Summary
Aquí, presentamos un protocolo para registrar el cerebro y corazón bio señales en ratones usando video simultáneo, electroencefalografía (EEG) y electrocardiografía (ECG). También se describen métodos para analizar las grabaciones de EEG ECG resultantes para convulsiones, energía espectral del EEG, la función cardiaca y variabilidad del ritmo cardíaco.
Abstract
En la epilepsia, las convulsiones pueden evocar alteraciones del ritmo cardíaco tales como cambios de la frecuencia cardíaca, bloqueos de la conducción, Asistolias y arritmias, que pueden potencialmente aumentar el riesgo de muerte súbita inesperada en epilepsia (SUDEP). Electroencefalografía (EEG) y la electrocardiografía (ECG) son herramientas de diagnóstico clínicas ampliamente utilizados para monitorizar anormal del cerebro y ritmos cardiacos en los pacientes. Aquí, se describe una técnica para grabar simultáneamente video, EEG y ECG en ratones para medir comportamiento, el cerebro y las actividades cardiacas, respectivamente. La técnica descrita en este documento utiliza un tethered (es decir, atado con alambre) configuración de grabación en la que el electrodo implantado en la cabeza del ratón es hard-wired en el equipo de grabación. En comparación con telemetría inalámbrica, sistemas de grabación, el arreglo tethered posee varias ventajas técnicas tales como un mayor número posible de canales para el registro de EEG u otros biopotentials; costos de electrodo; y mayor frecuencia ancho de banda (es decir, frecuencia de muestreo) de grabaciones. Los fundamentos de esta técnica pueden modificarse fácilmente para dar cabida a grabar otras Bioseñales, tales como la electromiografía (EMG) o pletismografía para evaluación de muscular y actividad respiratoria, respectivamente. Además de describir cómo realizar las grabaciones de EEG ECG, también se detallan métodos para cuantificar los datos resultantes de las convulsiones EEG potencia espectral, función cardiaca y variabilidad del ritmo cardíaco, que demostró en un experimento de ejemplo utiliza un ratón con epilepsia debido a la canceladura del gene Kcna1 . Video-EEG-ECG monitorización en modelos de ratón de epilepsia u otra enfermedad neurológica proporciona una poderosa herramienta para identificar la disfunción a nivel del cerebro, corazón o interacciones cerebro-corazón.
Introduction
Electroencefalografía (EEG) y la electrocardiografía (ECG) son técnicas de gran alcance y ampliamente utilizados para la evaluación en vivo de cerebro y función cardiaca, respectivamente. EEG es el registro de la actividad eléctrica cerebral colocando electrodos en el cuero cabelludo1. La señal grabada con el EEG no invasivo representa fluctuaciones de tensión derivados sumaron inhibitorios y excitatorios potenciales postsinápticos generados principalmente por las neuronas piramidales corticales1,2. EEG es la prueba más común de neurodiagnostic para evaluar y manejar a pacientes con epilepsia3,4. Es especialmente útil cuando las crisis epilépticas se presentan sin manifestaciones de comportamiento convulsivas evidente, como las crisis de ausencia o estatus no convulsivo epiléptico5,6. Por el contrario, epilepsia no relacionada con las condiciones que conducen a episodios convulsivos o pérdida de la conciencia se pueden diagnosticar como crisis epilépticas sin monitorización vídeo-EEG7. Además de su utilidad en el campo de la epilepsia, EEG es también ampliamente utilizado para detectar actividad anormal del cerebro asociada con trastornos del sueño, encefalopatías y trastornos de la memoria, así como para complementar la anestesia general durante cirugía2 , 8 , 9.
En contraste con EEG, ECG (o EKG ya que a veces es abreviado) es el registro de la actividad eléctrica del corazón10. ECG se realiza colocando electrodos en las extremidades extremidades y pared torácica, que permite la detección de los cambios de voltaje generados por el miocardio durante cada ciclo cardiaco de contracción y relajación10,11. Los componentes primarios de la forma de onda del ECG de un ciclo cardiaco normal incluyen la onda P, complejo QRS y la onda T, que corresponden a la despolarización auricular, ventricular despolarización y repolarización ventricular, respectivamente10, 11. supervisión de ECG se utiliza rutinariamente para identificar arritmias cardiacas y defectos de la conducción cardiaca sistema12. Entre los pacientes con epilepsia, se amplifica la importancia de la utilización de ECG para identificar arritmias potencialmente peligrosas para la vida puesto que están en riesgo significativamente mayor de paro cardíaco repentino, así como muerte súbita inesperada en epilepsia13, 14,15.
Además de sus aplicaciones clínicas, grabaciones de EEG y de ECG se han convertido en una herramienta indispensable para la identificación de la disfunción cerebral y corazón en modelos de ratón de la enfermedad. Aunque tradicionalmente estas grabaciones se han realizado por separado, aquí describimos una técnica para grabar video, EEG y ECG simultáneamente en ratones. El método simultáneo de vídeo-EEG-ECG detallado aquí utiliza una configuración de grabación anclado en la cual el electrodo implantado en la cabeza del ratón es hard-wired en el equipo de grabación. Históricamente, esta atado, o cableado, configuración ha sido la norma y más utilizado método para las grabaciones de EEG en ratones; sin embargo, sistemas inalámbricos de telemetría EEG también se han desarrollado recientemente y están ganando en popularidad16.
En comparación con sistemas inalámbricos de EEG, el arreglo tethered posee varias ventajas técnicas que hagan preferible según la aplicación deseada. Estas ventajas incluyen un mayor número de canales para el registro de EEG u otros biopotentials; costos de electrodo; disponibilidad de electrodo; menos susceptibilidad a la señal de la pérdida; y mayor ancho de banda de frecuencia (es decir., frecuencia de muestreo) de grabaciones17. Esto se hace correctamente, el método de grabación anclado aquí descrito es capaz de proporcionar alta calidad, libre de artefactos EEG y ECG datos simultáneamente, junto con el video correspondiente para el monitoreo conductual. Estos datos de EEG y de ECG entonces pueden ser minados para identificar neuronal, cardiaca, o neurocardiaco anormalidades tales como convulsiones, cambios en el EEG de potencia espectro, bloqueos de la conducción cardiaca (es decir., saltarse latidos del corazón) y los cambios en variabilidad del ritmo cardíaco. Para demostrar la aplicación de estos métodos cuantitativos del EEG ECG, presentamos un experimento de ejemplo usando un nocaut Kcna1 (- / -) ratón. Kcna1 ratones - / - falta voltaje Kv1.1 α-subunidades y como consecuencia presentan convulsiones espontáneas, disfunción cardiaca y muerte prematura, haciendo que un modelo ideal para la evaluación de EEG ECG simultánea de deletéreos asociados a epilepsia disfunción neurocardiaco.
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Protocol
Todos los procedimientos experimentales deben realizarse con arreglo a las pautas de los institutos nacionales de salud (NIH), aprobado por su institución institucional Animal Care y el Comité uso (IACUC). Los principales instrumentos quirúrgicos necesarios para este protocolo se muestran en la figura 1.
1. preparación de electrodos para la implantación
- Coloque el nanoconnector femenino 10-zócalo (es decir, el electrodo; Figura 2A) en un tornillo de mesa con los 10 alambres hacia arriba y el cable negro en la parte delantera. Con unas pinzas finas, doble hacia abajo el primer cable (negro) a la derecha y el segundo cable (tan) a la izquierda. Luego doble hacia abajo el rojo, naranja, azul y morado los cables alternando derecha e izquierda (figura 2B). Corte los cables amarillos, verdes, blanco y gris en la base de su adhesión.
- Para preparar los cables de ECG, utilice un marcador permanente para hacer marcas en el cable morado en ~3.2 y ~3.5 cm desde la base del electrodo y el cable azul en ~2.2 y ~2.5 cm (figura 2). Quitar el electrodo de la prensa y exponer los filamentos de plata entre las áreas marcadas por pelar el aislamiento en un lado del alambre con una hoja de bisturí (Figura 2D).
Nota: Raspado de los cables debe realizarse bajo el microscopio. Debe tener precaución para asegurar que los filamentos de plata no estén dañados, el aislamiento se raspa lejos. - Vuelva a colocar el electrodo en la prensa. Pegue un pedazo de cinta de montaje doble cara, precortado a lo largo y ancho del electrodo, a la parte superior de los cables con una capa fina de pegamento.
Nota: Antes de adherir la cinta, ser seguro que los cables están acostado, que se pega directamente a los lados y no torcidos sobre uno otro. - Corte los cables a utilizar para EEG en un ángulo ligeramente en forma de V con una longitud de aproximadamente 7-9 mm, con los cables tan y negro cortados el más corto. No corte los cables para ECG (Figura 2E).
- Envasar y esterilizar el electrodo para su uso posterior.
2. preparar el ratón para la cirugía
- Peso del ratón. Inyectar una dosis de 5 mg/kg de carprofeno por vía subcutánea (s.c.). Anestesiar los animales con una inyección intraperitoneal (i.p.) de ratón anestésico cóctel con acepromazina (1 mg/kg), ketamina (80 mg/kg) y xilacina (10 mg/kg).
- Una vez que el ratón se convierte en anestesiados, aplica una línea delgada de ungüento oftálmico veterinario a cada ojo. Utilizando un condensador de ajuste eléctrico, afeitado dos áreas pequeñas (~ 2 cm2) en ambos lados del tronco del ratón, correspondiente a donde los cables de ECG será había implantado (Figura 3A).
Nota: El área depilado del lado derecho debe colocarse en una posición aproximadamente dorsolateral justo detrás de la derecha "axila" del animal. En el lado izquierdo, la zona depilada debe estar ubicada en una orientación más ventrolateral por el costado del animal, pero cerca de 1 centímetro más posterior que el área depilado del lado derecho (Figura 3A). - Eliminar el vello recortado y limpie ambas áreas afeitadas con una solución de clorhexidina.
3. colocar el electrodo en el cráneo
- Coloque el ratón en la posición prona en el escenario del microscopio de disección y la adecuada profundidad de la anestesia para confirmar la ausencia del reflejo del pellizco del dedo del pie.
Nota: Pasos 3.2 a 5.6 se deben hacer con la ayuda de un microscopio. - Mantiene la cabeza firme entre el pulgar y el índice, parte de la piel hacia abajo en el centro de la cabeza entre las orejas apenas detrás de los ojos con un algodón empapado en alcohol (figura 3B).
Nota: Aunque esta cirugía debe hacerse con técnica aséptica, no es un procedimiento estéril desde el cuero cabelludo no se afeitó y el ratón debe ser manipulado durante la cirugía. - Usando un bisturí, haga una incisión del midline de ~ 1 cm a través del cuero cabelludo entre el pelaje parted de justo delante de las orejas justo entre los ojos (figura 3, D).
- Utilizando el lado de la cuchilla o un aplicador con punta de algodón, raspar suavemente la membrana mucosa en la parte superior del cráneo hasta el hueso aparece seco.
- Arrancar la piel alrededor del perímetro de la incisión formando una frontera fina de piel calva. Retire con cuidado cualquier piel que pueda haber caído en el campo quirúrgico con un par de pinzas. Seque la superficie del cráneo con un aplicador con punta de algodón estéril, aplicando una presión suave durante unos segundos si es necesario.
- Hacer cuatro marcas en el cráneo con un marcador permanente esterilizado en los sitios donde los agujeros de las rebabas serán perforados (figura 3E). Lugar dos marcas, una a cada lado de la sutura sagital anterior bregma, anterior aproximadamente 4 mm y 5 mm lateral a bregma (por encima de la corteza frontal), para los cables de referencia y tierra. Coloque otra marcas dos, uno a cada lado de la sutura sagital posterior a bregma, aproximadamente 2 mm posterior y lateral de 7 mm a bregma (sobretodo corteza parietotemporal), para los dos cables de grabación de EEG.
Nota: Esta no es una cirugía estereotáctica y las distancias dadas son aproximaciones que variarán dependiendo del tamaño del ratón. Asegúrese de que los orificios se colocan lo suficientemente lateralmente para adaptarse fácilmente a la base del implante de electrodo que se colocará en la línea media a lo largo de la sutura sagital (figura 3F). - Usando un taladro micro estéril, hacer los agujeros de las rebabas pequeñas en cada marca con una broca de 0.8 mm de diámetro.
- Aplique presión suave mientras perforación para crear hendiduras pequeñas en cada marcado spot. Perforar el cráneo por pulsación la broca como el agujero se acerca a la terminación, asegurándose de no aplicar demasiada presión, que podría conducir a penetrar y dañar el tejido cerebral subyacente.
- Después se perforan todos los agujeros, limpie el área con un aplicador con punta de algodón.
- Para adherir el electrodo en la parte superior del cráneo, retire el papel protector de la cinta de montaje doble cara sobre el electrodo. Aplique una capa delgada de pegamento en la cinta. Usando un par de pinzas, quitar el electrodo de la mordaza. Oriente tal que, cuando se coloca a lo largo de la sutura sagital, los cables más cortos de EEG son rostrales y los cables de ECG más caudales.
- Adherir los electrodos en el cráneo sobre la sutura sagital entre los orificios (figura 3F).
Nota: El cráneo debe estar totalmente seco el pegamento sobre el electrodo se adhiera. Asegúrese de no obstruir los agujeros de las rebabas en el cráneo con el electrodo o el pegamento. - Brevemente, sostenga el electrodo para garantizar la adherencia en el cráneo y luego deje que el pegamento se seque durante 5-10 minutos.
- Adherir los electrodos en el cráneo sobre la sutura sagital entre los orificios (figura 3F).
4. implantación de los cables para ECG
- Gire el ratón ligeramente sobre su lado derecho manteniendo la cabeza erguida. Tome el cable de ECG largo en el lado izquierdo y extenderlo por la parte del ratón a la zona de afeitado en el lado izquierdo. Visualizar donde se colocará el alambre expuesto una vez es tunelizado bajo la piel.
Nota: Para la referencia, una marca pequeña puede hacerse sobre la piel con un marcador permanente. - Con un bisturí, haga una incisión de ~ 1 cm en la piel en el lugar donde se colocará el alambre expuesto. Sosteniendo la incisión abierta con pinza Adson, utilice pinzas Dumont para aflojar la piel alrededor de la incisión del tejido conectivo subyacente para formar un bolsillo para el cable. Comenzando en el sitio de la incisión en el costado del animal, túnel subcutáneo con un trozo de tubería de polietileno estéril (que ha sido preparado por corte a ~ 6 cm de largo con el borde biselado) hasta que el borde biselado salga por la incisión hecha en la cabeza (< C0 > Figura 4A, B).
- Alimente el cable de ECG a través del tubo con unas pinzas Dumont (figura 4). Mientras se retira el tubo, sujete el hilo con pinza Adson cuando sale de la incisión lateral. Tire del cable tenso (figura 4).
- Fijar el cable de ECG de sutura en el tejido debajo de la piel con Nylon 6-0 (figura 4E). Uso de fórceps y sostenedores de la aguja de Olsen-Hegar, aplicar una sutura sobre los filamentos expuestos y otra sutura antes o después de la parte expuesta.
- Corte el cable del electrodo alrededor de 2-3 mm más allá de la última sutura y meta final en el bolsillo de piel formado previamente. Junte los dos lados de la incisión y cierre con un clip de la herida aplicado con Portaagujas de Crile-Wood (figura 4F).
- Gire el ratón de manera que la nariz está apuntando en la dirección opuesta. Con la cabeza en la posición propensa, gire el ratón ligeramente sobre su lado izquierdo.
- Repita los pasos anteriores para colocar el cable de ECG contralateral.
Nota: Para aproximar un plomo configuración de grabación de ECG II, el ECG derecho alambre debe colocarse un poco más dorsal y anterior que el izquierdo cable de ECG, que debería ser un poco más ventral y posterior.
5. implantación de los hilos para EEG
- Implante de los hilos para EEG, coloque el ratón en la posición prona y la incisión de cuero cabelludo con el pulgar y el índice de la mano no dominante.
- Con pinzas, quite cualquier pelaje que puede han sido tirado debajo de la piel por la tubería. Si es necesario, secar otra vez el cráneo con un aplicador con punta de algodón. Cuidadosamente con unas pinzas Dumont, sacar y quitar cualquier ruina o coágulos de sangre que haya depositado en los agujeros de las rebabas.
- A partir del más anterior agujero por un lado, doble el cable que está más cercano de ese agujero que es colocado directamente sobre el agujero, pero aún no se ha insertado. Sujete el extremo inferior del alambre y alimentar tan horizontal como sea posible en el agujero hasta ~ 2-3 mm del alambre está bajo el cráneo (figura 5A).
Nota: Los cables ha de estar horizontalmente entre el cráneo y la superficie del cerebro. Los cables no deben atravesar el cerebro. - Con el fin del seguro de alambre en el agujero, doble suavemente hacia abajo la porción restante del alambre para que quede plana contra el cráneo.
- Continuar de la misma forma con el alambre posterior del mismo lado. Repita para los cables anteriores y posteriores en el otro lado (figura 5B).
Nota: La configuración de cable se resume en la figura 5.
6. cerrar la incisión de la cabeza con cemento Dental
- Mezclar dos cucharadas de polvo de policarboxilato con ~ 5 gotas de líquido de policarboxilato. Revolver la mezcla con un palillo para hacer una pasta con la viscosidad deseada.
Nota: Los pasos posteriores 6.2 a 6.4 deben realizarse rápidamente ya que el cemento dental se seca dentro de 1 minuto después de la mezcla. - Recoger una gota de pasta de cemento con el palillo grande y aplíquelo a la base del electrodo comenzando caudalmente (figura 6A). Continúe alrededor del electrodo, permitiendo que el cemento gotee sobre los alambres formando un tapón alrededor del implante (Figura 6B).
- Con unas pinzas Dumont, tire la piel en los bordes de la incisión hacia arriba sobre la tapa de cemento y pulse a la vez, teniendo cuidado de no perturbar los cables implantados debajo. Presione la piel para arriba en el cemento para ayudar con el cierre.
- Sellar la incisión entre los ojos por la vinculación de la piel con el cemento dental (figura 6).
7. ayudar a la recuperación post quirúrgica
- Coloque el ratón en una jaula vacía en una almohadilla de calor circulación. Controlar el ratón hasta que recupera la conciencia y puede mantener recumbency esternal.
- Y, el ratón en una jaula con pellets de alimento y gel hidratante la casa situada en el piso de la jaula. Tapa la jaula con una tapa micro-aislador.
- En la cirugía después de 24 h, inyectar (s.c.) el ratón con 5 mg/kg de carprofeno.
- Permiten ≥ 48 h de recuperación post quirúrgica antes de grabar.
8. grabación ECG EEG señales procedentes de un ratón atado
- Tras la recuperación, transferir el ratón implantado a una cámara de grabación con paredes transparentes para facilitar el monitorado. Para correa (es decir, "enchufe") el ratón (Figura 7A), suavemente pero firmemente sostenga el ratón en una mano mientras con la otra mano para insertar el conector de 10 pines (macho) nanoconnector con poste guía en las tomas del implante del electrodo del ECG EEG (hembra) en cabeza de ratón.
- Asegure el cableado por encima de la cámara con una varilla de soporte, asegúrese que haya suficiente holgura en el cable para permitir que el ratón se mueva libremente pero no tanto que el cableado arrastra el suelo de la cámara.
- Conecte el cableado desde el nanoconnector de 10 pines a una unidad de interfaz de adquisición de señal de ordenador conectado con sincronizado video grabando como se muestra en la figura 7B.
- Establecer las tasas de muestreo de la grabación ser ≥ 2 KHz para ECG y ≥ 500 Hz para EEG (es decir, al menos dos veces la frecuencia que uno está interesada en el estudio).
- Para una visualización óptima de los rastros de la señal, se aplican los siguientes filtros como hecho anteriormente18: un filtro de muesca de 60 Hz para todos los datos, un filtro de paso alto banda 75-bajo - y 0.3-Hz Hz para EEG y un filtro de paso alto de 3-Hz para ECG.
- Grabar simultáneamente video y EEG-ECG (figura 7) y guardar los datos digitalizados para el análisis fuera de línea con software de procesamiento de señal.
- Una vez las grabaciones, cuidadosamente desenganche el ratón y volver a su jaula casera.
9. analizar las grabaciones de EEG
- Realizar análisis de cuantificación de asimiento.
- Inspeccione visualmente toda la grabación de EEG para identificar manualmente los episodios de convulsiones, definidos en este modelo como (por lo menos dos veces la línea de base), de gran amplitud rítmicas descargas electrográficas, duración mayor de 5 s (figura 8A). Examinar el video que corresponde a los asimientos electrográficos identificar comportamientos asociados a convulsiones.
- Para calcular la frecuencia de las crisis (convulsiones por hora), divida el número de convulsiones por el número total de horas de grabación.
- Para calcular la duración de la convulsión, medir el tiempo transcurrido desde el inicio del asimiento electrográfica hasta el cese de spiking (figura 8A).
- Para calcular carga de asimiento, definido como el tiempo de agarrar por hora, la duración de la convulsión de la suma y divide por las horas de grabación total.
- Realizar el análisis de la potencia espectral de pre- y post-ictal EEG.
- Seleccione un 30min (o cualquier otra duración deseada) segmento de datos peri-ictal de EEG de centrar el episodio de convulsión para ser examinado. Exportar los datos en bruto (con la configuración del filtro quitado) como un archivo de datos ASCII o algunos otros archivos tipo compatible con el software de espectro de energía.
- Convertir el archivo ASCII a un archivo de texto mediante una aplicación de editor de texto simple.
- Abra el archivo de texto resultante del segmento de EEG en software de espectro de energía y especifique las siguientes opciones: "ignorar las líneas no numéricos"; "coma como delimitador de datos"; y frecuencia de muestreo de 1000 Hz por defecto.
- Una vez que la señal de EEG aparece en el software del espectro de energía en su respectivo canal, haga clic en el menú Canal y seleccione "filtro digital." Aplicar filtros pasabanda digital correspondientes a la gama de frecuencia deseada para ser analizados.
- Abra "espectro" desde el panel de menú, seleccionar el canal apropiado de la pantalla de EEG a analizar y haga clic en "configuración". En "configuración", especifique los siguientes parámetros para el espectrograma y haga clic en "Close" para generar el espectrograma (figura 8): tamaño de FFT: 8192, ventana de datos: Welch, superposición de la ventana: 93.75%, modo de visualización: densidad de energía, colores de espectrograma: arco iris, Jajaja de colores: 64, PSD promedio: 1, componente de frecuencia cero de quitar: marcada como "on".
- Ajustar la escala colorimétrica para una visualización óptima del espectrograma.
- Abra el "Gestor de análisis" desde el panel de menú. Haga clic en "+ nuevo análisis" para crear dos análisis (análisis 1 y 2 de análisis), que se corresponden a los segmentos pre- y post-ictal de EEG para analizar. Especificar los segmentos deseados de pre- y post-ictal en el espectrograma y asociarlas con análisis 1 y 2 de análisis, respectivamente.
Nota: Se deben considerar sólo los datos de EEG sin ruido y artefactos y períodos de las grabaciones de EEG con artefactos significativos deben eliminarse del análisis. - Una vez creados los segmentos de análisis, abrir «Vista de datos Pad» desde el panel de menú. Haga clic en el canal EEG para abrir el menú de "Configuración de columna de datos Pad" para ese canal.
- En "Configuración de columna datos Pad," seleccione la opción de "Espectro" y "Poder Total porcentaje".
- En "Datos Pad columna configuración", haga clic en "opciones" y especifique el rango de frecuencias a ser examinado. Haga clic en "OK" en "Opciones de almohadilla para datos de espectro" y en "Datos Pad columna configuración", y el poder de porcentaje (%) de la banda de frecuencia especificada aparecerán en la vista Pad de datos para el segmento de análisis seleccionado (es decir, análisis de 1 o 2 análisis) tal como se especifica en el " Analysis Manager. "
Nota: El % de potencia, o poder relativo, de cada banda se expresa como el porcentaje de la potencia espectral total dentro de la gama de frecuencia especificada. - Repita el paso anterior para cada banda de frecuencia a analizar.
Nota: Con frecuencia utilizan gamas para las cinco principales bandas de frecuencia de EEG incluyen18: banda δ = 0.5-3 Hz, - banda = 3.5-7 Hz, α-banda = 8-12 Hz, banda β = 13-20 Hz y γ-banda = 21-50 Hz.
10. analizar grabaciones de ECG
- Cuantificar los latidos del corazón se saltan.
- Inspeccione visualmente toda la grabación de ECG para identificar manualmente los latidos de corazón saltado, definidos como una prolongación del intervalo RR equivale a intervalo ≥ 1,5 veces la anterior R-R, que a menudo se asocia con un indicativo de onda P no realizado de auriculoventricular bloqueo de la conducción (Figura 9A).
- Para calcular la frecuencia de latidos de corazón saltado por hora, divida el número total de latidos omitidos durante la sesión de grabación por la duración total de horas de grabación.
- Realizar el análisis de ritmo cardíaco (HRV) la variabilidad.
- En el software de adquisición de datos, cambie la configuración de registro a 1 época para el canal de ECG. Generar segmentos de analizador para las grabaciones de ECG: segmento de un ECG de 5 minutos cada 3 horas durante el período de la fase de luz de 12 horas, para un total de 4 segmentos.
Nota: Las grabaciones de ECG seleccionadas para análisis deben ser en tiempos cuando el animal está parado y los datos están libres de artefactos de movimiento. - Generar una hoja de cálculo de los valores de intervalo R-R del ECG analizado las segmentos haciendo clic en "guardar datos derivados analizados." Revisar la hoja de cálculo de datos faltantes o incorrectos y eliminar todos los demás valores numéricos excepto datos por intervalos R-R. Guardar esta hoja de cálculo modificada como un archivo de texto seleccionar la opción para "delimitado."
- Abra el archivo de texto como un archivo ASCII personalizado en el programa HRV, especifique el siguiente opciones: número de líneas de encabezado: 0, separador de columna: ficha espacio, tipo de datos: RR, columna de datos: 1, unidades de datos: ms y la columna de índice de tiempo: ninguno.
- En la sección de preferencias del menú, configure las opciones que se detallan a continuación.
- Establecer las opciones de análisis como se ha mencionado. Intervalo R-R robustos, método robustos: smoothn priores, parámetro de suavizado: 500, HRV frecuencia bandas19, muy baja frecuencia: 0-0.15 Hz, frecuencia baja: 0,15 a 1,5 Hz y alta frecuencia: 1.5-5 Hz
- Establecer opciones avanzadas como se ha mencionado. Opciones de estimación del espectro, interpolación de RR de la serie: 20Hz, puntos en el dominio de la frecuencia: 500 puntos/Hz, espectro FFT Welchs periodograma métodos, anchura de la ventana: 32s y superposición de la ventana: 50%
- Ejecutar el análisis de la HRV para generar valores de análisis de dominio de tiempo significa RR, RR STD (es decir, el SDNN), valores de análisis de dominio RMSSD y frecuencia de energía HF, LF potencia y la relación de la energía de LF/HF. Si lo desea, guardar los resultados como un archivo PDF.
- En el software de adquisición de datos, cambie la configuración de registro a 1 época para el canal de ECG. Generar segmentos de analizador para las grabaciones de ECG: segmento de un ECG de 5 minutos cada 3 horas durante el período de la fase de luz de 12 horas, para un total de 4 segmentos.
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Representative Results
Para demostrar cómo analizar los datos de las grabaciones de EEG ECG para identificar anormalidades neurocardiaco, se muestran los resultados para una grabación de EEG ECG de 24 h de un Kcna1–/– ratón (2 meses). Estos animales mutantes, que se dirigen a la falta de voltaje-bloqueado Kv1.1 α-subunidades codificadas por el gen Kcna1 , son un modelo genético frecuente de epilepsia, puesto que exhiben inicio de convulsión tónico-clónica generalizada fiable y frecuente actividad aproximadamente 2-3 semanas de edad20. Además de convulsiones espontáneas, Kcna1–/– ratones exhiben también prematura muerte coincidiendo con el inicio de la epilepsia, así como interictal y convulsión asociada a la disfunción cardiaca21, 22. por lo tanto, Kcna1–/– ratones son también de uso frecuente para el estudio de los potenciales procesos fisiopatológicos subyacentes de muerte súbita inesperada en epilepsia (SUDEP), la principal causa de epilepsia relacionada con mortalidad, que se cree que involucra convulsiones relacionadas con paro cardiorrespiratorio, todavía, mal entendida mecanismos23.
En este experimento, el componente de EEG de las grabaciones de la Kcna1–/– ratón mostró frecuentes convulsiones espontáneas que se observan típicamente como una espiga grande inicial en el inicio del asimiento seguido de breve tensión depresión, transición a alta amplitud clavar y terminando en explotar patrones de supresión (figura 8A). Usando el video grabado al mismo tiempo, se encontraron estos asimientos electrográficos coincidiendo con asimiento-como comportamientos, caracterizados por la cría y el forelimb clonus que posteriormente se convirtió en convulsiones tonico-clónicas de todo el cuerpo. De nota, una de las principales ventajas de EEG es la capacidad para identificar los asimientos electrográficos "silenciosos" que no están asociados con comportamientos evidentes, lo que significa que sería faltados por un observador anota convulsiones basadas en comportamiento solo. La cuantificación de la incidencia de convulsiones en este particular Kcna1–/– ratón reveló 15 convulsiones durante el período de grabación 24 h (figura 8B). La duración de estos ataques un promedio de ~ 60 s, que van desde unos 15-105 s (figura 8B). Para demostrar el análisis de densidad de potencia espectral relativa de la época pre- y post-ictal, una crisis convulsiva de duración 80-s fue seleccionada para la evaluación utilizando el software de espectro de potencia y un espectrograma peri-ictal genera (figura 8). El poste-ictal potencia espectral relativa de la banda de frecuencia delta aumentó 50% en comparación con el basal pre-ictal (figura 8). Además, el poder relativo poste-ictal de las otra frecuencia EEG bandas superiores exhibe correspondiente disminuye en comparación con el período pre-ictal (figura 8). El aumento en la energía del poste-ictal delta y las disminuciones en el poder post-ictal de las otras bandas son indicativas de EEG desaceleración, un característico de largos y graves convulsiones en este modelo18.
Analizar el componente de ECG de la grabación de la Kcna1–/– ratón, el número de latidos del corazón saltado interictal fue contado manualmente como se describe anteriormente. La frecuencia de latidos de corazón saltado en este Kcna1–/– ratón fue 5.84 por hora (tabla 1), que es un > 5-fold aumento en comparación con ratones de la WT en nuestros anteriores estudios18,21. En el ECG de Kcna1–/– ratones, latidos del corazón se saltan a menudo muestran una onda P que no es seguida por un QRS complejo, como se muestra en la Figura 9A, indicando un auriculoventricular (AV) conducción bloque21. A continuación, utilizando el software HRV, HRV se analizó para proporcionar una medida de la influencia del sistema nervioso autónomo en la función cardiaca en este animal. Se calcularon las siguientes medidas de tiempo dominio de HRV Kcna1–/– del ratón: la desviación estándar de los intervalos de latido a latido (SDNN), que es un índice de variabilidad autonómica total; y la media cuadrática de las diferencias sucesivas de latido a latido (RMSSD), que es un índice del tono parasimpático. 24 utilizando los R-R intervalo señal adquisición valores generados por el software para el Kcna1–/– del ratón (figura 9B), el software HRV calcula un ritmo de 737 lat/min (tabla 1) , que es similar a los ratones WT en nuestros anteriores estudios18. Se calcularon los valores de SDNN y RMSSD ms 2,4 y 3,2 ms, respectivamente (tabla 1), que son de 2 a 3 veces mayor que una normal de ratón WT18. El elevado tiempo de medidas HRV de dominio en este Kcna1–/– ratón indican aumento del tono parasimpático, lo que sugiere control autonómico anormal del corazón. A continuación, utilizamos software HRV para calcular los siguientes valores de la VFC en el dominio de la frecuencia, que se resumen en la tabla 1: el porcentaje de energía de baja frecuencia (LF); el porcentaje de energía de alta frecuencia (HF); y la relación LF/HF. Los componentes HF se piensan para reflejar modulación parasimpática, mientras que los componentes de la LF se piensan para reflejar que una combinación de simpático y parasimpático influye en25. La relación LF/HF se utiliza para capturar el equilibrio relativo de la actividad parasimpática y simpática.
Finalmente, además de derivar medidas cuantitativas de la disfunción neuronal y cardiaca, las grabaciones de EEG ECG pueden también analizarse cualitativamente por la relación temporal entre anormalidades de EEG y de ECG para identificar potencial disfunción neurocardiaco , como hizo anteriormente21,26. Por ejemplo, cuando se identifican las convulsiones o las descargas epileptiformes interictales en el EEG, se puede examinar el ECG correspondiente de anormalidades cardiacas, tales como bloqueos de la conducción o arritmias, que pueden ser evocadas por actividad epiléptica cerebral. En Kcna1–/– ratones, convulsiones evocan a veces bradicardia o asistolia que puede progresar a la letalidad21,22. En otro modelo de epilepsia, el ratón mutante Kcnq1 , bloqueos de la conducción y Asistolias ocurren simultáneamente con descargas interictales de EEG, sugiriendo que son una consecuencia patológica neurocardiaco interacción26. Así, grabaciones simultáneas de EEG y de ECG proporcionan una imagen más completa de la interacción entre el cerebro y el corazón, que es especialmente importante en la epilepsia, ya que las convulsiones pueden evocar la disfunción cardiaca potencialmente mortal.
Figura 1. Herramientas quirúrgicas necesarias para el procedimiento de. Cuchilla quirúrgica (1) #15; (2) mango de bisturí #3; (3) pinza Adson; (4) soporte de la aguja de Olsen-Hegar; (5) fino tijeras; Fórceps de Dumont #7 (6) ; (7) Michel herida clips; (8) soporte de la aguja Crile-Wood; (9) micro taladro con broca de 0.8 mm; trimmer eléctrico (10) . Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2. Preparar el electrodo para la implantación de. (A) ejemplo de un nanoconnector femenino 10-zócalo (es decir, electrodo). (B) el electrodo en el tornillo de mesa con los hilos a ser implantados para EEG y ECG doblado hacia abajo. Los colores de los cables son los indicados. Los cables restantes, que están apuntando hacia arriba, se cortará. El recuadro muestra una vista magnificada de los hilos que salen del electrodo. (C) marca el cable de ECG azul para indicar dónde tira del aislamiento. (D) utilizando una hoja de bisturí a la tira de aislamiento del cable revela los filamentos de plata dentro. (E) la configuración final del electrodo preparado, mostrando el EEG cortado los cables y los cables pelados de ECG con la cinta de montaje adhirieron a la parte superior. El recuadro muestra una vista ampliada de la cinta de montaje y los cables que salen de los electrodos. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 3. Fijación quirúrgica del electrodo en el cráneo. (A) ejemplo de un ratón con los lados afeitado (indicado por las flechas) para ECG cable implantación. (B) separación de la piel entre los ojos y oídos para hacer un camino para la incisión. (C) usando un bisturí para hacer una incisión del cuero cabelludo. (D) la incisión del cuero cabelludo. (E) ejemplo de las cuatro marcas en el cráneo que se utiliza para indicar sitios de perforación. (F) colocación de los electrodos en el cráneo después de taladrar los agujeros de las rebabas. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 4. El hacer un túnel y la implantación de los cables de ECG. (A) ejemplo de un tubo de polietileno que ha sido cortado a unos 6 cm y biselado en un extremo para facilitar el hacer un túnel subcutáneo. (B) túnel subcutáneo con el tubo de polietileno, comenzando en el sitio de la incisión lateral. (C) de alimentación el cable del ECG desde el electrodo en la cabeza a través del tubo. (D) tirando el cable tenso después de retirar el tubo. (E) aplicar una sutura a la parte expuesta sin aislamiento del cable de ECG para mantenerlo en su lugar en el tejido subyacente. (F) cierre de la incisión de lado con un clip de la herida. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 5. Implantación de los hilos de EEG. (A) agarrando el cable rojo del EEG y alimentación horizontalmente en el orificio de trépano en el cráneo, la colocación siguiente del negro cable de tierra. (B) la configuración final de los cables después de la implantación y nanoconnector. (C) esquema que muestra la colocación de la bilateral EEG y ECG cables, así como la referencia (REF) y cables de tierra (GND). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 6. Cierre de la incisión principal. (A) aplicación del cemento dental alrededor de la base del electrodo comenzando caudalmente y proceso rostral. (B) ejemplo de la tapa de cemento dental que rodea la nanoconnector todo y los cables, inmediatamente antes del cierre final de la incisión. (C) ejemplo de la incisión sellada final. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 7. Grabación de señales de vídeo EEG ECG. (A) ejemplo de un ratón atado durante una grabación. (B) esquema que muestra la configuración de equipos para el sistema en vivo atada registro vídeo-EEG-ECG. El cableado de un nanoconnector macho 10 pines, que se conecta a la mujer nanoconnector implantado en el cráneo, se suelda cables hembra 1,5 mm que están conectadas a una interfaz de 12 canales aislados bio-potencial pod. Esta vaina entonces está conectada por un cable de enlace serie a un módulo de comunicación digital (DCOM), convertido a digital que transfiere datos a una unidad de interfaz del adquisición señal (ACQ) que está conectado a una computadora de escritorio con software de adquisición de datos. Video se adquiere simultáneamente con una cámara de vídeo de red colocada fuera de y adyacente a la jaula. La cámara está relacionada con el ordenador a través de un poder sobre el interruptor inteligente de Ethernet. (C) representante rastros del típico EEG y ECG de señal los datos con los siguientes filtros aplicación: muesca de 60 Hz, 75 Hz baja y 0.3 Hz pasa-alto banda filtros para EEG; y un filtro de paso alto de 3-Hz para ECG. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 8. Análisis de las señales EEG. (A) traza de un EEG mostrando una convulsión espontánea representativa en un Kcna1–/– ratón. (B) parcela de las duraciones de tiempo de cada asimiento observado durante la sesión de grabación de 24-h en el Kcna1–/– ratón. Las barras corresponden a la media ± desviación estándar. (C) Peri-ictal espectrograma muestra la frecuencia y densidad de energía antes, durante y después del asimiento de representante. (D) comparación de la potencia relativa en cada banda de frecuencia de EEG durante los períodos previos y post-ictal revela un aumento en la energía relativa delta y disminuye en theta, alfa, beta y gamma potencia. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 9. Análisis de señales ECG. (A) muestra ECG rastro de una Kcna1–/– ratón que muestra ritmo sinusal normal anterior a un bloque de la conducción auriculoventricular, que se manifiesta como una onda P que no es seguida por un QRS complejo. Una onda P, complejo QRS e intervalo R-R están etiquetados para la referencia. (B) una parcela representativa de una serie de intervalos R-R obtenidos de la grabación de ECG de la Kcna1–/– ratón que muestra las fluctuaciones en el tiempo entre latidos. La línea roja muestra la baja frecuencia componentes de tendencia que haz quitados de la serie de intervalo R-R siguiendo robustos. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
| Saltado latidos cardíacos / h | Variabilidad del ritmo cardíaco (HRV) | |||||
| Dominio del tiempo | Dominio de la frecuencia | |||||
| RECURSOS HUMANOS | SDNN | RMSSD | LF | HF | Relación LF/HF | |
| (latidos/min) | (ms) | (ms) | (%) | (%) | ||
| 5.84 | 736.8 | 2.4 | 3.2 | 52.27 | 46.38 | 1.127 |
Tabla 1. Cuantificación de corazón saltado pulsaciones, frecuencia cardiaca (FC) y la variabilidad del ritmo cardíaco (HRV) en un Kcna1–/– ratón. Se dan las siguientes medidas de tiempo dominio de HRV: desviación estándar de los intervalos de latido a latido (SDNN) y la raíz cuadrada de la media de las diferencias sucesivas de latido a latido (RMSSD). En el dominio de la frecuencia, se muestran las siguientes medidas HRV: porcentaje de energía de baja frecuencia (LF %); porcentaje de energía de alta frecuencia (HF %); y la relación de potencia de baja frecuencia a la energía de alta frecuencia (ratio LF/HF).
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Discussion
Para obtener grabaciones de EEG ECG de alta calidad que están libres de artefactos, deben ser tomado todas las precauciones para evitar la degradación o aflojamiento de los cables y electrodos implantados. Como un implante cabeza de EEG se hace flojo, los contactos de cable con el cerebro degradan conduce a amplitudes de señal disminuida. Implantes sueltos o contactos de alambre pobre también pueden causar distorsión de las señales eléctricas, introduciendo los artefactos de movimiento y ruido de fondo a las grabaciones. Para evitar posibles aflojamiento del implante cabeza, aplique una cantidad generosa de cemento dental alrededor de la base del implante al cerrar la incisión de cuero cabelludo para asegurar adherencia y máxima resistencia. Debe tenerse cuidado para asegurar el retiro completo de la piel del cráneo, ya que restos de piel pueden causar inflamación posquirúrgica prematura y conduce a la hinchazón alrededor del implante implante de desprendimiento. Con el tiempo, los implantes de cabeza tienen el potencial para aflojar debido a la tensión asociada a enchufar y desenchufar del animal repetido. Por lo tanto, si es posible, trate de reducir al mínimo el número de veces que el animal está enchufado o desenchufado realizando grabaciones de larga duración única en lugar de múltiples grabaciones de corta duración. Otra fuente potencial de daños implante postquirúrgica y subsecuente lesión animal es contacto físico entre el implante y el wiretop en jaula hogar del animal. Para eliminar la necesidad de wiretops, alimentos, pastillas y gel hidratante pueden colocarse en el piso de la jaula. Por último, para mantener la integridad de los cables de ECG, manejo del animal debe reducirse, especialmente a lo largo de los lados del cuerpo donde corren los cables de ECG.
Además de la degradación de los contactos del implante o el alambre, otra complicación potencial de la configuración de grabación anclado es la posibilidad del animal de ser independiente (es decir, desconectado o desenlaza) durante un experimento que lleva a la pérdida de la señal. La separación puede ser especialmente problemática para los ratones que experimentan asimientos convulsivos severos con corriendo y saltando. Para minimizar la probabilidad de que el ratón convirtiéndose en destacado, optimizar la cantidad de holgura en el anclaje del cable. La mejor longitud del cable es normalmente un equilibrio entre proporcionar suficiente parafina para el animal a explorar todos los rincones de la jaula pero no tan poco que es innecesaria tensión en los cables que podrían promover el desprendimiento. En la determinación de la longitud del cable óptimo, asegúrese de que no hay tanta holgura que el ratón puede masticar fácilmente sobre el alambre, que puede conducir a pérdida de señal si el cable está roto. Utilizando electrodo nanoconnector implantes con al menos 10 hilos (es decir, pares de 10-pin/toma) también es importante para proporcionar estabilidad adicional a la conexión tethered, como nanoconnectors con menos de 10 cables tienden a desenganchar más con frecuencia. Para reducir la probabilidad de que el animal convirtiéndose en destacado, este protocolo puede modificarse fácilmente por conectar los cables de la cabeza del ratón a un conmutador de baja torsión suspendido sobre la sala de grabación. El conmutador funciona girando como se mueve el ratón para aliviar la acumulación de tensión torsional en el cable, evitando así el ratón de desconectar.
Una fuerza importante de este protocolo de video-EEG-ECG anclado es la capacidad de modificar el método para otras aplicaciones. Como se describe aquí, se utilizan solamente seis de los cables de diez electrodo disponibles. Sin embargo, los cuatro cables restantes podrían también ser implantados como un EEG de cuatro adicional conduce a proporcionar mejor resolución espacial de la actividad cerebral. Alternativamente, dos de los cables no utilizados podrían suturarse en los músculos del cuello para grabar el electromiograma (EMG), que proporciona una medida de actividad del músculo que en combinación con el EEG es importante para determinar el estado de sueño-vigilia. Otra modificación posible sería grabar el animal en una cámara de pletismografía del cuerpo entero que se modifica para dar cabida a la soga del alambre. En la pletismografía, cambios pequeños de presión asociada con la inspiración y expiración se convierten en formas de onda respiratorias. Por lo tanto, mediante la incorporación de pletismografía, es técnicamente posible lograr una grabación simultánea de vídeo, EEG, ECG, EMG y respiración, lo que representa una lectura de actividades comportamiento y cerebro, corazón, músculo y pulmón. Tales grabaciones fisiológico integral en vivo son imposibles en la telemetría sistemas de hoy en día que hace el método tethered describen aquí una herramienta especialmente poderosa para interrogación simultánea de múltiples Bioseñales en ratones.
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Disclosures
Los autores no tienen nada que revelar.
Acknowledgments
Este trabajo fue apoyado por los ciudadanos Unidos para la investigación en epilepsia (número 35489); los institutos nacionales de salud (concesión números R01NS100954, R01NS099188); y una Beca Postdoctoral de Malcolm Feist centro del Ciencias de la salud de la Universidad Estatal de Louisiana.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| VistaVision stereozoom dissecting microscope | VWR | ||
| Dolan-Jenner MI-150 microscopy illuminator, with ring light | VWR | MI-150RL | |
| CS Series scale | Ohaus | CS200 | for weighing animal |
| T/Pump professional | Stryker | recirculating water heat pad system | |
| Ideal Micro Drill | Roboz Surgical Instruments | RS-6300 | |
| Ideal Micro Drill Burr Set | Cell Point Scientific | 60-1000 | only need the 0.8-mm size |
| electric trimmer | Wahl | 9962 | mini clipper |
| tabletop vise | Eclipse Tools | PD-372 | PD-372 Mini-tabletop suction vise |
| fine scissors | Fine Science Tools | 14058-11 | ToughCut, Straight, Sharp/Sharp, 11.5 cm |
| Crile-Wood needle holder | Fine Science Tools | 12003-15 | Straight, Serrated, 15 cm, with lock - For applying wound clips |
| Dumont #7 forceps | Fine Science Tools | 11297-00 | Standard Tips, Curved, Dumostar, 11.5 cm |
| Adson forceps | Fine Science Tools | 11006-12 | Serrated, Straight, 12 cm |
| Olsen-Hegar needle holder with suture cutter | Fine Science Tools | 12002-12 | Straight, Serrated, 12 cm, with lock |
| scalpel handle #3 | Fine Science Tools | 10003-12 | |
| surgical blades #15 | Havel's | FHS15 | |
| 6-0 surgical suture | Unify | S-N618R13 | non-absorbable, monofilament, black |
| gauze sponges | Coviden | 2346 | 12 ply, 7.6 cm x 7.6 cm |
| cotton-tipped swabs | Constix | SC-9 | 15.2-cm total length |
| super glue | Loctite | LOC1364076 | gel control |
| Michel wound clips, 7.5mm | Kent Scientific | INS700750 | |
| polycarboxylate dental cement kit | Prime-dent | 010-036 | Type 1 fine grain |
| tuberculin syringe | BD | 309623 | |
| polyethylene tubing | Intramedic | 427431 | PE160, 1.143 mm (ID) x 1.575 mm (OD) |
| chlorhexidine | Sigma-Aldrich | C9394 | |
| ethanol | Sigma-Aldrich | E7023-500ML | |
| Puralube vet ointment | Dechra Veterinary Products | opthalamic eye ointment | |
| mouse anesthetic cocktail | Ketamine (80 mg/kg), Xylazine (10 mg/kg), and Acepromazine (1 mg/kg) | ||
| carprofen | Rimadyl (trade name) | ||
| HydroGel | ClearH20 | 70-01-5022 | hydrating gel; 56-g cups |
| Ponemah software | Data Sciences International | data acquisition and analysis software; version 5.2 or greater with Electrocardiogram Module | |
| 7700 Digital Signal conditioner | Data Sciences International | ||
| 12 Channel Isolated Bio-potential Pod | Data Sciences International | ||
| fish tank | Topfin | for use as recording chamber; 20.8 gallon aquarium; 40.8 cm (L) X 21.3 cm (W) X 25.5 cm (H) | |
| Digital Communication Module (DCOM) | Data Sciences International | 13-7715-70 | |
| 12 Channel Isolated Bio-potential Pod | Data Sciences International | 12-7770-BIO12 | |
| serial link cable | Data Sciences International | J03557-20 | connects DCOM to bio-potential pod |
| Acquisition Interface (ACQ-7700USB) | Data Sciences International | PNM-P3P-7002 | |
| network video camera | Axis Communications | P1343, day/night capability | |
| 8-Port Gigabit Smart Switch | Cisco | SG200-08 | 8-port gigabit ethernet swith with 4 power over ethernet supported ports (Cisco Small Business 200 Series) |
| 10-pin male nanoconnector with guide post hole | Omnetics | NPS-10-WD-30.0-C-G | electrode for implantation on the mouse head |
| 10-socket female nanoconnector with guide post | Omnetics | NSS-10-WD-2.0-C-G | connector for electrode implant |
| 1.5-mm female touchproof connector cables | PlasticsOne | 441 | 1 signal, gold-plated; for connecting the wiring from the head-mount implant to the bio-potential pod |
| soldering iron | Weller | WESD51 BUNDLE | digital soldering station |
| solder | Bernzomatic | 327797 | lead free, silver bearing, acid flux core solder |
| heat shrink tubing | URBEST | collection of tubing with 1.5- to 10-mm internal diameters | |
| heat gun | Dewalt | D26960 | |
| mounting tape (double-sided) | 3M Scotch | MMM114 | 114/DC Heavy Duty Mounting Tape, 2.54 cm x 1.27 m |
| desktop computer | Dell | recommended minimum requirements: 3rd Gen Intel Core i7-3770 processor with HD4000 graphics; 4 GB RAM, 1 GB AMD Radeon HD 7570 video card; 1 TB hard drive; Windows 7 OS | |
| permanent marker | Sharpie | 37001 | black color, ultra fine point |
| toothpicks | for mixing and applying the polycarboxylate dental cement | ||
| LabChart Pro software | ADInstruments | power spectrum software; version 8.1.3 or greater | |
| Kubios HRV software | Univ. of Eastern Finland | HRV analysis software; version 2.2 | |
| Notepad | Microsoft | simple text editor software |
References
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