Summary
In Situ bioindikationen ermöglichen die Feststellung der Eignung einer Umgebung für vom Aussterben bedrohte Muschel-Arten. Wir beschreiben zwei Methoden basieren auf der juvenilen Exposition von Süßwasser Perle Miesmuscheln in Käfigen an oligotrophen Fluss Lebensräume. Beide Methoden werden in Varianten für open Water und Hyporheic Wasser Umgebungen implementiert.
Abstract
Kenntnis der Lebensraum Eignung für Süßwassermuscheln ist ein wichtiger Schritt bei der Erhaltung dieser vom Aussterben bedrohten Arten-Gruppe. Wir beschreiben ein Protokoll für die Durchführung von in Situ juvenile expositionstests innerhalb oligotrophen Flussgebieten über einen Monat und drei-Monats-Zeiträume. Zwei Methoden (in beiden Modifikationen) werden vorgestellt, um die juvenile Wachstum und Überleben Rate zu bewerten. Die Methoden und die Änderungen unterscheiden sich in der Ortschaft Bioindikation Preis-Leistungs und jeder hat seine Vorteile sowie Einschränkungen. Die sandigen Käfig-Methode arbeitet mit einer großen Menge von Individuen, aber sind nur einige der Personen gemessen und die Ergebnisse sind in der Masse ausgewertet. In der Mesh-Käfig-Methode die Einzelpersonen werden gehalten und separat gemessen, aber individuelle nur wenige wird ausgewertet. Die Freiwasser-Exposition-Modifikation ist relativ einfach anzuwenden; Es zeigt die juvenile Wachstumspotenzial von Websites und kann auch für Wasser-Toxizitätstests wirksam sein. Im Bett Exposition Änderung braucht einen hohen Arbeitsbelastung aber näher an die Bedingungen der juvenilen Natur und es ist besser für die Berichterstattung der wirklichen Eignung der Ortschaften. Auf der anderen Seite sind mehr Wiederholungen in diese Änderung aufgrund seiner hohen-Hyporheic Umwelt Variabilität erforderlich.
Introduction
Die Belichtung des experimentellen Organismen in Situ mit der anschließenden Bewertung ihres Zustandes ist ein möglicher Weg, um Informationen über die Umweltqualität und (vor allem) die Eignung für eine Art. In Tiere gilt solche Bioindikation in erster Linie für kleine Wirbellose Tiere, die in der Lage, in einem begrenzten umgrenzten Raum zu leben. Jungen Stadien der Muscheln (Bivalvia) sind eine solche geeigneten Organismus Gruppe1.
Muscheln der Familie Unionidae sind ein sehr wichtiger Bestandteil der aquatischen Ökosysteme2. Allerdings sind diese Arten oft kritisch gefährdet, vor allem in Bächen und Flüssen. Einige von ihnen werden als "Umbrella-Arten" deren Erhaltung ist eng verwandt mit der Erhaltung des ganzen Stream Biotops und die erfordern ein umfassender Ansatz3charakterisiert. Diese Tiere haben einen Lebenszyklus verbunden mit vielen Umwelt-Komponenten aus Wasser Chemie4,5 auf Veränderungen in der Bevölkerung der Fische, die als Muschel Larven Gastgeber6dienen. Da Muschel Jugendliche oft eine kritische Phase des Lebenszyklus Muschel Standorteignung für ihre Entwicklung zu diesem Zeitpunkt ist entscheidend für eine erfolgreiche Spezies Bevölkerungsentwicklung in einer Ortschaft stellen.
Die Süßwasser Perle Muschel (FWPM, Margaritifera Margaritifera; Unionida, Bivalvia) ist eine vom Aussterben bedrohte zweischaligen Auftritt in oligotrophen Europäischen strömen. Ihre Zahlen sind drastisch gefallen, während der 20Jahrhundert über den Bereich auftreten . Es scheint, dass der aktuelle Rückgang der Reproduktion der Arten in der Mehrzahl der zentralen europäischen Bevölkerungen in erster Linie durch sehr niedrig für NULL Überleben der Jungtiere in den ersten Jahren ihres Lebens verursacht wird. Es wird angenommen, dass juvenile FWPMs seit vielen Jahren in der flachen Hyporheic Zone7 Leben, von denen die Bedingungen und ihre Variabilität noch nicht gut beschrieben sind. Darüber hinaus haben bis zum zweiten Lebensjahr die Jungvögel nur eine Dimension von bis zu etwa 1 mm, so dass sie sehr schwierig, große Mengen an Sediment unter natürlichen Bedingungen8zu finden sind. Deshalb sind Experimente mit Gefangenen Jungtiere notwendig für das Studium der ihre Ökologie.
Innerhalb der Tschechischen Aktionsplan für Süßwasser Perle Muschel9gibt es Tausende von Jugendlichen steigen jedes Jahr an ein naturnaher Zuchtprogramm. Dennoch gibt es eine Frage der Ortschaften und Lebensräume für erfolgreiche Bevölkerung Unterstützung durch diese Jungtiere geeignet oder für eventuelle Arten Wiedereinführung sind. In Situ bioindikationen präsentieren eine Möglichkeit die Antwort zu finden.
Trotz der Tatsache, dass inkonsistente Überlebensraten von juvenilen Miesmuscheln in Exposition Käfigen in einigen früheren Werken beobachtet wurden, die die Eignung der juvenilen Miesmuscheln als Bioindikatoren10hinterfragt, mehrere aktuelle Studien belegen die Anwendbarkeit der juvenilen Belichtungsmethoden für Wasserqualität testen11,12,13. Darüber hinaus wurde nachgewiesen, dass mehrere Faktoren müssen bei der Interpretation der Ergebnisse dieser bestimmten Studien, wie die Lager Herkunft14 und die anhaltenden Auswirkungen der Larven Bedingungen15berücksichtigt werden.
Es stellt sich die Frage, wie experimentelle Jungtiere in getesteten Ortschaften zu installieren und wie Sie am effektivsten ihre Bedingung ausgewertet werden soll. Die erste rigorose Anwendung der in Situ Belichtungsmethoden mit juvenilen FWPMs wurde von Buddensiek16veröffentlicht. Juvenile FWPM Individuen in Blatt Käfigen gehalten wurden, in das frei fließende Wasser der Bäche, ausgesetzt und ihr Überleben und Wachstum wurden nach einigen Wochen der Exposition quantifiziert. Das Konzept wurde ursprünglich als ein semi-künstliche Zucht-Methode entwickelt, aber der Autor auch seine Eignung für die Beurteilung der Ansprüche an den Lebensraum und die Wasserqualität hervorgehoben. Obwohl das FWPM juvenile Überleben ist natürlich sehr niedrig auf einer Skala von Monaten/Jahren und nur eine sehr kleine Anzahl von Tieren kann werden überleben, die Überlebensrate ein guter Marker der Umwelteffekt auf einer Skala von mehreren Wochen16. Jahrelange Forschung entstanden Belichtungsmethoden weiter halten experimentelle juvenile Muschel in-Stream Lebensräume und deren Wachstum und Überleben Rate zu bewerten; Dazu zählen sandigen Feldern17, Muschel-Silos basierend auf einen Auftrieb Prinzip18, und verschiedene andere Belichtung Käfige (zusammengefasst von Kaugummi und Kollegen)11. Weil Jugendliche natürlich in seichten Hyporheic Zone7auftreten, ist die Anwendung der experimentellen Geräte innerhalb Stream unten sehr wünschenswert.
In unserem Artikel beschreiben wir die Verwendung von zwei Belichtungsgeräte für FWPMs: ich) geändert Buddensiek Blatt Käfige ("Netz-Käfige") ermöglichen auch Bioindikation testen unter Hyporheal Bedingungen; und Ii) Hruška sandigen Feldern ("sandigen Käfige"). Das Protokoll beschreibt die Anwendung beider Methoden im offenen Wasser und Hyporheic Bedingungen (d. h.vier Varianten der Exposition sind beschrieben). Die Methoden wurden allmählich geändert und in mehr als 15 Jahren der Anwendung innerhalb der Tschechischen Aktionsplan für Süßwasser Perle Muschel9 erweitert und durch eine Reihe von Experimenten verifiziert.
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Protocol
(1) Mesh-Käfig
Hinweis: Siehe Abbildung 1.
- Material vorbereiten
- Bereiten Sie das Material für die Labor-Teil des Experiments: ~ 1-2 Liter des Flusses Wasser pro Netz Käfig, Gitter Käfige (1 Grundkörper aus Kunststoff, 2 Kunststoff-Abdeckungen, 2 Blatt besondere technische Siebe mit 340 µm-Poren, 4 Schrauben und 4 Muttern pro Käfig), Zange , einen Schraubenschlüssel, Pasteur Pipetten, ein Sieb, eine Digitalkamera, ein Trinocular sezieren Zoom-Stereomikroskop, eine Kalibrierung Raster (Mikroskop Ausrüstung), 5 Petrischalen von 50 mm Durchmesser, Bechergläser, 2 Plastikschalen (~ 25 x 15 cm x 3 - 5 cm), und einer Kunststoff-Box.
- Um die Hyporheal-Installation durchführen zu können, bereiten Sie ein Gummischlauch und ein 100-µm-Poren-Netz und eine Spritzflasche. Die Konstruktion des Gerätes finden Sie unter ergänzende Datei 1: s. 1. Mesh-Käfige Bau.
- Montieren Sie den Boden und zentraler Bestandteil der Netz-Käfige. Montieren Sie den Teil des Käfigs, die die Individuen enthält. Setzen Sie eine Kunststoff-Abdeckung zuerst, dann durch ein Sieb ein Blatt des Plastiks, und schließlich die wichtigsten Körper an der Spitze. Verwenden Sie die vier Schrauben um zu sichern.
- Biologisches Material vorbereiten
- Setzen Sie den Netz-Käfig in die Plastikschale mit Flusswasser. Stellen Sie sicher, dass die Kammern halbvoll sind. Die FWPM Jungtiere zu nehmen (siehe ergänzende Datei 1: S.6. Biologisches Material) der wärmegedämmt Box aus und legen Sie sie in der Petrischale.
Hinweis: Sicherstellen Sie, dass plötzliche Temperaturschwankungen ~ 2 ° c nicht überschreiten - Mit einer Spritzflasche und Sieb, Sichten Sie die Jungtiere, die Detritus zu löschen.
- Setzen Sie den Netz-Käfig in die Plastikschale mit Flusswasser. Stellen Sie sicher, dass die Kammern halbvoll sind. Die FWPM Jungtiere zu nehmen (siehe ergänzende Datei 1: S.6. Biologisches Material) der wärmegedämmt Box aus und legen Sie sie in der Petrischale.
- Richten Sie das Mikroskop und Kamera. Führen Sie eine Kalibrierung der Instrumente (siehe ergänzende Datei1: S. 5. " Mikroskop und Phototechnics). Legen Sie eine Petrischale mit ein wenig Wasser unter die Lupe genommen.
- Setzen Sie die Jungtiere in Käfige (experimentelle Laborarbeit)
- Verwenden Sie eine Pasteurpipette ein Individuum aus einer Petrischale entfernen und legen Sie es vorsichtig in der Petrischale unter die Lupe genommen.
- Überprüfen Sie die individuelle Fitness durch einen Blick in das Okular (~ 40 X Vergrößerung).
Hinweis: "Gut" Fitness bedeutet, dass der einzelne bewegt, dreht sich von Seite zu Seite schiebt der Fuß aus der Shell, etc. entfernen tot oder geringer Fitness Individuen mit einer Pasteur pipette und legen Sie sie in einer separaten Petrischale (FWPM Jugendliche mit einer geöffneten Shell, keine Bewegung, der Fuß nicht herausgezogen wird, eine fragmentierte Shell, Jugendliche, die unkontrolliert im Wasser schweben, eine sichtbare Zersetzung der Schale, teilweise Entkalkung). - Nehmen Sie zwei Fotos von einem FWPM individuelle zeigt gute Fitness mit einer Konstante Vergrößerung von ~ 80 X. Siehe ergänzende Datei 1: S.5. Mikroskop und Phototechnics. Speichern Sie die Fotos.
Hinweis: Für eine gute Messung seiner Länge, muss die Jugendkriminalität in Längsrichtung (Seitenansicht) verlegt werden. Das Hauptziel ist es, qualitativ hochwertige maximale Mantellänge gut genug, um eine Bildanalyse danach ermöglichen fotografieren. - Legen Sie die Jugendkriminalität in der entsprechenden Kammer in den Käfig, sobald die Bilder aufgenommen wurden. Notieren Sie die Nummern der Bilder und der Kammer.
- Wiederholen Sie diesen Schritt mit jedem einzelnen für die verwendeten Kammern in den Netz-Käfig.
Hinweis: siehe ergänzende Datei 1: s. 1. Mesh-Käfige Bau. - Haben die verwendeten Kammern Perle Miesmuscheln, setzen Sie das Kunststoff-Sieb auf dem Käfig, dann sanft setzen Sie die Plastikabdeckung auf und sichern Sie alle Teile zusammen mit den Nüssen zu.
- Bei einer Anlage in einer Hyporheic Zone durchlaufen eines die Schlauchenden einer der Kammern und fixieren Sie es in dieser Position, dann nehmen Sie das verstopfungsfreie Netz und binden Sie sie auf das untere Ende (siehe ergänzende Datei 1: s. 1. Mesh-Käfige Bau).
- Geschäft Jugendliche
- Setzen Sie den Käfig in der Kunststoff-Box mit dem Flusswasser, so dass die Jungtiere sind komplett eingetaucht, und halten Sie es in der Thermobox. Lassen Sie vor der Installation die Jungtiere, die Anpassung an die in Situ Fluss Wassertemperatur am Ort der Installation (allmähliche Abkühlung, max. 5 ° C in 24 h).
- Netz-Käfige zu installieren
- Temperatur-Datenlogger Feld, bereiten das Feld Material einschließlich der Netz-Käfige mit Stahlspitzen, Schrauben und Metall Nüsse, die Jungtiere, einen Strich durch (siehe Tabelle der Werkstoffe und zusätzliche Datei 1: 4.2. Wasser Messung), ein String, eine Kamera, das Feld Protokoll, einen Hammer und ein Spaten.
- Transportieren Sie die FWPM Jungtiere auf der Website in ein Feld Thermobox (isolierte Kiste), eine stabile Wassertemperatur mit Variationen < ~ 2 ° c zu halten Setzen Sie die Thermobox mit Mesh-Käfige in den Fluss auf der Website, die Jungtiere an die lokalen Umweltbedingungen (pH-Wert, Leitfähigkeit usw.)anpassen zu lassen.
- Installieren Sie den Netz-Käfig.
- Entfernen Sie den Netz-Käfig aus Feld Thermobox. Mit zwei Stahlspitzen und befestigen Sie die Feld-Datenlogger. Verankern Sie den Käfig in einen Lebensraum mit typischen Bedingungen für FWPMs im Untersuchungsgebiet (z.B.am Rand der Hauptstrom Strömung, nicht im direkten Wasserfluss nicht in stehenden Gewässern, nicht im direkten Sonnenlicht).
- Beheben Sie für offenes Wasser, mit einem Paar von Stahlspitzen den Käfig auf Grund des Flusses; Legen Sie sie auf ihrer Seite und die Ebene mit der Gewässersohle nachgelagerten in einem Winkel von 45° zu den Fluss in Richtung der Mitte des Flusses. Die untere horizontale Kante sollte ca. 10-15 cm über der Bodenfläche Fluss. Halten Sie einen Mindestabstand von 2 m zwischen jeder Käfig an einer Stelle (siehe ergänzende Datei 1: s. 4. Käfige Wartung).
- Graben Sie für die Hyporheic Zone die Käfige in die Gewässersohle senkrecht Landschaft Lage, senkrecht zum Strom des Wassers, so dass die obere horizontale Kante des Käfigs parallel zu der Fluss Bodenfläche ist und die Kammern sich an der Hyporheic befinden Tiefe, die getestet werden sollen. Nehmen Sie das obere Ende der Schlauch über der Bodenfläche für die Möglichkeit, Wasser-Probenahme während des Experiments (siehe ergänzende Datei 1: 4.2. Wasser Messung).
Hinweis: Es wird empfohlen, regelmäßige Kontrollen und Wartung auf den Käfigen durchzuführen (siehe ergänzende Datei 1: S. 4. Käfige Wartung).
- Entfernen Sie den Netz-Käfig aus Feld Thermobox. Mit zwei Stahlspitzen und befestigen Sie die Feld-Datenlogger. Verankern Sie den Käfig in einen Lebensraum mit typischen Bedingungen für FWPMs im Untersuchungsgebiet (z.B.am Rand der Hauptstrom Strömung, nicht im direkten Wasserfluss nicht in stehenden Gewässern, nicht im direkten Sonnenlicht).
- Deinstallieren Sie die Käfige und transportieren Sie die Jungtiere nach der Exposition zu. Dafür die Käfige aus dem Wasser ziehen, klar sie feine Sedimente sowie ab driftete Material und steckte sie in das Feld Thermobox mit Flusswasser gefüllt. Die Käfige sofort ins Labor zu transportieren und die Sterblichkeit und Wachstum Rate Auswertung starten.
Hinweis: Siehe ergänzende Datei 1: § 3. Expositionsdauer. Bei einer Temperaturdifferenz von mehr als 5 ° C zwischen den Käfigen und Laborumgebung ist es zunächst erforderlich, die Temperatur ausgleichen zu lassen. - Das Experiment durch die Überprüfung der LifeFitness jeden Jugendlichen zu bewerten (siehe Schritte 1.5.2 und 1.5.3) und nehmen Sie 2 Bilder von jedem Leben Jugendlicher in einer Petrischale mit einer Konstante Vergrößerung von ~ 80 X. Notieren Sie die Fitness und die Anzahl der Bilder und Kammern.
- Füllen Sie das Experiment (Common zu allen Methoden)
- Führen Sie die Messungen in Bildanalyse-Software. Bildanalyse-Software für den Körper Größenbestimmung von jedem ausgewerteten Juvenile auf beide Bilder (Schritt 1.5.3) und die Ausgabe von Bildern (Schritt 1,9) verwenden. Nutzung die maximale gesamte Mantellänge aufgezeichnet in beiden Fotografien als Körper Größenwerte in Eingang und Ausgang.
- Legen Sie die gemessenen Werte in der Tabelle-Prozessor und berechnen Sie die Schrittweite (%) für jeden Überlebenden juvenile zu.
- Die Überlebensrate (%) pro Netz Käfig über das Verhältnis der Anzahl der Überlebenden Individuen für alle experimentellen Personen im Netz Käfig zu schätzen.
Hinweis: Nach dem Experiment zurück die Überlebenden das Zuchtprogramm
(siehe ergänzende Datei 1: S.6. Biologisches Material).
(2) Sandy Cage
Hinweis: Siehe Abbildung 2.
- Material vorbereiten
- Bereiten Sie das Material für die Labor-Teil des Experiments: 2 Petrischalen (Durchmesser ~8.5 cm), Pasteur-Pipetten, ein Sieb, 25 L von Flusswasser, ein Kunststoff-Box, Siebe (Netz Größe 1 und 2 mm), einer großen Kunststoff-Box (25 L), einem sandigen Käfig (siehe ergänzende Datei 1 : S. 2. Sandy Käfige Bau), eine Digitalkamera, einem Trinocular sezieren Zoom-Stereomikroskop, eine Kalibrierung Raster (Mikroskop Ausrüstung), sortiert Flusssand aus dem Untersuchungsgebiet (siehe Punkt 2.1.3), und das Protokoll. Siehe Tabelle der Werkstoffe und zusätzliche Datei 1: S. 2. Sandy Käfige Bau.
- Bereiten Sie das Material für die Isolation-Prozess: Runde Behälter (1 für jeden Käfig plus 1 extra), 2 Petrischalen (Durchmesser ~ 14 cm), einer Pasteurpipette, Lupen und 1 L Wasser.
- Ein 2-mm-Sieb Sichten Sie der Flusssand und dann durch ein 1 mm Sieb zu einer Korngröße von 1-2 mm. Trocknen Sie Sand und speichern Sie es in eine trockene Form bis erforderlich.
- Die Jungtiere zu nehmen (siehe ergänzende Datei 1: S.6. Biologisches Material) aus der Thermobox und steckte sie in die Petrischale. Mit einer Spritzflasche und Sieb, Sichten Sie die Jungtiere, die Detritus zu löschen.
- Richten Sie das Mikroskop und Kamera (siehe ergänzende Datei 1: S.5. " Mikroskop und Phototechnics).
- Genommen Sie Jugendliche in Käfigen (experimentelle Laborarbeit)
- Legen Sie den sandigen Käfig in Kunststoff-Box. Die sortierten Sand streuen (siehe Schritt 2.1.3) bis zu einem Drittel der Höhe des sandigen Käfig. Gießen Sie Wasser in die Box. Sicherstellen Sie, dass die Sandoberfläche ca. 10 mm unterhalb des Wasserspiegels. Legen Sie den sandigen Käfig in Feld 25 L von Flusswasser und setzen Sie es auf die gleiche Temperatur wie die juvenile FWPMs (siehe ergänzende Datei 1: S.6.2. Lagerung des biologischen Materials) für 12 Std. Sonnenbestrahlung des Sandes zu vermeiden.
- Nehmen Sie die Petrischale mit vorbereiteten FWPM Jungtiere.
- Überprüfen Sie die Individuen Fitness durch einen Blick in das Okular (siehe Schritt 1.5.2).
- Durchzuführen Sie die fotografische Dokumentation wie folgt. Nehmen Sie ein Bild aller Individuen entdeckt (siehe Punkt 1.5.3) und wählen Sie 10 der größten Individuen. Alternativ machen Sie Fotos von alle Jungtiere zusammen mit geringer Vergrößerung (~ 40 X) für eine Bulk-Bewertung und wählen Sie die 10 größten Individuen. Speichern Sie die Fotos und notieren Sie ihre Zahlen.
- Verschieben Sie mithilfe einer Spritzflasche FWPM Jungtiere in den vorbereiteten sandigen Käfig.
- Geschäft Jugendliche
- Die großen Kunststoff-Box mit Flusswasser den Käfig gesteckt, so dass der Käfig vollständig eingetaucht ist, und halten Sie es in der Thermobox. Lassen Sie die Jungtiere in Situ Fluss die Temperatur des Wassers (allmähliche Abkühlung, max. 5 ° C für 24 h) vor der Installation anzupassen.
- Sandigen Käfige zu installieren
- Bereiten das Material für die Installation vor Ort: sandige Käfige, eine ~ 25-L-Feld Thermobox, einen flachen Stein (minimal 1 kg Gewicht), ein Netz (Mesh Größe 10 x 10 mm), eine Spritzflasche, Feld-Temperatur-Datenlogger (siehe Tabelle der Werkstoffe und zusätzliche Datei 1: S.4.2. Wasser Messung), einem Spaten und das Feld Protokoll.
- Die Käfige mit den Jugendlichen auf der Website in das Feld Thermobox, halten eine stabile Wassertemperatur (~ 2 ° C ändern) zu transportieren. Setzen Sie das Feld Thermobox mit sandigen Käfige in den Fluß auf der Wiese, die FWPM Jungtiere an die lokalen Umweltbedingungen (pH-Wert, Leitfähigkeit usw.)anpassen zu lassen.
- Installieren Sie die sandigen Käfige in Lebensräume mit typischen Bedingungen für FWPMs (z.B.am Rand der Hauptstrom Strömung in einem Mäander, nicht in direkter Wasser-Strömung, nicht in stehenden Gewässern, nicht im direkten Sonnenlicht).
- Befestigen Sie für Freiwasser die sandigen Käfige auf einen flachen Stein mit einem Netz und legen Sie es auf Grund des Flusses. Stellen Sie sicher, dass die größere Seite des Käfigs einen Winkel von 45° mit dem Strom schwimmen bildet.
- Graben Sie für Hyporheal die Käfige in die Gewässersohle senkrecht auf die Strömung des Wassers, so dass der Käfig Deckel mit der Fluss Bodenfläche ist.
Hinweis: Es wird empfohlen, regelmäßige Kontrollen und Wartung auf den Käfigen durchzuführen (siehe ergänzende Datei 1: S. 4. 1. Kontrollen vor Ort).
- Käfige und Transport Jugendliche nach der Exposition zu deinstallieren
Hinweis: siehe ergänzende Datei 1: § 3. Expositionsdauer.- Die Käfige aus dem Wasser ziehen, klar sie driftete Material und steckte sie in das Feld Thermobox mit Flusswasser gefüllt.
- Die Käfige ins Labor transportieren und die Sterblichkeit und Wachstum Rate Auswertung starten.
Hinweis: Bei einer Temperaturdifferenz von mehr als 5 ° C zwischen den Käfigen und Laborumgebung ist es notwendig, damit die Temperaturen auszugleichen.
- Separate FWPM Jungtiere aus sand
- Bereiten Sie einen runden Behälter mit einer Wassertiefe von 50 mm (separat für jeden Käfig) und eine extra Runde Behälter. Übertragen Sie den Sand aus dem Käfig in den runden Behälter. Verwenden Sie eine wirbelnde Bewegung, um die leichteren Teilchen in einen extra Behälter auswaschen.
- Probieren Sie den Inhalt von diesem Container allmählich und Jugendliche schrittweise mit einer Pasteurpipette und eine Lupe suchen. Setzen Sie die Jungtiere in der Petrischale mit der Pasteurpipette. Wiederholen Sie diesen Schritt, bis der letzte Jugendliche gefunden worden ist und dann noch 10 X nach der ersten negativen Befund. Nach jedem Waschschritt sauberen Flusswasser Hinzufügen des ursprünglichen Behälters mit Sand.
Hinweis: Vor allem nach dem ersten Auswaschen, richtig prüfen Sie den Inhalt und reinigen Sie Ballast wie feine Sedimente und andere alluvionen.
- Auswerten des Experiments
- Überprüfen Sie die Eignung jeder Jugendliche (siehe Schritte 2.4.3 und 1.5.2) und die Anzahl der Überlebenden.
- Nehmen Sie ein Bild (siehe Schritt 2.4.4.) jedes einzelnen getrennt, obwohl dies bedeutet es gibt keine klarer Identität jedes einzelnen. Alternativ Lose Fotos und wählen Sie eine Teilmenge der 10 besten gewachsenen Personen aus den Endergebnissen.
Hinweis: Beide Möglichkeiten haben einen ähnlichen Berichterstattungen Wert. Möglichkeit 1 hat eine Beschränkung von einem höheren Arbeitsaufwand, sondern auch der Nutzen der höchsten Foto-Vergrößerung und damit auch höhere Genauigkeit.
- Füllen Sie das experiment
- Durchführen Sie Messungen in Bildanalyse-Software. Führen Sie das Experiment, wie getan in den Netz-Käfigen (siehe Schritt 1.10) mit folgender Ausnahme: Bewerten Sie die Wachstumsrate (%) nicht jedes Jugendlichen aber bewerten die Gruppe als Ganzes in den sandigen Käfig-Experiment.
Hinweis: Nach dem Experiment sollten die Überlebenden auf das Zuchtprogramm zurückgegeben werden
(siehe ergänzende Datei S.6.1. SELection von biologischem Material).
- Durchführen Sie Messungen in Bildanalyse-Software. Führen Sie das Experiment, wie getan in den Netz-Käfigen (siehe Schritt 1.10) mit folgender Ausnahme: Bewerten Sie die Wachstumsrate (%) nicht jedes Jugendlichen aber bewerten die Gruppe als Ganzes in den sandigen Käfig-Experiment.
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Representative Results
Die vier Bioindikation Methoden (Freiwasser sandigen Käfige, sandigen Käfige im Bett, öffnen Wasser Netz Käfige und Gitter Käfige im Bett) wurden eingesetzt, um die Umwelt-Zustand-Eignung für FWPMs in der oberen Vltava River Basin (Böhmerwald, Tschechisch untersuchen (Republik). Dieser Fluss stellt FWPM passives Ort in Zentral Europa19. Hier präsentieren wir Ihnen eine ausgesuchte Gruppe von Ergebnissen illustriert die wichtigsten Aspekte der vier Methoden. Weitere Einzelheiten werden in einer umfassenden Studie von Černá Et Al. beschrieben. 13.
Die Flussumwelt wurde auf zwei Ebenen untersucht:
(I) eine longitudinale Fluss Profil war vertreten durch Hauptstrom Ortschaften (Seiten A - E) und Nebenflüsse der verschiedenen Verschmutzung inszeniert (Standorte, R und V). Die Ortschaften wurden sowohl von sandigen Käfige Gitter Käfige installiert in frei fließenden Wasser getestet. Darüber hinaus wurde eine Kies-Hyporheic-Zone im Bett getestet Sandy Käfige in Ortschaften, B, C und D.
(II) eine Hyporheic Umgebung wurde in der ausgewählten Ortschaft C. getestet. Die Eignung der verschiedenen Substraten (Sand, Kies, Steinen) wurde von innerhalb-Bett Gitter Käfige getestet.
Die Wachstumsrate und die Überlebensrate von > 1-jährige Jugendliche (siehe ergänzende Datei 1: S.6. Biologisches Material) getestet wurden. Das Experiment wurde im Sommer 2014 in vollem Umfang durchgeführt und wurde wiederholt zu einem kleineren Teil an einigen Orten im Sommer 2015. In Ebene (I), 2-6 Sandy Käfige mit einem Minimum von 100 Jugendlichen und 6 (2014) oder 4 (2015) Gitter Käfige mit 6 Jungtiere wurden an jeder Stelle getestet, indem die geeignete Methode angewendet. In Level (II) wurden 7 Maschen Käfige mit 6 Jugendliche in jeder getesteten Umgebung installiert. Die Belichtungszeit war einen Monat für die Netz-Käfige und drei Monate für die sandigen Käfige.
Die statistische Analyse wurde in R, Version 3.1.020durchgeführt. Kruskal-Wallis, Kruskal-Nemenyi und Wilcoxon-Mann-Whitney-Tests wurden verwendet. Für Daten mit einer Normalverteilung lineare oder quadratische Regression erfolgte.
Die Ortschaften können klar unterschieden werden basierend auf die Wachstumsrate in den Freiwasser-Netz-Käfigen trotz der hohen im-Käfig-Variabilität, auch in verschiedenen Wachstum günstigen Zeiten (Abbildung 3). In der günstigeren Wachstum Ausstellung im Jahr 2015 (Wachstumsrate 19,3-41,8 %) wurde ein signifikanter Trend in das Längsprofil entdeckt wo die Wachstumsrate nachgelagerten (Kruskal-Wallis-Test, p < 0,001) erhöht. Wichtig ist, war die Überlebensrate gleichwertig hoch in beiden Jahreszeiten (von 83 %) (Abb. 4A).
Auf der anderen Seite zeigten die Freiwasser sandigen Käfige einen anderen Trend zwischen den Hauptstrom Ortschaften im Jahr 2014: die Wachstumsrate stieg flussabwärts von Lokalität eine (52 %) durch den mittleren Ort C (153 %) und danach erst wieder im Ort E (46 %) gesunken (eine quadratische Regression der absoluten Werte: R2adj = 0,77, F2,13 = 25.66, d.f. = 16, p < 0,001). Dieser Trend bestätigte sich auch im Jahr 2015, wenn die größte Wachstumsrate in der nahen Ortschaft C wieder aufgenommen wurde. Auch unterscheiden die absolute Wachstum Rate Werte nicht viel zwischen 2014 und 2015. Auf der anderen Seite unterschieden sich die Überlebensrate zwischen den Jahren, im Jahr 2015 (von 48 % auf 72 %) als im Jahr 2014 (ca. 25 %) viel höher als (Abbildung 4 b).
Ein Effekt von zwei unterschiedlichen Belichtungsmethoden ist auch deutlich sichtbar in der verschmutzten Nebenfluss (Ort V). Die sandigen Käfige, die hier in den drei Monaten ausgesetzt zeigte 0 % überleben, während eine 83 % Überlebensrate mit einigen Wachstum durch offene Gitter Käfige Wassereinwirkung hier in den 30 Tagen aufgezeichnet wurde.
Ergebnisse vom innerhalb der Bett sandigen Käfige veranschaulichen unterschiedliche Bedingungen in der Hyporheic Umgebung im Vergleich zu offenen Wasser in den jeweiligen Ortschaften. Die Wachstumsrate lag immer in den Hyporheal Standorten als im offenen Wasser, und die Überlebensrate war viel variabler (von fast 50 % auf 0 %, Abbildung 4 b).
Eine Studie von Hyporheic Mikrohabitaten mit im Bett Gitter Käfige zeigte einen signifikanten Effekt der die Substratzusammensetzung auf juvenile überleben. Die besten Bedingungen wurden vom Sauerstoff gesättigt steinigen Boden (Überlebensrate nahezu 100 %) während das Schlimmste (ein < 40 % Überlebensrate) in schlecht versorgtes Sand angegeben wurden, wo eine sehr hohe Variabilität zu überleben wurde auch erkannt. Hyporheic Wasser Sauerstoffversorgung, die immer wieder während des Tests gemessen wurde, erklärt dieser Trend (Abbildung 5).
Abbildung 1: Bioindikation Masche Käfig mit einzelkammern. Weitere Einzelheiten siehe ergänzende Datei 1 . Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
Abbildung 2: Bioindikation sandigen Käfig. Siehe zusätzliche Datei 1 für weitere Details. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
Abbildung 3. Individuelle Variabilität in juvenile Wachstumsrate erfassten Freiwasser Gitter Käfige in Ortschaften B und E in zwei Jahreszeiten. Die Mittel und Standardabweichung werden für jede Masche Käfig beschrieben. Die Werte basieren auf der Messung von 6 Jungfische (oder 4-5 Jungtiere wenn die Sterbeziffer > 0 %) in jeder Masche Käfig.
Abbildung 4. Beispielergebnisse aus einem Feld Bioindikation experimentieren mit Mesh und Sandy Käfigen. (A) dieses Panel zeigt Beispielergebnisse aus einem Feldexperiment Bioindikation mit Gitter Käfige. Getestet wurden insgesamt 6 Ortschaften (B, C, D, E, R und V) in das Einzugsgebiet der Moldau auf 2 verschiedenen Gelegenheiten (in 2014 und 2015). Die Belichtungszeit betrug 30 Tage während der Sommersaison. Die Ortschaften B - E dar (in Reihenfolge) Längsprofil ein ca. 20 km Strecke von dem Fluss main-Stream. Ortschaften, R und V stehen für Profile 2 Nebenflüsse. Hauptstädten Markieren der gleichen Stelle im Bedienfeld "(A) und (B). Alle Ortschaften wurden mit Freiwasser Gitter Käfige getestet. Darüber hinaus Ortschaft C wurde auch getestet, mit im Bett Gitter Käfige in 3 verschiedenen Ausführungen des Flussbettes installiert (Cs = Sand, Cg = Kies, Cst = Steinen) im Jahr 2014. Die Käfige wurden in 4-7 Wiederholungen an jedem Standort installiert. 6 Süßwasser Perle Muschel Jungtiere von 1 Jahr alt wurden pro Netz Käfig verwendet. Die durchschnittlichen Wachstumsraten sind für die 3 größten Individuen (MAX. 3) von jeder getesteten Mesh-Käfig (Spalten, linke Achse) und die durchschnittliche Überlebensrate pro Netz Käfig (blaue Punkte, Rechte Achse) gekennzeichnet. (B) dieses Panel zeigt Beispiel ergibt sich aus einem Feld Bioindikation experimentieren mit sandigen Käfige. Ein insgesamt 7 Ortschaften (A, B, C, D, E, R und V) in das Einzugsgebiet der Moldau wurden auf 2 verschiedenen Gelegenheiten (in 2014 und 2015) getestet. Die Belichtungszeit betrug 3 Monate während der Sommersaison. Seiten A - E dar (in Reihenfolge) ein Längsprofil ein ca. 30 km langen Strecke von dem Fluss main-Stream. Websites, R und V stehen für Profile 2 Nebenflüsse. Hauptstädten Markieren der gleichen Stelle in diesem und im letzten Panel. Alle Ortschaften wurden mit sandigen Freiwasser Käfige getestet. Darüber hinaus innerhalb-Bett Ortschaften, B, C und D auch getestet wurden, mit, sandigen Käfige in Hammer Fluss Bett Substrat (Bg, Cg und Dg) im Jahr 2014 installiert. Die Käfige wurden in 2-4 Wiederholungen an jedem Standort installiert. Mindestens 100 Süßwasser Perle Muschel Jungvögel waren in jeder sandige Käfig. Die durchschnittliche Wachstumsrate für die 10 größten Individuen (MAX. 10) aus allen getesteten sandigen Käfig (Spalten, linke Achse) und die durchschnittliche Überlebensrate pro sandigen Käfig (blaue Punkte, Rechte Achse) sind gekennzeichnet. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
Abbildung 5. Sauerstoffsättigung. Dieses Fenster zeigt die Beziehung zwischen minimalen Werte der Sauerstoffsättigung über 30 Tagen Gitter Käfige Exposition und die Überlebende Rate pro Käfig in innerhalb Bett Gitter Käfige ausgesetzt im anderen Bett Mikrohabitaten im Jahr 2014. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
| 2014 | 2015 | |||
| Ortschaft | 3-Monats-Exposition von sandigen Käfige | 1-Monats-Exposition Gitter Käfige | 3-Monats-Exposition von sandigen Käfige | 1-Monats-Exposition Gitter Käfige |
| A | 13.9 | - | - | - |
| B | 14.4 | 13.4 | 13.9 | 17.5 |
| C | 15 | 13.8 | 14.4 | 18.3 |
| D | 15 | 13.8 | 14.3 | 18.3 |
| E | 15.5 | 14 | - | 18.7 |
| R | 13.5 | 12.8 | - | - |
| V | 14 | 13.2 | - | - |
Tabelle 1. Durchschnittliche Oberflächenwassertemperatur (° C) in den Ortschaften während der Belichtung in 2014 und 2015.
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Discussion
Belichtungszeit:
Sogar einen Monat ausgesetzt Gitter Käfige zeigen ein sichtbares Wachstum spiegelt die Unterschiede zwischen den Ortschaften (Abbildung 3), so sind sie sehr geeignet für die schnelle und einfache Erkennung von Lokalität Charakterisierung. Dennoch, die Relevanz der Ergebnisse hängt vom kurzfristigen Zustand der Bedingungen, die schwingen kann. Insbesondere können kurze Niederschlagsereignissen eine Rolle spielen. Im Gegensatz dazu kann unvorhersehbare episodischen Verschmutzung nicht immer aufgezeichnet werden. In Ortschaft V (Abb. 4A) erkannt Wasseranalyse Chemie eine kurze Welle stark Ammonium Erhöhung13. Dies war wahrscheinlich verantwortlich für die Sterblichkeit in den drei Monaten ausgesetzten sandigen Käfigen aber hatte keinen Einfluss auf die 30-tägige exponierten Mesh-Käfige.
Temperaturschwankungen können auch kurzfristige Exposition Ergebnisse beeinflussen. Die einmonatige Durchschnittstemperatur während der Masche Käfig Belichtung unterscheidet sich zwischen den Jahren (Tabelle 1). Die Wachstumsrate ist ebenfalls unterschiedlich wo höhere Temperaturen mit höheren Wachstumsraten einhergingen (Kruskal-Wallis-test p < 0,001). Auf der anderen Seite die durchschnittliche Wassertemperatur an den gleichen Orten während der dreimonatigen sandigen Käfig Belichtung war sehr ähnlich in beiden Jahren (Tabelle 1) und die Wachstumsrate nicht wesentlich unterscheiden (Abbildung 4 b).
Vorteile und Schwächen der beschriebenen Methoden:
Eine offene Wassereinwirkung ist relativ einfach durchzuführen, aber ist von begrenztem Wert für Lebensraum Bioindikation. Die Methode der Freiwasser Gitter Käfige ist relativ alt16 und wurde immer wieder mit geringfügigen Änderungen10,11,12,13,21,22 verwendet , 23. allerdings diese Käfige sind nicht durch Sauerstoff, dessen Mangel wahrscheinlich verantwortlich für viele Jugendliche Todesfälle unter Hyporheic Bedingungen ist begrenzt. So Freiwasser Gitter Käfige können zeigen gute Entwicklung auch an Orten mit erhöhter Sterblichkeit und einer rückläufigen Wachstumsrate im Freiwasser sandigen Käfige (Lokalität E) oder eine 100 % Todesrate im im Bett sandigen Käfige, wie am Ort D im Jahr 2014 (Abbildung 4 b). Anscheinend, Freiwasser Gitter Käfige zeigen Ortschaft Wachstum, aber dies möglicherweise nicht realistisch, da es die wirkliche Verfügbarkeit von Hyporheic Mikrohabitaten innerhalb einer Ortschaft abhängig ist. Weil die Freiwasser Gitter Käfige die Fähigkeit hohe Überlebenschance (Abb. 4A), sogar bis zu einem 100 % überleben Rate13haben, können sie auch für die Bioindikation der chronischen Toxizität (oder akute Toxizität, wenn es zu einem bestimmten Zeitpunkt erwartet wird) dienen. Darüber hinaus können sie eine nützliche Lebensmittel Quelle Präsenz zu einem gewissen Grad testen werden.
Als eine neue und ungewöhnliche Methode die sandigen Freiwasser-Käfigen besser Hyporheic Lebensraumbedingungen zu simulieren. Bewegung der Jugendlichen zwischen Sandkörnern ist möglich in dieser Apparatur, die hilft, um das Wachstum von Biofilm auf der juvenilen Schale zu reduzieren. Ein Hyporheic-Sauerstoff-Mangel kann durch die Aktivität der Mikroben besiedeln die Sandkörner verursacht werden; Dieser Effekt kann auch teilweise in Käfigen über einen Fluss unten platziert auftreten. Jedoch durch die notwendige periodische Reinigung Verstopfungsgefahr driften Material aus einem Käfig, feine Sedimente werden ebenfalls entfernt und somit sind die Bedingungen im Vergleich zu den natürlichen Hyporheic Lebensraum verändert. So, kann die Wachstumsrate auch als Ortschaft Wachstum potenzielle im Freiwasser sandigen Käfige betrachtet werden. Dies ist jedoch näher an echte Ortschaft Eignung als im Freiwasser Käfige mesh. Daher scheinen die Längenwachstums Rate Gradienten aufgenommen von sandigen Käfige (Abbildung 4 b) auch plausibler und zeigen eine geeignetere Fluss-Strecke. Darüber hinaus besteht die Möglichkeit von Jugendlichen und subadulten Zucht bis zur Geschlechtsreife in sandigen Käfigen verifizierten9, so sandigen Käfige gleichzeitig als eine sichere Methode ist Zucht und Biomonitoring dienen können.
Sandy Käfige und Gitter Käfige im Bett platzieren sind am nächsten an den realen Bedingungen in einer flachen Hyporheal. Dadurch, dass ein Jugendlicher Bewegung, bieten sandigen Käfige, insbesondere beide einen vertikalen und horizontalen Gradienten von mehreren Zentimetern im Maßstab. Diese Fähigkeit zu bewegen könnten für die Flucht aus temporären sauerstoffarmen Mikro-Zonen von Bedeutung sein. Diese Möglichkeit fehlt im innerhalb der Bett mesh Käfige. Daher ist eine relativ hohe Anzahl von Bioindikation Einheiten nötig, weil die Hyporheic-Bedingungen sehr variabel13,24 (Abbildung 5 sind) und Verluste aufgrund einer ungeeigneten Lage häufig sind.
Zusammenfassend lässt sich sagen entsprechen die Bioindikation Methoden in dieser Forschung vermutet juvenile natürliche Bedingungen in der folgenden Reihenfolge:
1. Öffnen Sie Wasser Netz Käfige,
2. Öffnen Sie Wasser sandig Käfige,
3. im Bett Gitter Käfige
4. im-Bett-sandigen Käfige.
Die Arbeitsbelastung pro Einheit steigt in der gleichen Reihenfolge. Darüber hinaus erhalten die juvenile Nummer erforderlich für eine statistische Prüfung der Ergebnisse Anstieg innerhalb Bett Belichtungen zu. Es scheint, dass die im Bett sandigen Käfige stellen ein teurer, aber genaue Bioindikation Methode. Diese neue Methode braucht mehr Tests in der Zukunft und Vergleich mit anderen Arten von Hyporheic Studien anhand der Piezometer Messungen25,26. Insbesondere muss den Grad der Ähnlichkeit mit einer direkten Sonde Messung physikalisch-chemischen Bedingungen in den Käfigen und in der Umgebung Hyporheic zu studieren.
Die Anzahl der Personen, die in einem Käfig gemessen:
Im Vergleich zu Käfigen ineinander greifen, ist es nicht möglich, die Schrittweite von bestimmten Jugendlichen in sandigen Käfige zu messen, da es keine Informationen auf die einzelnen von der Eingabemenge welches in der Ausgabe ist. Es ist notwendig, mit einem Durchschnittswert zu arbeiten. Wenn für alle Individuen gezählt, kann dieser Wert sehr niedrig, da eine Reihe von sehr langsam wachsende Exemplare werden; aber ein paar Individuen wachsen sehr schnell (Wachstum Jumper). Diese ungleiche Wachstum ist typisch für Muscheln27. Die Wachstum Variabilität unter Jugendlichen steigt mit zunehmendem Belichtungszeit und große Unterschiede auftreten können, vor allem im Wachstum-günstige Jahreszeiten. Auch eine Langzeitbelichtung führt zu einer großen Sterblichkeit in den Netz-Käfigen (für ein Überblick siehe Lavictoire, Moorkens Ramsey, Sinclair und Sweeting28), so arbeiten wir mit einer deutlich geringeren Anzahl von Personen am Ende des Experiments im Vergleich zu den Jugendliche Eingabesatz. Messen nur die mehrere am besten wachsenden Jungtiere ist eine mögliche Methode.
Die Erfahrung der FWPM Zucht innerhalb der Tschechischen Aktionsplan für Süßwasser Perle Muschel9,29, sowie die Ergebnisse von Experimenten am Meer Muscheln30,31, deutet darauf hin, dass Wachstum-defizienten Jugendkriminalität Muscheln haben eine hohe Sterblichkeit, und es gibt nur eine vernachlässigbare Chance, ihren Lebensunterhalt bis zur Fälligkeit. Im Gegensatz dazu Wachstum Jumper haben eine höhere Überlebensrate und sie sind entscheidend für eine Erholung der Bevölkerung. Der Parameter 10 MAX (die 10 die meisten schnell wachsenden Individuen) die Wachstums-Jumper berücksichtigt und erhöhen die Aussagekraft des Experiments, auch wenn hoher Mortalität (Abbildung 4 b, Saison 2014) stattfindet. Es sei darauf hingewiesen, dass die Wachstum Schätzung durch diese Methode erhalten ein Fehlalarm sein kann. Es dürfen nur leicht unterschätzt werden, weil viele der größten Jugendlichen am Ende des Experiments ein bisschen mehr in diesem Fall gewachsen wäre. Zudem ist die Arbeitsbelastung geringer, wenn nur 10 Personen ausgewertet werden. Ebenso, eine Messung der drei maximal wachsenden Personen (MAX. 3) erwies sich als geeignete im Netz Käfige, Beseitigung des Einfluss der langsam wachsende, nicht-Perspektive Individuen, die das reale Bild der Website Wachstumspotenzial beeinflussen könnte.
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Disclosures
Die Autoren haben nichts preisgeben.
Acknowledgments
Michal Bílý und Ondřej P. Simon wurden durch Zuschüsse aus dem tschechischen Universität of Life Science [interne Grant Agency der Fakultät für Umweltwissenschaften, CULS Prag (42110 1312 3175 (20164236))] unterstützt. Unterstützung für Karel Douda kamen aus der Tschechischen Wissenschaftsstiftung (13-05872S). Daten über die Bioindikation und aktuelle Auftreten von Perlmutt Muscheln sammelten während der Durchführung des Aktionsplans für Tschechische für Pearl Süßwassermuscheln, verwaltet von der Naturschutzbehörde der Tschechischen Republik, die von der Regierung finanziert wird die Tschechischen Republik und ist abrufbar unter
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| biological material maintenance and care | |||
| Freshwater pearl mussel juveniles | any | NA | from a FWPM breeding programme |
| plastic boxes | any | NA | |
| thermobox | MERCI | 212,070,600,030 | There are many possibilities. This is one example only. |
| field thermobox (ca25 l) | any | NA | cold box (insulated box) commonly used for food transport |
| river water | any | NA | |
| Petri dishes | any | NA | |
| plastic Pasteur pipettes with balloon bulb (droppers) | any | NA | hole diameter 1 mm |
| hydrogen peroxide | any | NA | |
| plastic container (ca 50 l) for river water | any | NA | |
| plastic tea strainer | any | NA | commonly used in kitchen |
| mesh cages construction | |||
| main plastic bodies | any | NA | |
| plactic covers | any | NA | |
| special technical sieves 340 µm | Silk &Progress | UHELON 20 T | |
| special technical sieves 100 µm | Silk &Progress | UHELON 67 M | |
| rubber hose (diameter 5.5 mm) | any | NA | |
| steel bolts | any | NA | |
| steel nuts | any | NA | |
| spanner | any | NA | |
| steel spikes | any | NA | |
| pliers | any | NA | |
| beakers | any | NA | |
| plastic dishes (ca. 25x15x3-5cm) | any | NA | |
| squirt bottle | any | NA | |
| field protocols | any | NA | |
| stationery | any | NA | |
| plastic container | any | NA | |
| string | any | NA | |
| hammer | any | NA | |
| sandy cages construction and use | |||
| sieve 1 mm | any | NA | |
| sieve 2 mm | any | NA | |
| special technical sieves 340 µm | Silk &Progress | UHELON 20 T | |
| plastic boxes with tight-fitting lid | any | NA | |
| hot melt adhesive | any | NA | |
| plastic box (ca 250 x 150 x 100 cm) | |||
| big plastic box (ca 25 l) | any | NA | |
| flat stone | any | NA | |
| net | any | NA | |
| river sand | any | NA | |
| round containers | any | NA | |
| magnifying glasses | Carson | Carson CP 60 | There ar many possibilities. This is one example only |
| cages installation and maintenance | |||
| field temperature dataloggers | ONSET | UA-001-64 | http://www.onsetcomp.com/products/data-loggers/ua-001-64 |
| spade | any | NA | |
| toothbrush | any | NA | |
| experiment evaluation | |||
| trinocular dissecting zoom stereo microscope | Bresser optic | ICD 10x-160x | There are many possibilities. This is one example only. |
| digital camera/ electronic eyepiece | Bresser optic | MikroCamLab 5M | There are many possibilities. This is one example only. |
| Calibration gird | Am Scope | SKU: MR100 | There are many possibilities. This is one example only. |
| external power source with two movable light guides | Arsenal | K1309010150021 | There are many possibilities. This is one example only. |
| Image software | ImageJ software | There are many possibilities. This is one example only. | |
| table processor | MS excel | There are many possibilities. This is one example only. |
References
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