Summary
Nous avons mis en place un nouveau protocole chirurgical pour l’imagerie de deux photons de foie de souris vivantes à invasion minimale. Avec cette technique, nous avons identifié la structure détaillée du foie au cours de l’endotoxémie induite par le lipopolysaccharide. Nous prévoyons que cette méthode peut être utilisée pour déterminer l’efficacité de divers traitements de réactifs pour la migration des leucocytes hépatique.
Abstract
Septicémie est une infection grave qui peut entraîner la défaillance d’organes et tissus des dommages. Bien que le taux de mortalité et de morbidité associée à une septicémie sont extrêmement élevé, non direct traitement ou mécanisme axés sur l’orgue a été examinée en détail en temps réel. Le foie est l’organe clé qui gère les toxines et les infections dans le corps humain. Dans les présentes, visait à effectuer intravitale imagerie du foie de souris après induction de l’endotoxémie afin de suivre la motilité des cellules immunitaires, tels que les neutrophiles et les macrophages capsulaires du foie (LCMs). En conséquence, nous avons conçu une nouvelle méthode chirurgicale pour l’exposition du foie avec la chirurgie mini-invasive. Souris ont été injectées par voie intrapéritonéale avec lipopolysaccharide (LPS), une endotoxine commun. À l’aide de notre nouvelle approche chirurgicale pour l’exposition et l’imagerie intravitale du recrutement du foie, que nous avons constaté que les neutrophiles des souris en protéine fluorescente LPS-traités LysM-verte (GFP) foie de souris a été augmenté par rapport à celle en tampon phosphate imprégnées d’une solution saline foie. Après traitement de LPS, le nombre de neutrophiles augmente sensiblement avec le temps. En outre, à l’aide de souris CX3Cr1-GFP, nous avons visualisé avec succès macrophages résidents du foie appelées LCMs. Donc, pour étudier l’efficacité de nouveaux réactifs pour contrôler la mobilité immunitaire in vivo, déterminer la motilité et la morphologie des neutrophiles et LCMs dans le foie peut nous permettent d’identifier un effet thérapeutique orgue échec et tissus des dommages causés par activation des leucocytes en septicémie.
Introduction
Le foie est l’organe métabolique majeur chez les mammifères ; Il agit comme une tour de contrôle de l’énergie, hormones et désintoxication1. En raison de son importance, les chercheurs ont mené plusieurs expériences in vitro et in vivo afin d’élucider les changements dans le foie lors d’une inflammation. La microscopie intravitale a été utilisée pour capturer des images en direct de la foie2 . En effet, foie de différentes méthodes d’imagerie ont été introduit2,3,4,5,6. Toutefois, afin de développer une approche chirurgicale plus simplifiée et parvenir à la stabilisation de l’organe cible et les cellules immunitaires, nous avons conçu un protocole simple qui peut guider les chercheurs afin de minimiser leur effort pour l’imagerie intravitale.
Dans cette étude, nous avons introduit un stable et roman chambre d’imagerie et la technique chirurgicale qui pourrait servir à réduire les saignements et de possibles infections. Nous avons confirmé que le foie est demeurée intact pendant plus de 2 h. Avec cette méthode, nous avons identifié avec succès morphologies de LCMs7 et neutrophiles en vertu de l’État septique. Car cette méthode réduit au minimum les facteurs confondants physiques et biologiques telles que l’inflammation tremblotante et inattendue au cours de l’intervention chirurgicale, nous prévoyons que cette méthode pourrait être utilisée pour observer les réactions aiguës des cellules immunitaires dans le foie en réponse à réactifs comme LPS.
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Protocol
Toutes les procédures ont été menées conformément aux directives de l’animalier institutionnel et utilisation Comité de Yonsei University College of Medicine, Corée. LysM-vert fluorescent protein (GFP ; gfp / +) souris8 et CX3Cr1-GFP (gfp / +)9 souris à 8-12 semaines d’âge ont été utilisés pour l’imagerie intravitale. Tous les instruments chirurgicaux ont été stérilisés à l’autoclave et désinfecté avec de l’alcool 70 %.
1. conçu souris chambre avec outils à l’appui de l’imagerie hépatique
- Foie de souris design chambre d’imagerie
- Faire une chambre aux dimensions suivantes pour le foie de souris, d’imagerie (Figure 1) : chambre intérieure (120 mm longueur × largeur 160 mm × 30 mm hauteur), chambre extérieure (100 mm longueur × largeur 100 mm × 24 mm hauteur), boulons (Ф 3 mm × 30 mm de hauteur), noix (Ф 4 mm) et noix en forme d’aile (Ф 4 mm).
- Mesurer l’agent de durcissement et élastomère en rapport de 1:9 pour un total de 120 g de silicone.
- Mettre le mélange de silicone liquide dans une fiole Erlenmeyer de 250 mL et mélanger bien. Puis mettre le ballon dans un dessicateur et éliminez les bulles d’air pendant environ 1 h sous vide par l’intermédiaire de la pompe.
- Verser le mélange de silicone liquide dans une chambre de souris personnalisés jusqu'à hauteur de 10 mm et le laisser guérir pendant quelques jours (Figure 1 a).
- Préparation des lames de la couverture et le foie fixation lit
- Sur la structure métallique, fixez le couvercle en verre avec de la colle silicone. Laisser sécher pendant 1 jour (Figure 1 b).
- Pour effectivement tenir l’eau distillée pour l’objectif d’immersion de l’eau, une structure semi-permanente bloquant l’eau est indispensable. Faire 1 mm arrondi colle silicone et durcir pendant la nuit.
- Mélanger la polymérisation agent et élastomère de base et puis versez-la dans une assiette de 6 puits à une hauteur d’environ 8-10 mm. effectuer le processus de durcissement comme décrit dans 1.1.2-1.1.4.
2. préparation du LPS
- Préparer stérile 1 × tampon phosphate salin (PBS), afin de diluer la poudre de LPS de Salmonella enterica sérotype enteritidis. (1 × PBS : 137 mM NaCl, KCl 2,7 mM, 10 mM Na2HPO4, 1,8 mM KH2PO4).
- Préchauffer le PBS au bain-marie à 37 ° C, puis ouvrez le flacon de poudre de LPS (25 mg) avec soin.
- À l’aide d’une aide de la pipette, versez du PBS stérile (5 mL) dans le flacon de poudre de LPS et remuer doucement ou suspendre la solution pour préparer la solution.
Remarque : Après que poudre LPS est liquéfié, agitation sévère peut provoquer des bulles. Éviter de faire des bulles pour minimiser la perte lors de parties aliquotes dans des tubes de 1,5 mL. - Stocker la solution mère de LPS à −20 ° C et le diluer dans une solution de LPS 1 mg/mL pour injection.
- Injecter la solution de LPS 1 mg/mL (20 mg/kg) dans le péritoine d’une souris non anesthésiés à l’aide d’une seringue de 1 mL. Pour les animaux témoins, injecter le même volume de PBS.
- Attendez pendant 2 h pour une réponse inflammatoire suffisante.
3. préparation de Dextran Texas-rouge pour colorer les vaisseaux sanguins
- Préparer deux tubes coniques 15 mL et 10 mL de PBS stérile.
- Diluer la poudre rouge-Texas Dextran (25 mg) dans 3 mL de PBS et mélanger bien. Transvaser le mélange dans un tube conique 15 mL.
- Transférer le PBS restant (7 mL) au tube conique 15 mL contenant le mélange de dextran (3 mL).
- Connecter une seringue-filtre de 0,45 µm à la pointe d’une seringue de 10 mL. Le filtre de seringue devrait remplacer l’aiguille.
- Filtrer le mélange de dextran (10 mL). Presser uniformément la seringue afin d’éviter tout déversement.
- Pipeter 500 µL de solution de dextran de 2,5 mg/mL dans le tube de 1,5 mL de lumière-bloqué et stockez-le à −20 ° C. Une fois décongelé, conserver à 4° C.
4. processus chirurgical
- Désinfecter la table de chirurgie et de tous les instruments à l’aide d’alcool à 70 % avant la chirurgie. Ensuite, définir les outils pour la chirurgie du foie et ajuster la plaque chauffante à 37 ° C (Figure 2 a, B).
- Pour l’anesthésie, par voie intrapéritonéale injecter les souris à 30 mg/kg de tiletamine/zolazepam et 10 mg/kg de xylazine. Ces solutions peuvent être mélangées et diluées dans du PBS pour injection simultanée. Confirmer anesthetization en appuyant doucement sur la pointe de la souris. Procéder étape suivante lorsqu’il n’y a aucun réflexe.
- Appliquez la petite quantité de pommade ophtalmique pour éviter le dessèchement de la rétine de souris.
- Enlever les poils autour de la zone de l’abdomen à l’aide de la crème dépilatoire (Figure 2).
- Injecter 200 µL de solution de Texas-Red Dextran (concentration de 2,5 mg/mL) via la veine caudale ou rétro-orbitaire injection à l’aide d’une seringue à insuline (Figure 2D).
- Délimiter la zone sous-costal droit avec un marqueur. La ligne devrait provenir de la processus xiphoïde jusqu’au bout de la côte. Couper l’épiderme avec pinces et ciseaux (Figure 2E, F).
- Ouvrir la cavité abdominale à l’aide de micro-ciseaux et pinces et exposer le foie avec soin. Le lobe latéral gauche devrait être déployé à l’aide de coton-tiges (Figure 2, H).
- Versez 500 µL de PBS stérile sur la cavité abdominale pour prévenir le dessèchement du foie.
- Placez votre souris dans la position droite anti-escarres dans une chambre spécialement conçus et appliquez une petite quantité de colle tissu jusqu’au lit de silicium. Puis, soigneusement attacher le foie à l’aide de coton-tiges (Figure 2I).
Remarque : Le tissu hépatique étant extrêmement friable, ne pas mécaniquement tirer sur le foie. Doucement il étaler avec des cotons-tiges. - Quelques secondes plus tard, mouiller le foie avec 500 µL de PBS stérile pour éviter le dessèchement du foie. Placer le cadre métallique sur le foie et fixez-le fermement avec les écrous (Figure 2J).
5. intravitale imagerie du foie avec la microscopie biphotonique
- Exécuter le logiciel ZEN (Carl Zeiss) pour allumer l’appareil, définissez la longueur d’onde 880 nm, et vert et rouge canaux. Ajuster la puissance du laser selon l’intensité de fluorescence (Figure 3 a). Informations relatives au filtre d’émission est la suivante : vert/Alexa488, 500 à 550 nm et rouge/Alexa 555, 575-610 nm.
- Placer la chambre sur la scène d’imagerie et le 20 X objectif immersion dans l’eau à proximité de la lamelle couvre-objet.
- Fixer le radiateur de caoutchouc de silicone sous le corps de la souris pour maintenir sa température corporelle (Figure 3 b).
- Déposer 500 µL d’eau distillée sur le cadre métallique et puis tirez le porte-objectif proche du foie (Figure 3).
- Ajuster la mise au point et déterminer la profondeur et l’heure de la zone d’imagerie.
- Imagerie de la conduite.
- Pour l’imagerie à long terme, injecter une demi-dose de mélange tiletamine/zolazepam et xylazine chaque heure pendant la formation image. Maintenir la température du corps des souris à 37 ° C est indispensable pendant cette étape. Gardez toujours sur le œil à la souris, puisque anesthetization heure diffère de chaque souris.
Remarque : Cette méthode n’est pas adaptée pour la récupération après la chirurgie et d’imagerie. Sur le plan éthique, nous sacrifions la souris immédiatement après la chirurgie. - Vérifier les réflexes pédales pour chaque 30 min pour anesthetization stable.
6. analyse de données
- Ouvrez le logiciel d’analyse de données Volocity, puis importez les données brutes dans la bibliothèque dans le logiciel.
- Éliminer le bruit de l’image en fonction de la situation et prendre un instantané.
Remarque : Pour obtenir des images lisse, utilisez le filtre « Fine » ou « Médian ». En outre, utiliser la fonctionnalité « Amélioration du contraste » pour faire des images sombres ou floues plus claires. - Assembler les articles édités à 100 % et l’exportation des fichiers JPEG ou TIFF pour les clichés et les fichiers AVI pour les films.
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Representative Results
Une chambre d’imagerie simple et très stable a été conçue. Le fond de chambre était recouvert de silicone, empêchant le glissement du corps de la souris et des organes. En outre, parce que le silicium a une quantité suffisante de l’élasticité, il ne pouvait empêcher attendue des dommages induits par la pression de la lame de la couverture (Figure 1 a, C). Deuxièmement, tissu résistant colle (liaison Vet) a été appliquée afin de corriger le foie extrait sur le lit de silicone en forme de cercle. Cette méthode nous a permis d’éviter les tremblements causés par le rythme cardiaque ou la respiration mouvement. Enfin, un toboggan de couvercle en métal a été placé et fixé par des boulons et écrous, basés sur la taille du corps des souris et la position du foie qui dépasse (Figure 1 b–D). Lorsque l’anesthésie a été correctement réalisé, ces paramètres d’imagerie pourraient durer plus longtemps que 6 h.
Avant de commencer la chirurgie, la température du corps des souris a été contrôlée en plaçant l’animal sur une chambre de chauffage qui a été réglée à 37 ° C (Figure 2 a). Ensuite, pour prévenir l’infection secondaire, tous les outils nécessaires pour la chirurgie de la souris et l’imagerie ont été stérilisés avec 70 % d’alcool et/ou autoclavés pour prévenir l’infection secondaire (Figure 2 b). Puis, les poils de souris a été supprimé, en particulier de la région abdominale, avec une crème dépilatoire (Figure 2). Avant de faire l’incision, la peau a été stérilisée avec la povidone iodée. Le flux sanguin était étiqueté avec Texas-Red Dextran par injection dans la veine (Figure 2D). Une ligne qui a débuté le processus xiphoïde et s’est terminée à la membrure droite a été tracée. Cette ligne droite sous-costal incision a contribué à minimiser les saignements. Avec un scalpel ou micro-ciseaux, la dissection a été lancée ; l’abdomen n’a pas été ouvert trop pour éviter l’expulsion de l’intestin de la cavité abdominale (Figure 2E, F). Couches de graisse et de tissu ont été retirés et pinces et ciseaux micro-dissection et la zone de l’incision a été nettoyée avec les écouvillons stérilisés, PBS et coton (Figure 2). Le lobe latéral gauche, le plus grand des quatre lobes du foie, a été souscrit avec des cotons-tiges et ensuite fixé sur le lit de silicium à l’aide d’une obligation de tissu (obligation de vétérinaire). Comme le tissu hépatique était extrêmement friable, le foie a été déplacé à l’aide de coton-tiges (Figure 2, H, I). Après avoir appliqué la lamelle couvre-objet métallique, le foie a été soumis à l’imagerie. Pour prévenir le dessèchement, PBS stérile a été appliquée à l’espace entre le foie et la lamelle couvre-objet (Figure 2J). La hauteur de la lamelle couvre-objet a été ajustée avec écrous si nécessaire.
Microscopie biphotonique était équipée de X, Y, et Z axes contrôleur micromètre et blindé avec rideau noir (Figure 3 a). Le laser a été stable mode bloqué sur le logiciel Zen. Pour acquérir une image stable, dérive de l’organe cible devrait être empêchée. En plus de la chambre d’imagerie et procédé chirurgical, les fils de la garniture de chauffage électronique étaient donc garanti de la scène d’imagerie et bien organisés par des bandes collantes (Figure 3 b). Enfin, une quantité suffisante d’eau distillée a été ajoutée à la partie supérieure de la lamelle couvre-objet pour l’objectif d’immersion de l’eau (Figure 3).
Le flux sanguin était clairement indiqué sur l’écran après injection intraveineuse de Dextran Texas-rouge. Afin de capturer la fois rouge et vert en même temps, nous avons effectué l’imagerie avec une longueur d’onde de 880 nm. Selon l’analyse d’imagerie intravitale, un nombre approprié de neutrophiles était toujours le sang circulant en état de PBS. Considérant que, le nombre de neutrophiles dans LPS traité des souris a augmenté considérablement. Notez qu’un grand nombre de neutrophiles étaient en circulation à l’intérieur de la circulation sanguine, mais ils n’ont pas migré à l’extérieur du navire dans un état inflammatoire. (Figure 4 a, film supplémentaire 1). Neutrophiles chez les souris traitées LPS étaient plus fermement adhérés à la surface luminale du navire, qui a fait une détection plus fréquente des neutrophiles dans la cuve (Figure 4 a, 1 de film supplémentaire). En dehors de la motilité des neutrophiles, LCMs chez les souris CX3Cr1-GFP ont été observées à la surface du tissu hépatique et non profondément dans les tissus (Figure 4 b). LCMs a montré peu de mouvement ou d’activation dans le foie même chez les souris traitées au LPS.
Figure 1 . Conception de la chambre du foie et outils subsidiaires. (A) verser le mélange de silicone dans la chambre de souris personnalisés. (B) les dimensions de la lame de capot (1 pouce = 25,4 mm, Ф = diamètre). (C) l’image montre le plastique personnalisés du foie chambre remplie d’élastomère de silicone. (D) autres pièces ont été utilisées pour assembler la chambre du foie. Boulons et écrous de fixation ont été faites de fonte. Flèches indiquent boulons et écrous, respectivement, aux points C et D. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 2 . Les étapes chirurgicales pour chirurgie hépatique. (A) métal et caoutchouc chauffage plaques à 37° C et contrôleur de température DC avant la chirurgie. (B) chirurgie ensemble et leurs accessoires pour chirurgie hépatique (a. Cotton swab et conteneur, b. alcool à 70 %, c. mouchoir en papier, rasoir d., crème dépilatoire e., f. chambre sur-mesure, ruban chirurgical g., piédestal foie artisanale de h., i. écrous à oreilles et noix, couvercle en métal j. diapositive, ciseaux micro-dissection k., l. forceps, m. ciseaux, seringue de 3 mL n., o. marqueur, seringue à insuline de 0,3 mL p., seringue de 1 mL de q.). Procédure de chirurgie hépatique (C.-J.). (C) application crème dépilatoire sur le site abdominale. (D) rétro-orbitaire injection de souris atteintes de Dextran Texas-rouge. (E) marquant le site de l’incision avec un marqueur. (F) l’épiderme avec pinces et ciseaux de coupe. (G) faire une incision dans la cavité abdominale. (H) en tirant doucement sur le lobe latéral gauche. (I) y attacher le lobe sur le socle du foie à l’aide de la liaison vétérinaire. (J) créé les images de la finale. Écrous ont été fixés à la diapositive de couvercle en métal, et ensuite la diapositive de couverture a été corrigée avec écrous papillon. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 3 . Paramètres pour la microscopie biphotonique et stade d’imagerie. (A) vue de microscopie biphotonique (LSM 7 MP) et le stade d’imagerie, qui peut se déplacer en x et y de directions. (B) une chambre d’imagerie du foie avec un caoutchouc coussin chauffant était attachée à l’aide de ruban adhésif pour couvrir la souris. (C) une chute d’eau avec une pipette entre l’objectif et la lamelle couvre-objet distillée. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 4 . Visualisation des neutrophiles et les macrophages capsulaires du foie dans le foie des souris vivantes. (A) extended instantané de mise au point des neutrophiles dans le foie des souris LysM-GFP. L’image de contrôle était de souris traitées au PBS. L’image de LPS provenait de souris traitées au LPS. Images ont été acquises au moyen d’un 20 X / objectif 1,0 NA-immersion dans l’eau (champ de vision [FOV] = 424.3 µm × 424,3 µm, profondeur = 40 µm, tranche intervalle = 1 µm, intervalle de temps = 60 s, cycle = 31). Echelle = 50 µm. (B) intérieure et surface instantané de la zone de LCMs dans le foie des souris CX3Cr1-GFP. Images ont été acquises avec un objectif de-immersion dans l’eau 20 × / 1.0 NA (FOV = 424.3 µm × 424,3 µm, profondeur = 40 µm (intérieur) / 10 µm (surface), intervalle de tranche = 1 µm, intervalle de temps = 60 s (intérieur) / 20 (surface), cycle de s = 31). Echelle = 50 µm. s’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Film supplémentaire 1. Comparaison de PBS traités foie contre LPS traités foie. Nette différence dans deux conditions différentes est bien observé. En LPS traités du foie, le nombre de neutrophiles est considérablement augmenté et la motilité est diminuée. La stabilité du film dans les deux conditions sont observées. Le débit sanguin est étiqueté avec dextran de Texas Red. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
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Discussion
Le foie a été activement étudié par de nombreux groupes3,10, en raison de l’importance de sa fonction. Par exemple, Heymann et coll. a proposé une méthode délicate à l’aide de gel d’agarose. Bien que cette méthode s’est avérée pour être très précis, le réglage de l’agarose prend du temps. Toutefois, avec notre méthodologie, toutes les procédures pourraient être effectuées dans les 30 minutes, réduisant au minimum les autres facteurs de confusion. Deuxièmement, le stabilisant le foie est extrêmement important parce que le rythme cardiaque peut perturber la vidéo. Pour éliminer ce phénomène, nous avons repositionné les souris en position de décubitus droit.
Une autre étape essentielle dans le présent protocole a été la production de l’armature métallique de la couverture et son emplacement sur la barre métallique. L’obstacle le plus important que nous avons été confrontés était de déterminer comment surmonter la friabilité du foie selon la fixation du foie à l’aide d’un montant approprié de la pression. Au départ, seulement les écrous papillon ont été appliqués pour tenir la lame de la couverture, la circulation sanguine est entravée, et le foie a été incapable de supporter le poids de la lame de la couverture. Au lieu de cela, on a conçu une méthode pour rouler vers le bas les boulons avant de placer la lame de la couverture le long de la barre. Étant donné que la diapositive de couverture a été appuyée par boulons, il a donné peu d’espace pour l’épaisseur du foie et par les présentes, n’a pas pressé vers le bas dur au niveau du foie et encore maintenu l’équilibre et la fixation. À l’aide de LysM-GFP souris6, nous avons confirmé que cette conception pourrait permettre la visualisation des neutrophiles dans les sinusoïdes et veineux central. Souris de CX3Cr1-GFP5 étaient également utilisées dans ce modèle afin d’observer les LCMs. LCMs trouvées fréquemment à la surface du foie.
La hauteur de la colonne du foie ou le lit de silicium, est également essentiel. Si elle était trop élevé, la circulation sanguine dans le foie serait perturbée. Lorsque la hauteur du piédestal du foie était trop faible, il était difficile de maintenir une fixation stable du foie. Parce que toutes les souris ont des tailles différentes, nous avons produit des lits de silicium qui ont des hauteurs différentes à l’aide d’une plaque 6 puits, similaire à celle utilisée pour la culture cellulaire. De cette façon, nous avons été en mesure de personnaliser la chambre selon la taille de chaque souris. En résumé, nous avons conçu un roman et un protocole simple pour l’imagerie intravitale de foie de souris pour étudier la morphologie et la motilité des cellules immunitaires dans le foie sous conditions inflammatoires.
Ce nouveau protocole pourrait être très utile aux chercheurs dans ce domaine qui veulent observer la réponse immunitaire aiguë du foie. Cependant, avec cette méthode, les chercheurs ne peuvent effectuer à long terme d’imagerie pendant plus de 6 h en raison de la fixation du foie avec de la colle tissu. Ce protocole est une méthode unique seulement, et par conséquent, les souris doivent être sacrifiés immédiatement après l’imagerie. Lorsque le foie est détaché du lit de silicium, le foie sera finalement supprimé du lit, ce qui entraîne un saignement excessif. Ré-insertion et suture de la zone abdominale est donc impossible pour l’observation future.
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Disclosures
Les auteurs déclarent sans intérêts financiers concurrents.
Acknowledgments
Cette étude a été financée par une subvention de la Fondation de la recherche nationale de Corée (NRF) financé par le gouvernement de la Corée (MSIP ; subvention no 2016R1A2B4008199 à Y-M. H.) et le ministère de la santé et du bien-être social, République de Corée (numéro de licence : HI14C1324).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Custom designed chamber | Live Cell Instruments | Custom-designed size | |
| Metal cover slide | Live Cell Instruments | Custom-designed size | |
| Cover glass | Electron Microscopy Sciences | #72204-03 | |
| Sylgard 184 Silicone elastomer kit | Dow Corning | ||
| Erlenmeyer flask | DURAN | 21 216 36 | |
| Cell culture plate (Flat type) | HYUNDAI Micro Co. | H31006 | |
| Desiccator | ADARSH | 55204 | |
| High Q BOND SE 5 mL | BJM LAB | To make semi-permanent dam | |
| Flexible Silicone Rubber Heaters | Omega | SRFR/SRFG SERIES, M1250/0800 | |
| DC power supply | Toyotech | DP30-03A | |
| Phosphate-buffered saline | Home-made | ||
| Lipopolysaccharides (LPS) from Salmonella enteria serotype enteritidis | Sigma-Aldrich | L6011 | |
| Texas Red Dextran | Thermo Fisher Scientific | D1830 | |
| 15 mL High-clarity polypropylene conical tube |
FALCON | 14-959-49B | |
| 0.45 μm filter (Minisart Syringe Filter) | Sartorius | 16555k | |
| 1.5ml Micro Tube, Amber | Axygen | MCT-150-X | For light-blocking |
| 1 mL syringe | Korea Vaccine | KV-S01 | |
| 3 mL syringe | Korea Vaccine | KV-S03 | |
| 10 mL syringe | Korea Vaccine | KV-S10 | |
| 0.3 mL insulin syringe | Becton Dickinson | 324900 | |
| Hair removal cream 100 mL | Body natur | ||
| Cotton swab | ABDI | ||
| Zoletil 50 5 mL | Virbac | ||
| Rompun 10 mL | Bayer | ||
| Heating plate | Live Cell Instruments | PH-S-10 | Custom-designed size |
| DC controller | Live Cell Instruments | CU-301 | |
| Microdessection Scissors | Harvard Apparatus | 72-5418 | |
| Scissors | Roboz | RS-5882 | |
| Forceps | Roboz | RS-5137 | |
| Vet bond | 3M | 1469SB | |
| ZEN software (Black Edition) | Carl Zeiss | Program for LSM 7 MP | |
| LSM 7 MP | Carl Zeiss | ||
| Volocity | PerkinElmer | Analysis program |
References
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