på en plast plate for 10 s og vikle et lim boble rundt elektroden 1-2 mm fra kroken.
- La det tørke i ca 5 minutter før bruk (figur 1). Stripe Teflon fra en lengre delen på den andre enden, å tillate tilkobling til stimulator.
Merk: Med re-gjør feste på den klubbeformede enden, kan elektroden gjenbrukes mange ganger.
2. forberedelse av dyr
- Etter anesthetizing dyret, barbere den nedre delen av magen, hals og perineum. Skrubbe dyret med 70% alkohol etterfulgt av povidon-jod tre ganger. Sett rotta på en oppvarmet kirurgisk pute i supine posisjon. Bruk vet øye ointment og bytte av bedøvelsen til en nesen kjegle med 2,5% isoflurane og 0,8 L/min oksygen som transportøren.
Merk: Juster isoflurane og oksygen å oppnå et akseptabelt nivå av anestesi.
3. presurgical forberedelse
- Utføre hele kirurgiske prosedyren under en drift mikroskop: en forstørrelse mellom 3.15 X 20 X er tilstrekkelig. Bruk hansker og opprettholde et rent miljø gjennom kirurgi. Plass rotta på en drapere.
4. Ischiocavernosus muskel disseksjon for ICP måling
- Bruk en skalpell, rett saks, og Dumont #7 buet mikro tang for å gjøre en 1 cm loddrett huden snitt 5 mm lateral til midtlinjen starter på nivået på undersiden av penis og utvide nedover (figur 2A). Bruke en Q-tip og forsiktig skille fascia sideveis til pungen (figur 2B). Etter dissekere fascia, knytte retractors og palpate med en bomull-tipped-swap å finne den ischial tuberosity (figur 2C).
- Dissekere gjennom fettvev medialt i dette punktet før ischiocavernosus muskelen er visualisert (figur 3A). Bruke et par Dumont #7 buet mikro tang og langs separat muskelen. Tunica albuginea vises som et lyst, hvitt byggverk (figur 3B). Bruke micro tang og en mikro saks, utsette tunica albuginea tilstrekkelig for å se sin kurs (Figur 3 c).
- Etter kalibrering systemer innstillingene, setter du inn rør gjennom huden på perineum, sørge for at det går parallelt med penile CRU-ene (Figur 4). La det stå på plass og holde i snitt fuktig med saltvann.
5. CN disseksjon for stimulering
- Gjøre en 2 cm lavere, midtlinjen abdominal snitt gjennom huden bruker, først en skalpell og deretter et par rett saks og mikro tang. Opprette en samsvarende snitt gjennom fascia langs linea alba og underliggende muskel vevet å avsløre blæren og prostata.
- Bruk retractors for å oppnå god eksponering. Bruk bomull-tip vattpinner skille prostata fra fettvev å få tydelig visualisering av den store bekken ganglion (MPG) og CN, kjører på dorsolateral aspekt av prostata (figur 5).
- Etter visualisering MPG og CN, nøye incise fascia overliggende nerve 2-5 mm distale til MPG med vinklet mikro saks (figur 6a). Med bruk av #5 mikro tang, spre vev på hver side av nerve og under den for å en 4 mm lang del (figur 6b), og skyv et 9-0 Sutur under nerve (figur 6 c).
- Heve nerve litt med hjelp av suture (figur 7a) til rette plasseringen av hakene på bipolar elektroden rundt nerve (figur 7b). La en assistent blanding to-komponent silisium lim med spissen av en insulin p etter 5 s. tørr nerve og bruke limet på området rundt kroker og nerve (figur 7 c, d). Holde nerve forhøyet ved å trekke litt på elektroden for ca 1 min slik at limet til tørk.
- Fjerne retractors, bortsett fra retractors til høyre for å unngå noen trekke eller vridning av elektroden. Våt eksponert organer med saltvann og legge gasbind dynket i saltvann over innsnitt.
6. kavernøse kroppen Cannulation for ICP måling
- Gjenopprette visualisering av tunica albuginea med retractors. Pass på ikke å knytte retractors til ischiocavernosus muskel som det vil forvrenge CRU-ene.
- Fest nålen og tømme slangen med heparinized saltvann tidligere introdusere den i tunica albuginea. Holde tunica albuginea strukket, bruker Dumont #7 buet mikro tang i den ene hånden (ikke-dominante), tunica albuginea og resten av overliggende muskelen distale poenget med innsettingspunktet. Hold nålen med rett mikro tang i andre dominerende hånden og pass på å innføre det parallelt med løpet av kavernøse kroppen (Figur 8).
- Presse nålen 5-8 mm kavernøse kroppen. Tømme slangen og trykk på CRU-ene å teste linjen (figur 9). Kontroller at det er ingen lekkasjer. Fest slangen til bordet med tape for å unngå utilsiktet trekke på linjen. Fjerne retractors.
7. stimulering av CN
- Med opptak program (f.eksSpike 2) kjører, kontinuerlig spille både intracavernous og mener arteriell trykket.
- Angi følgende parametere på en stimulator (f.eksSD9 gress instrumenter, se Tabellen for materiale) for CN stimulering: gjeldende på 1,5 mA, frekvens på 16 Hz og spenning på 3 V pulsbredde på 5 ms. bruke 50 s av stimulering med minimum 1 min av hvile mellom stimulations.
Merk: De første stimulations resultere vanligvis i redusert svar (Figur 10).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Bruk av denne protokollen med anbefalte stimulering innstillinger, under innånding anestesi med isoflurane 2.0% oksygen 0,8 L/min, bør gi resultater som vist i Figur 11 og figur12, der det er flere tilbake stimulations mellom 75-80 mm Hg. figur 13 viser at samme stabil svar over en 20 minutters stimulering med responsen stabilt på 73-77 mm Hg. Test linjen for ICP måling av rødme røret og trykke på CRU-ene (figur 9). Den raske responsen tilbake til opprinnelig er kjennemerket på en godt plassert linje. Dersom integriteten til tunica albuginea er skadet, vil testen resultere i lavere topp trykket og treg respons tilbake til opprinnelig etter spyling og trykke og redusert svar når stimulere (figur 14). Det ville også være lekkasje av den heparinized NaCl når rødme og blødninger under stimulations.
Typer og nivåer av anestesi samt bruk av oksygen hadde stor innvirkning på ICP. Figur 15 viser effekten av ulike isoflurane på ICP, med både en redusert respons og en mindre stabil platå. Med isoflurane på 2%, var det en stabil respons i ICP målingen med flere stimulations på 78 mm Hg. øker konsentrasjonen av isoflurane til 3,5%, men resulterte i en rask 50% reduksjon på 34 mm Hg i flere påfølgende stimulations. Den samme effekten ble observert når bytter isoflurane fra 2.0% 3.0%, hvor en 19% reduksjon svar ble observert, og fra 2,5% til 5%, der en enda raskere nedgang i respons på 70% ble sett. Blodtrykk stabilt gjennom alle stimulations. I rotter anesthetized bruker isoflurane/oksygen anestesi under kirurgi og første stimulations, som mottok 25% av den anbefalte dosen av fentanyl/midazolam (mens isoflurane var utgått), var det et tilsvarende stabil svar, men det økt med 25% i løpet av fentanyl/midazolam bedøvelsen sammenlignet med isoflurane (Figur 16).
Administrasjon av oksygen gjennom en forpart økt oksygenmetning i blodet fra 61-75% til 99-100% i ca 20 s. Da oksygenering ble stoppet, ble samme nedgangen sett over ca 1 min. blodtrykk var stabilt gjennom stimulations, men oksygen administrasjon gjennom en forpart (0,8 L/min) hadde en stor effekt på maksimal ICP måling, redusere det ved 35-45% i back-to-back stimulations (Figur 17).
Figur 1 . Bipolar Teflon belagt sølv elektroden. (A) lim boble i sonen overgang mellom bestrøket og ubestrøket elektroden. (B) Distal 2 cm elektroden tett braded. (C) parallelle ubestrøket kroker 1 mm fra hverandre. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 2 . Disseksjon av kavernøse kroppen - landemerker. (A) 1 cm loddrett huden snitt, nedover start 2 mm lateral fra bunnen av penis. (B) Fascia lateral til pungen atskilt med bomull-tipped vattpinner. (C) visning av feltet drift etter plasseringen av retractors (pm: pyramidalis muskelen, det: innsettingspunktet av crus til den ischial tuberosity). Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 3 . Utsette tunica albuginea. (A) ischiocavernosus muskelen (pil). (B) Tunica albuginea (pil). (C) strømsparingsmodus forstørrelse viser løpet av kavernøse kroppen. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 4 . Linje for kavernøse press opptak. Nål introdusert gjennom huden på perineum kjører parallelt med kavernøse kroppen (pil). Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 5 . Eksponering av MPG preget av pilen og CN kjører loddrett på dorsolateral aspekt av prostata. Store bekken ganglion (MPG) merket med pil, kavernøse nerve (CN). Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 6 . Disseksjon av kavernøse nerve. (A) kutte fascia overliggende kavernøse nerve med mikro saks. (B) skille nerve fra underliggende vev ved hjelp av mikro pinsett. (C) å plassere en 9-0 ligatur under nerve. Store bekken ganglion (MPG) merket med pil, kavernøse nerve (CN). Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 7 . Trekke av nerve. (A) heve nerve ved å trekke forsiktig på suture. (B) Nerve i hakene på elektroden. (C) Nerve og elektroden komplekse isolert med biokompatible silisium limet. (D) ekstra lim boble lagt fullstendig isolere nerve elektrode komplekset. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 8 . Cannulation i tunica albuginea. En 23 G nål koblet til PE-50 slangen settes inn i tunica albuginea. Poenget med innsetting preget av pilen. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 9 . Tester intracavernous linjen. Svarene sett med en riktig linje plassering. Merk spyle av linjen og svar på å trykke på CRU-ene. Også merke til rask trykkfall tilbake til opprinnelig. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 10 . Første Svar å kavernøse nervestimulering. Redusert første reaksjon. Første stimulering av 50 mm Hg og et varierende platå. Andre og tredje stimulering av 66 mm Hg. Målingene nedenfor ble registrert på normalt nivå på 73 mm Hg. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 11 . Gjentatt kavernøse nervestimulering og intracavernous press opptak. Viser stabiliteten i resultatene med denne protokollen. Ti back-to-back stimulations mellom 75-78 mm Hg. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 12 . Kavernøse nervestimulering og press opptak. Ca 30 back-to-back stimulations med < 6 mm Hg variasjon i trykket. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 13 . Kontinuerlig stimulering varer 20 min. Økt svingninger på slutten, men de påfølgende stimulations, etter en 1 min pause, produsert en stabil respons. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 14 . Lekker tunika albuginea. Langvarig svar tilbake til opprinnelig etter spyling og trykke. Redusert svar etter stimulering. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 15 . Effekten av anestesi dose på intracavernous press. Redusert og mer varierende svar på økende isoflurane forhold til stabile svaret på 2% i første to, og de tre siste stimulations. Blå spor på topp viser konstant mener arteriell press. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 16 . Effekten av anestesi type på intracavernous press. De første stimulations utføres under isoflurane anestesi Vis en TRYKKØKNING 80 mm Hg, når fentanyl/midazolam ble gitt var det en økning svar på 110 mm Hg. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 17 . Effekten av oksygen administrasjon gjennom nesen kjegle. Nedlagte oksygen administrasjon gjennom nesen kjegle resulterte i en betydelig reduksjon i hulen TRYKKØKNING med kavernøse nervestimulering. Ingen innvirkning på mener arteriell presset var kjent (blå spor ovenfor). Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 18 . Effekten av spenning på press svar til stimulering. Spenningen mellom 1,5-6 V produsert en identisk trykk respons. Svaret redusert under 1,5 V. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Det viktigste målet med denne studien var å beskrive en forenklet kirurgisk teknikk av penile crus cannulation for ICP opptak og isolasjon av CN for elektrosimuering. Vi innført endringer Disseksjon av kavernøse kroppen å forenkle kirurgi og gi reproduserbar opptak av økningen av ICP CN stimulering. Med en 1 cm loddrett huden snitt, lateral til undersiden av penis, bruker den håndgripelig ischial tuberosity som veiledning, vi oppnådd god eksponering av den ischiocavernosus muskel og tunika albuginea. Denne fremgangsmåten er raskere (under 15 min) enn beskrevet i litteratur og forårsaker minimal vev avbrudd2,3,4.
For øyeblikket brukes teknikken av CN stimulering inkluderer trekke, løfting, og tørking av CN før hver elektrosimuering er brukt10. Denne teknikken garanterer ikke at betingelsene er de samme for hver stimulering. Også løfte av nerve krever bruk av en micromanipulator og gjentatt strekking og slippe av nerve, som kan føre til neuropraxia. I forhold til gjeldende CN stimulering teknikken, reduserer bruk av en biokompatible silisium lim å isolere nerve elektrode komplekset hyppigheten av nerve strekker seg til to forekomster; en gang for å plassere bipolar elektroden rundt nerve, og én gang for å isolere nerve og elektroden ved hjelp av lim. Deretter kan flere neurostimulations utføres uten behov for nerve manipulasjoner.
Innsetting av nålen kavernøse kroppen for press opptak utgjør et avgjørende skritt. Nye brukere av denne teknikken bør praksis denne delen før du starter eksperimenter. Når du distribuerer nålen i CRU-ene, er det avgjørende at CRU-ene er strukket og nålen distribueres parallelt kurs. Det andre kritiske trinnet er nerve håndtering under sin disseksjon fra omkringliggende vev og plassering av elektroden under. Mens disseksjon selv ikke er en vanskelig oppgave, kan noen strekk eller forelsket i nerve resultere i skade. Våre modifisering av dette trinnet gjør behovet for en micromanipulator unødvendig og forenkler nerve håndtering. Bruk biokompatible silisium lim å isolere nerve og gi stabile og pålitelig kontakt mellom elektroden og nerve reduserer nødvendig manipulering. Silikon lim kan også brukes i andre dyr modeller der i vivo neurostimulation brukes.
Stimulering parameterne på listen i flere studier varierer fra 14-20 Hz og 1.5-12 V11,13,14. Denne teknikken viste at stimulering bruke en 1,5 mA, 16 Hz, 3 V og 5 ms puls produserte et fullstendig svar. Med økende stimulering parametere, øker ikke ICP (Figur 18). Dette tyder på at stimulering bruke parametere, som er over sperregrensen for utløser arteriell (kavernøse arterie), arterioler og sinusformet glatt muskelavslapning, er nok til å utløse refleks og vil resultere i en full fysiologiske svar. Den påfølgende økningen i frekvens, amplitude eller pulsbredde fører ikke til en sterkere fysiologiske reaksjon og det kunne tømme nevrotransmittere eller selv skade nerve. Med parameterne ovenfor beskrevet kunne vi oppnå en reproduserbar svar med en hvileperiode idet kort idet 30 s mer enn 40 ganger på rad.
Dybden av anestesi klart påvirker fysiologiske svaret. Med innånding anestesi, kan det også kontrolleres, men toppen svaret er omtrent 25% lavere sammenlignet med fentanyl/midazolam anestesi administrert av injeksjon. Vi observerte at dosen av isoflurane kan opprettholdes på nivå bestemmes av minimum isoflurane konsentrasjon nødvendig å fjerne tå knipe svar. De fleste etterforskere, bruke injeksjon anestesi med natrium pentobarbital, fentanyl/midazolam, ketamin/xylazine eller ketamin/midazolam15.
Ingen av de publiserte artiklene nevnt bruk av kontrollerte oksygenering. Resultater fra denne studien viser at dette hadde en stor innvirkning på ICP. Derfor er det viktig at, uavhengig av type bedøvelse brukes, dyret får oksygen gjennom nesen kjegle.
Bruk av rotter er fordelaktig på grunn av sin størrelse og elastisitet. Både i tidligere publiserte undersøkelser og bekreftet i denne forskningen, Sprague Dawley rotter har vist seg å ha en intakt respons til CN stimulering i størrelsesorden 6-12 uker gamle og veier 200-550 g. bruke mus er mer utfordrende, men gunstig grunn den tilgjengelighet av transgene teknologi12.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne ikke avsløre.
Acknowledgments
Forfatterne har ingen takk.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Adson forceps | Fine Science Tool | 11006-12 | |
| Dumont #7 forceps | Fine Science Tool | 11271-30 | |
| Dumont #5 forceps | Fine Science Tool | 11273-20 | |
| ToughCut Mayo scissor | Fine Science Tool | 14110-15 | |
| Miniature Vannas Spring scissor | Fine Science Tool | 15006-09 | |
| Ultra Fine Hemostat | Fine Science Tool | 13020-12 | |
| Crile Hemostat | Fine Science Tool | 13004-14 | |
| Kwik-Sil Adhesive | World Precision Instruments | KWIK-SIL | |
| Teflon coated silver wire 0.125 mm | World Precision Instruments | AGT0510 | |
| Elastic wire retractors | Custom made | ||
| Scalpel blade | Fine Science Tool | 10023-00 | |
| PE-50 tubing | Warner Instruments | 64-0753 | |
| 23 G Needle | Kruuse | 121272 | |
| SD-9 Square Pulse Stimulator | Somatco | 1077/183 | |
| Blood pressure transducer and cable | World Precision Instruments | BLPR2 | |
| Raucotupf Cotton-tipped Applicators | Lohmann-Raucher | 11966 | |
| Pro-ophta Ocular Sticks | Lohmann-Raucher | 16515 | |
| NaCl 0,9 % 100 mL | Local pharmacy | ||
| Heparin | Local pharmacy | ||
| 25 mL Syringe | Odense University Hospital | ||
| Vet eye ointment - Viscotears | Local pharmacy | ||
| silver wires | Science Products GmbH, Heidelberg, Germany | ||
| Silicon Glue | Kwik-Sil, World Precision Instruments, Sarasota, FL, USA |
References
- Eckhard, C. Untersuchungen über die Erektion des Hundes In: Beiträge zur Anatomie und Physiologie. , Vol. Band III Giessen: Ferber 123-166 (1863).
- Quinlan, D. M., Nelson, R. J., Partin, A. W., Mostwin, J. L., Walsh, P. C. The rat as a model for the study of penile erection. J Urol. 141 (3), 656-661 (1989).
- Heaton, J. P., Varrin, S. J., Morales, A. The characterization of a bio-assay of erectile function in a rat model. J Urol. 145 (5), 1099-1102 (1991).
- Martinez-Pineiro, L., et al. Rat model for the study of penile erection: pharmacologic and electrical-stimulation parameters. Eur Urol. 25 (1), 62-70 (1994).
- Hayashi, N., et al. The effect of FK1706 on erectile function following bilateral cavernous nerve crush injury in a rat model. J Urol. 176 (2), 824-829 (2006).
- Burnett, A. L., Becker, R. E. Immunophilin ligands promote penile neurogenesis and erection recovery after cavernous nerve injury. J Urol. 171 (1), 495-500 (2004).
- Yamashita, S., et al. Nerve injury-related erectile dysfunction following nerve-sparing radical prostatectomy: a novel experimental dissection model. Int J Urol. 16 (11), 905-911 (2009).
- Burnett, A. L., et al. GGF2 is neuroprotective in a rat model of cavernous nerve injury-induced erectile dysfunction. J Sex Med. 12 (4), 897-905 (2015).
- Lin, H., et al. Nanoparticle Improved Stem Cell Therapy for Erectile Dysfunction in a Rat Model of Cavernous Nerve Injury. J Urol. 195 (3), 788-795 (2016).
- Kapoor, M. S., Khan, S. A., Gupta, S. K., Choudhary, R., Bodakhe, S. H.
- Mehta, N., Sikka, S., Rajasekaran, M. Rat as an animal model for male erectile function evaluation in sexual medicine research. J Sex Med. 5 (6), 1278-1283 (2008).
- Cellek, S., Bivalacqua, T. J., Burnett, A. L., Chitaley, K., Lin, C. S. Common pitfalls in some of the experimental studies in erectile function and dysfunction: a consensus article. J Sex Med. 9 (11), 2770-2784 (2012).
- Chung, E., De Young, L., Brock, G. B. Investigative models in erectile dysfunction: a state-of-the-art review of current animal models. J Sex Med. 8 (12), 3291-3305 (2011).
- Mullerad, M., Donohue, J. F., Li, P. S., Scardino, P. T., Mulhall, J. P. Functional sequelae of cavernous nerve injury in the rat: is there model dependency. J Sex Med. 3 (1), 77-83 (2006).
- Albersen, M., et al. Injections of adipose tissue-derived stem cells and stem cell lysate improve recovery of erectile function in a rat model of cavernous nerve injury. J Sex Med. 7 (10), 3331-3340 (2010).
