Summary
Точное раскрытие методов и протоколов имеет решающее значение для широкомасштабного внедрения терапии стволовыми клетками. Здесь мы представляем протокол выделения регенеративных клеток жирового происхождения, используемых для одной интракавернозной инъекции в качестве лечения эректильной дисфункции (ЭД) после радикальной простатэктомии (РП).
Abstract
Стволовые клетки используются во многих областях исследований в области регенеративной медицины отчасти потому, что эти методы лечения могут быть лечебными, а не симптоматическими. Стволовые клетки могут быть получены из разных тканей и описано несколько методов выделения. Представленный способ выделения регенеративных клеток жирового происхождения (АДОК) может быть использован во многих терапевтических областях, поскольку метод является общей процедурой и, следовательно, не ограничивается терапией эректильной дисфункции (ЭД). ЭД является распространенным и серьезным побочным эффектом радикальной простатэктомии (РП), поскольку ЭД часто не очень хорошо лечится обычной терапией. Использование ADRC в качестве лечения ЭД вызвало большой интерес из-за первоначальных положительных результатов после однократной инъекции клеток в кавернозные тела. Метод, используемый для изоляции ADRC, представляет собой простой, автоматизированный процесс, который является воспроизводимым и обеспечивает однородный продукт. Кроме того, обеспечивается стерильность изолированного продукта, поскольку весь процесс происходит в закрытой системе. Важно свести к минимуму риск заражения и инфицирования, так как стволовые клетки используются для инъекций у людей. Вся процедура может быть выполнена в течение 2,5-3,5 часов и не требует классифицированной лаборатории, что исключает необходимость транспортировки ткани за пределы площадки. Тем не менее, процедура имеет некоторые ограничения, поскольку минимальное количество дренированного липоаспирата для функционирования изоляционного устройства составляет 100 г.
Introduction
Стволовые клетки обладают способностью дифференцироваться в различные типы клеток, и они выделяют паракринные факторы, которые, как считается, способствуют процессу заживления в поврежденной ткани 1,2,3,4. Поэтому они привлекательны в области регенеративной медицины, потому что они могут представлять собой возможное лечебное лечение.
Радикальная простатэктомия (РП) является золотым лечебным лечением для пациентов с локализованным раком предстательной железы низкого / среднего риска и ожидаемой продолжительностью жизни > 10 лет. Целью операции является искоренение рака, но она имеет несколько побочных эффектов. Распространенность недержания мочи после простатэктомии колеблется в пределах 2-60%, а эректильная дисфункция (ЭД) наблюдается у 20-90% пациентов5. Нервосберегающая техника является вариантом у некоторых пациентов (оценка Глисона < 7, низкий риск экстракапсулярного заболевания)5. Этот метод щадит нервы, которые отвечают за эрекцию, но, хотя это возможно, многие пациенты все еще сообщают о ЭД после операции.
Варианты лечения реабилитации полового члена после РП состоят в основном из лечения ингибиторами ФДЭ-5, инъекционной или инстилляционной терапии и вакуумных насосов. Медикаменты, применяемые для реабилитации полового члена, отличаются фармакологически, но в механизм их действия входит расслабление гладкомышечных клеток в пещеристом теле. Тем не менее, многие пациенты испытывают неудачу лечения и никогда не достигают эффекта лекарства, которое позволяет половой акт6.
Считается, что ЭД, возникающая после РП, обусловлена структурно необратимыми изменениями7. Эти изменения происходят в кавернозной ткани и включают апоптоз гладкомышечных и эндотелиальных клеток и фиброз. Веноокклюзионный механизм, отвечающий за центральную часть эрекции, нарушается изменениями, в результате чего ухудшается наполнение и твердость полового члена7.
Многие из пациентов сообщают, что ЭД, которую они испытывают, оказывает негативное влияние на качество их жизни8. Они не готовы отказаться от своей сексуальной активности после операции, и, следовательно, лечебная терапия для ЭД привлекательна, когда другие доступные методы лечения реабилитации полового члена терпят неудачу.
В предыдущих испытаниях, включая испытания на животных и в малых испытаниях фазы 1 на людях, стволовые клетки показали многообещающие результаты в качестве альтернативного лечения ЭД 2,9,10,11,12. Результаты показывают, что безопасно использовать АДПК, и что эректильная функция значительно улучшается после однократной инъекции в пещеристые тела 2,9,10,11,12. Считается, что регенеративные клетки, полученные из жировой ткани (ADRC), поддерживают регенерацию тканей паракринными механизмами путем высвобождения нескольких гормонов, нейротрофических и других факторов роста, цитокинов и, возможно, микро-РНК13. Кроме того, ADRC способны дифференцироваться в несколько зрелых типов клеток, включая эндотелиальные и сосудистые мышечные клетки, хрящевые клетки, остеоциты и нейроны14,15. Эти свойства делают стволовые клетки интересными для разработки постоянного нового лечения ЭД.
Стволовые клетки делятся на несколько групп, в основном те, которые получены из раннего эмбриона (эмбриональные стволовые клетки) и из взрослой ткани (взрослые стволовые клетки). Взрослые стволовые клетки включают мезенхимальные стволовые клетки (MSC), которые являются мультипотентными и могут быть найдены в костном мозге, жировой ткани, пуповинной крови, плаценте и пульпе зуба17.
Стволовые клетки из жировой ткани легко доступны, в отличие от стволовых клеток, полученных из костного мозга. Сбор стволовых клеток из костного мозга является рискованной и болезненной процедурой по сравнению с липосакцией. Количество клеток, которые можно собрать из костного мозга, будет ограничено, в то время как только депо жировой ткани пациента устанавливает предел для количества клеток, которые могут быть собраны. Таким образом, можно выделить большое количество стволовых клеток из жировой ткани без последующей необходимости культивирования клеток для получения удовлетворительного количества. Регенеративные клетки, полученные из жировой ткани, также часто называемые стромальной сосудистой фракцией (SFV), состоят из многих типов клеток, включая МСК, эндотелиальные клетки, перициты, иммунные клетки и предшественники18. Все они могут играть определенную роль в регенеративном процессе.
Целью настоящего исследования является изучение влияния стволовых клеток на ЭД после РП с использованием 4 мл аутологичных АДОК, выделенных из свежесобранной жировой ткани после инъекции в кавернозные тела.
Protocol
Все методы, описанные в протоколе, были одобрены Датским национальным комитетом по этике (No 37054), Датским управлением здравоохранения и лекарственных средств (EUDRA-CT No 2013-004220-11) и Датским агентством по защите данных (2008-58-0035). Исследование было зарегистрировано в ClinicalTrials.gov (NCT02240823). Исследование проводилось в соответствии с Хельсинкской декларацией, контролируемой отделением надлежащей клинической практики (GCP) в университетской больнице Оденсе. Подготовка ADRC проводилась в уполномоченном тканевом учреждении для обработки тканей и клеток человека в университетской больнице Оденсе (Датское управление здравоохранения и лекарственных средств, разрешение No 29035).
1. Подбор пациента/участников
- Для участия в исследовании набирают пациентов, которые соответствуют следующим критериям включения.
- Набирать пациентов старше 18 лет, сексуально активных до РП и не инфицированных заболеваниями, передающимися половым путем, например, вирусной инфекцией иммунодефицита человека, сифилисом или гепатитом.
- Убедитесь, что они страдают от эректильной дисфункции после РП, которая была выполнена из-за рака предстательной железы.
ПРИМЕЧАНИЕ: В этом исследовании пациенты были включены в исследование через 5-18 месяцев после RP и были включены независимо от метода операции: открытый / роботизированный или нервный / не нервирующий. - Убедитесь, что значение простат-специфического антигена (ПСА) должно быть неопределяемым при клиническом наблюдении после РП.
- Следите за тем, чтобы пациенты были сексуально активны до РП, и все еще выражали желание оставаться сексуально активными после РП. Убедитесь, что фармакологическое вмешательство с ингибитором фосфодиэстеразы типа 5 (ингибитор ФДЭ5 ) или синтетическим аналогом простагландина Е1 (PGE1) было опробовано до участия и признано недостаточным.
- Кроме того, убедитесь, что у пациентов достаточно подкожного жира на животе или бедре.
- Исключить пациентов из исследования, если во время РП наблюдались тяжелые явления под наркозом или если их лечили антикоагулянтами.
2. Липосакция
ПРИМЕЧАНИЕ: Липосакция – это операция, которая удаляет жир или липоциты из подкожной области. Эта часть протокола выполняется как стандартная липосакция и процедура выполняется в стерильных условиях в операционной. Все инструменты, используемые в рамках процедуры, должны быть стерильными, и хирург должен носить скрабы, стерильный хирургический халат, стерильные перчатки, хирургическую маску и шляпу.
- Обезболивают больного.
- Убедитесь, что пациент находится под общим наркозом во время процедуры, и эта часть выполняется анестезиологом.
- Дезинфекция кожи живота и мошонки хлоргексидином 0,5% (спирт клоргексидина, 96% этанола, лекарственного хлоргексидина диглюконата 77% мас./Вт = 83% v/v). Используйте хирургический маркер, чтобы нарисовать области на животе, где будет выполнена липосакция. Область обычно будет областью между симфизом и пупком.
- Сделайте два разреза шириной 6 мм в коже живота скальпелем (no 11). Поместите разрезы симметрично и сбоку от отведенной области липосакции.
- Нанесите немного смазки такого вазелина на разрезы, чтобы убедиться, что инфильтрационная канюля легко скользит в и из разрезов во время липосакции.
- Вводят инфильтрацию размером 14 г канюли через разрезы в коже. Вводят модифицированный раствор Кляйнса подкожно в отмеченные участки, параллельные поверхности кожи. Вводите так много раствора, что целевая ткань становится опухшей и твердой или тумесцентной.
ПРИМЕЧАНИЕ: Модифицированный раствор Kleins состоит из раствора 1000 мл лактата Ringers и 1 мг адреналина (адреналин (1:1 000 000)). Не следует применять местную анестезию к раствору, так как это может оказать негативное влияние на АДПК.- Вводят объем модифицированного раствора Кляйнса, соответствующий соотношению 1:1 к жировой ткани.
- Подождите 10 мин, чтобы максимизировать эффект адреналина и уменьшить количество крови в собранной жировой ткани.
- Выполните стандартную липосакцию с использованием струйной инфузионной липосакции для сбора 200-300 мл жировой ткани. Используйте тупые канюли, которые являются полыми, к которым интегрированы инфузионная трубка и насадка. Прикрепите канюлю к всасывающему устройству для липосакции.
ПРИМЕЧАНИЕ: Непрерывная веерообразная инфузия воды разрыхляет жировую ткань на фрагменты, которые можно легко отсасывать через отверстие в канюле.- Ввести шприц 3 мм тупым кончиком через разрезы на животе
- Соберите жировую ткань в липоколлектор, чтобы сохранить липоаспират в стерильной среде. Липоаспират начнет отделяться от водной фазы.
- Используйте 50 мл стерильных шприцев, чтобы всасывать липоаспират из липоколлектора.
- Сведите к минимуму объем воды, всасываемой в шприцы, и прикрутите заглушку на кончике шприцев, чтобы сохранить жировую ткань стерильной.
- Поместите шприцы кончиком вниз в стерильный полиэтиленовый пакет, чтобы начать отделение липоаспирата от водной фазы. Поместите мешок в стерильный контейнер с наконечниками, обращенными вниз, чтобы продолжить разделение.
- Накройте контейнер стерильной драпировкой для защиты стерильной среды во время транспортировки.
ПРИМЕЧАНИЕ: Согласно руководству пользователя машины, используемой для изоляции, липоаспират может храниться максимум до 4 часов до изоляции ADRC, однако мы всегда обрабатываем его немедленно.
- Накройте контейнер стерильной драпировкой для защиты стерильной среды во время транспортировки.
- Закройте разрезы кожи предпочтительным для хирургов шовным материалом. Поместите компрессионное белье, абдоминальное связующее, вокруг живота, чтобы уменьшить послеоперационный отек.
- Сделайте блок полового члена, введя 20 мл бупивакаина 5 мг/мл, содержащего 5 мкг адреналина.
- Используйте шприц объемом 20 мл и нанесите иглой весом 23 г длиной 1 1/4 дюйма.
- Применяют по 5 мл бупивакаина в каждый квадрант в подкожной клетчатке.
- Вводят бупивакаин в два места, один из которых помещается вентрально, а другой дорсально. Введите иглу по всей ее длине в подкожную клетчатку, направив иглу латерально вправо и введите анестезию по мере втягивания иглы. Повторите инъекцию, направив иглу влево.
ПРИМЕЧАНИЕ: Теперь пациент может быть разбужен от общей анестезии анестезиологом.
3. Изоляция ADRC
ПРИМЕЧАНИЕ: Процесс изоляции АДПК выполняется так, как подробно описано в руководстве пользователя после устройства (см. Таблицу материалов). Важно, чтобы процедура проводилась в стерильных условиях, чтобы гарантировать, что липоаспират не подвергается воздействию каких-либо загрязнений во время очистки АДПК. Время, затрачиваемое на выделение АДПК, зависит от объема липоаспирата, но вся процедура займет примерно 2,5 ч с использованием полуавтоматического устройства, как описано здесь.
- Поместите все расходные материалы и ферменты на стол, покрытый стерильным одноразовым хирургическим полотенцем.
ПРИМЕЧАНИЕ: Процедурный набор содержит все необходимые расходные материалы и ферменты, необходимые для выделения АДПК от одного пациента. Кроме того, три 37-39 ° C, однолитровой инфузионный пакет Lactated Ringers должны быть доступны вместе со стерильной одеждой, перчатками и полотенцами и этанолом для дезинфекции. Запишите все партии расходных материалов и ферментов, а также температуру lactated Ringers при подключении к системе.- Протрите устройство этанолом и следуйте инструкциям производителя
- Загрузите комплект расходных материалов на устройство и подключите к системе мешок с звонарями lactated Ringers.
- Выполните серию полуавтоматических тестов (проверка системы и проверка на герметичность) перед добавлением липоаспирата.
- Дайте липоаспирату постоять в пробирках по 50 мл, пока выполняются шаги в 3.1. Это позволит жиру отделиться от жидкой фазы. Запишите общее количество (в мл) жировой ткани и используйте его, чтобы убедиться, что количество загруженного жира будет находиться в диапазоне емкости устройства.
- Загрузите ткань при появлении соответствующего запроса от устройства. Теперь машина будет сливать лишнюю жидкость и взвешивать количество жировой ткани, загруженной перед стиркой с помощью lactated Ringers.
- Когда ткань будет вымыта и снова слита, подключите новый инфузионный мешок с 37-39 °C Lactated Ringers по запросу машины.
- Восстановите коммерчески доступный фермент, содержащий смесь коллагеназы и протеазы, в 5 мл Lactated Ringers (одного флакона фермента достаточно для жировых количеств до 270 мл).
- Убедитесь, что устройство отображает количество фермента (в зависимости от веса ткани) для введения в канистру с жировой тканью. После инъекции ферментативное пищеварение, которое проводится при перемешивании, будет длиться около 20 минут.
- После переваривания тканей пусть мешалка остановится и проверит, что содержимое разделено на две фазы: верхнюю липидсодержащую желтую фазу и нижний розовый слой, содержащий АДПК. Пусть последний слой стекает в камеру обработки ячеек (которая входит во встроенное в устройство центрифугу) расходного набора, оставляя при этом липидный слой позади.
- Пусть АДПК концентрируются в камере обработки клеток во время нескольких раундов центрифугирования. Теперь добавьте 10 мл интравазы (содержит ДНКазу, которая помогает избежать слипания в конечной суспензии ADRC), восстановленной в лактированных звонарях. Ферментативная реакция длится в течение 10 мин, после чего АДПК промывают.
ПРИМЕЧАНИЕ: Этот шаг полностью автоматизирован, и машина сообщит, когда процесс будет завершен. - Когда выделение АДПК завершено, повторно суспендируют клетки в 5 мл лактата Рингера. Аспирируйте раствор в шприц объемом 5 мл.
- Установите 3-позиционный запорный кран женского luer-lock на шприц 5 мл, содержащий ADRCs, и аспирируйте 4 мл ADRC в другой стерильный шприц объемом 5 мл.
- Переведите последний 1 мл в шприц объемом 1 мл. Используйте этот 1 мл для характеристики ADRC, например, количества клеток, жизнеспособности клеток, анализа поверхностных маркеров с помощью проточной цитометрии и способности дифференцировки ADRC.
- Наденьте иглу 25 г на шприц объемом 5 мл, содержащий 4 мл ADRC, прежде чем он будет упакован в стерильную драпировку. Используйте ADRC для инъекции в реципиента. При этом раствор АДПК будет в среднем содержать 8,4-32,7 млн клеток.
4. Имплантация АДПК в кавернозные тела
ПРИМЕЧАНИЕ: Это стерильная процедура. Все инструменты должны быть стерильными, а человек, вводящий раствор, содержащий стволовые клетки, в кавернозные тела, должен носить стерильные перчатки. Пациент бодрствует во время этой процедуры и получит собственные стволовые клетки. АДПК вводят без подсчета клеток перед инъекцией.
- Держите раствор АДОК однородным, осторожно наклоняя шприц до тех пор, пока он не будет введен в кавернозные тела.
- Поместите драпировку отверстия над пенисом. Поместите жгут на корень пениса, используя силиконовую петлю сосуда. Затяните петлю и закрепите ее щипцами изогнутого пена. Сделайте жгут достаточно плотным, чтобы остановить приток крови из пениса.
- Используйте два антисептических свопа для дезинфекции кожи полового члена в месте инъекции (боковой участок кавернозных тел). Вводят 1 мл раствора, содержащего АДПК, под прямым углом в кавернозные тела с правой стороны в двух разных местах, затем повторите этот шаг в левом кавернозном теле. Общий объем вводимых АДГП составляет 4 мл.
- Подождите 30 минут, а затем снимите жгут.
- Выписать пациента после 2 ч наблюдения после инъекции АДПК, чтобы убедиться, что пациент хорошо выздоровел после анестезии.
5. Послеоперационный уход
- Рекомендуют пациенту не делать никаких физических работ, которые могут поднять артериальное давление в течение первой недели, чтобы предотвратить развитие гематом.
- Рекомендуется пациенту носить абдоминальное связующее в течение 24 ч в течение первых 14 дней после операции и в дальнейшем в течение 14 дней в дневное время.
- Лечить послеоперационную боль пероральным ацетаминофеном (например, парацетамол; 1000 мг, 4 раза в день) и пероральным противовоспалительным (например, ибупрофен; 400 мг 3 раза в день).
Representative Results
Представленная процедура была использована для открытого клинического исследования фазы 1 с участием 21 пациента19. Первичной конечной точкой исследования была безопасность использования ADRC у людей, а вторичной конечной точкой было влияние ADRC на эректильную функцию.
Двадцать один мужчина был включен в исследование со средним возрастом 60 лет (диапазон 46-69) и нормальной эрекцией и активной сексуальной жизнью до РП из-за рака предстательной железы. Все они страдали от ЭД после РП, без каких-либо признаков выздоровления от лекарств, доступных для реабилитации полового члена. Шесть мужчин страдали от недержания мочи как побочного эффекта РП. Все мужчины получали однократную интракавернозную инъекцию АЦРСК, изолированную представленным методом.
Все 21 мужчина наблюдались с 4 посещениями в амбулаторной клинике через 1,3,6 и 12 месяцев после инъекции. Половая функция оценивалась с помощью валидированных анкет – Международного индекса эректильной функции-5 (IIEF-5) и Показателя твердости эрекции (EHS) (прилагается в виде приложений).
Никаких серьезных событий за время наблюдений не произошло. Восемь мужчин сообщили о преходящем покраснении и отеке в местах инъекций, трое сообщили о реакции в области полового члена. Сообщалось о восьми обратимых незначительных событиях, связанных с липосакцией, таких как легкий дискомфорт в животе и незначительные абдоминальные гематомы. Ни один пациент не сообщил о дискомфорте в течение 1 месяца наблюдения. Восемь из пятнадцати (53%) в группе континента сообщили, что эректильная функция была достаточной для полового акта в 12 месяцев. Группа из 6 мужчин с недержанием не показала какого-либо улучшения эректильной функции.
| Континент | Невоздержанный | |
| Включенные пациенты | 15 | 6 |
| Значительный эффект | 8 | 0 |
Таблица 1: В таблице показаны различия в значительном эффекте лечения между пациентами с континентом и недержанием мочи.
Discussion
Представленная процедура выделения АДОК не ограничивается использованием только для терапии ЭД, но может быть использована во множестве других форм лечения и экспериментов. Наше исследование показало, что аутологичные, свежеизолированные ADRC безопасны в использовании, и лечение хорошо переносится в течение 12 месяцев наблюдения.
Перед использованием процедуры необходимо учесть некоторые соображения. Недостатком данной процедуры является то, что пациент должен находиться под общим наркозом во время липосакции. Липосакцию можно выполнять под местной анестезией, но предыдущее исследование показало, что комбинация местных анестетиков и адреналина может оказывать негативное влияние на рост клеток фибробластов20. Риск нахождения под общим наркозом, как правило, низок, но отрицательный результат все еще виден. Этот риск необходимо учитывать при отборе пациентов для лечения. Липосакция является хирургической процедурой и, следовательно, всегда будет нести риск осложнений. Как и при всех других хирургических процедурах, существует риск послеоперационного кровотечения, приводящего к образованию гематом и риску инфицирования. Некоторые из наших пациентов также сообщали о преходящем снижении чувствительности кожи живота. Непосредственным осложнением липосакции является кровотечение. Известно, что пациенты рискуют получить системные осложнения при удалении большого количества ткани. Липосакция в этой процедуре была относительно небольшой и поэтому не считалась фактором риска.
Осложнения при инъекции клеток сообщаются как преходящее покраснение, болезненность и гематомы.
Устройство, используемое для изоляции ADRC, было выбрано потому, что система одобрена CE. В Дании обязательным является использование оборудования, одобренного CE, потому что власти классифицируют лечение стволовыми клетками как испытание тестирования на наркотики, когда ADRC используется для инъекций у людей.
Устройство имеет такие преимущества, как стандартизация всей процедуры и выполнение в закрытой стерильной среде, не требующей строго засекреченной лаборатории. Таким образом, риск загрязнения снижается. Это гарантирует, что процедура является однородной и воспроизводимой, и что качество конечного продукта всегда одинаково каждый раз (однако это также зависит от качества входной ткани). Выполнение изоляции на устройстве легко и не требует специально обученных операторов.
Одним из ограничений устройства является то, что минимальный вход в машину составляет 100 г дренированного липоаспирата. Поскольку липосакция полностью завершена до начала обработки клеток (и в нашем случае, в другом месте, а не в операционной), по нашему опыту, для этого потребуется, чтобы количество липоаспирата составляло не менее 125 мл с использованием грубой меры шприцев объемом 50 мл. В противном случае существует риск того, что не хватит материала для работы машины. Кроме того, использование верхнего конечного предела (максимальный вход составляет 425 мл) приведет к очень длительной процедуре изоляции.
Взрослые стволовые клетки как из жировой ткани, так и из костного мозга, по-видимому, обладают способностью к самообновлению и дифференцировке, как эмбриональные стволовые клетки. Одним из преимуществ АДПК перед гемопоэтическими стволовыми клетками является в 100-500 раз более высокий выход на объем ткани по сравнению с21,22 удостоя костного мозга, и, следовательно, АДПК не нуждаются в культивировании. Кроме того, гемопоэтические стволовые клетки труднее и болезненнее собирать у пациента, чем жировую ткань. Во многих ситуациях жировая ткань является просто отходами после операции. Можно культивировать стволовые клетки для получения более высокого урожая, подходящего для ангиогенеза, однако свежеизолированные ADRC могут иметь более высокий ангиогенный потенциал, чем культивируемый23.
Disclosures
Автор Сёрен. Шейх является генеральным директором Blue Cell Therapeutics, Копенгаген, Дания.
Acknowledgments
Эта работа была основана Университетской больницей Оденсе (11/31936), Датским центром регенеративной медицины (14/50427) и Датским онкологическим обществом.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Liposuction | |||
| Abdominal Binder | Dale | Size depent of the patient | |
| Adhessive OP-towel | Mölnlycke Health Care | 906677 | 90x75 cm |
| Adrenalin 1 mg/ml | Amgros I/s | 74 44 23 | 1 ml |
| Basic OP supplies | Mölnlycke Health Care | 97010873-07 | |
| Carbon Steel blade 11 | Swann-Morton | ||
| Chlorhixidine Ethanol | Faarborg Pharma | 5% colored | |
| Disposable set Lipocollector 3 | Human Med | 670200 | |
| Extension hoses | Extrudan | 5.8/8.3 mm, Ch 25, 3,5 M long | |
| Gaze Rags | Barrier | 175201 | 30x45 cm |
| Jelonet | Smith and Nephew Medical Ltd | 90509225 | 10 x 10 cm |
| Marcaine 5 mg/ml + Adrenaline 5 micrigram | Astra Zeneca | 20 mL | |
| Mesorb Bandage | Mölnlycke Health Care | 677001 | 10x13 cm |
| Microlance | Becton Dickinson | 304622 | 18 G + 23 G |
| Monocryl suture | Ethicon | 04:00 | |
| Ringer-lactat | Fresinus Kabi | ||
| Sterile gloves | Gammex | 330052065 | |
| Surgical Gown | Mölnlycke Health Care | 690103-01 | |
| Surgical Marker | Richard-Allan | ||
| Surgical Mask | 3M | ||
| Syringe | Codan Medical | 6,28,402 | 50/60 ml cath tip |
| Syringe | Becton Dickinson | 700016181 | 1 ml |
| WAL- Applikator for cannulae 25/30 cm | Human Med | REF 500001 | |
| Isolation of ADRC's | |||
| 1 ml Syringe | Becton Dickinson | REF 303172 | |
| 3 way stopcock | One Med | REF 10554-01 | |
| Adhesive OP-towel | Mölnlycke Health Care AB | REF 906677 | 90x75 cm |
| Cytori Celution 800IV device | Cytori | ||
| Desinfection swaps | Mediq Danmark | 3340010 | |
| Microlance | Becton Dickinson | 25G (0,5*25 mm) | |
| Nitril Gloves | Abena | Powder free | |
| OR drape Sheet, 2 layers | Lohmann & Rauscher | REF 33005 | |
| Ringers Lactate | Fresinus Kabi | 06756 (DK) | |
| Sterile gloves | |||
| Sterile gown | |||
| Supplemental kit for Cytori Celution 800IV devise | Cytori | ||
| Termometer | Thomas Scientific | traceable | |
| Injection of ADRC's | |||
| Aperture drape | One Med | REF1565-01 | 75*90 cm |
| Desinfection swap | Mediq Danmark | 3340010 | |
| Pean | Leibinger | 32-01257 | |
| Silicone Vessel Loop | Purple Surgical | REF PS3203 | |
| Sterile gloves | Sempermed | Or Use your favorite |
References
- Baraniak, P. R., McDevitt, T. C. Stem cell paracrine actions and tissue regeneration. Regenerative Medicine. 5 (1), 121-143 (2010).
- Albersen, M., et al. Injections of adipose tissue-derived stem cells and stem cell lysate improve recovery of erectile function in a rat model of cavernous nerve injury. The Journal of Sexual Medicine. 7 (10), 3331-3340 (2010).
- Zuk, P. A., et al. Human adipose tissue is a source of multipotent stem cells. Molecular Biology of the Cell. 13 (12), 4279-4295 (2002).
- Yang, J., et al. Adipose-derived stem cells improve erectile function partially through the secretion of IGF-1, bFGF and VEGF in aged rats. Andrology. 6, 498-509 (2018).
- Phillippou, Y. A., et al. Penile rehabilitation for postprostatectomy erectile dysfunction. Cochrane Database Systematic Review Issue 10. 012414, (2018).
- Nelson, C. J., et al. Back to baseline: erectile function recovery after radical prostatectomy from the patients' perspective. Journal of Sex Medicine. 10, 1636-1643 (2013).
- Fode, M., Ohl, D. A., Ralph, D., Sonksen, J. Penile rehabilitation after radical prostatectomy: what the evidence really says. British Journal of Urology International. 112 (7), 998-1008 (2013).
- Johansson, E., et al. Long-term quality-of-life outcomes after radical prostatectomy or watchfull waiting: the Scandinavian Prostate Cancer Group-4 randomised trail. Lancet Oncology. 12, 891-899 (2011).
- Huang, Y. C., et al. The effect of intracavernous injection of adipose tissue-derived stem cells on hyperlipidemia-associated erectile dysfunction in a rat model. The Journal of Sexual Medicine. 7 (4), Pt 1 1391-1400 (2010).
- Garcia, M. M., et al. Treatment of erectile dysfunction in the obese type 2 diabetic ZDF rat with adipose tissue-derived stem cells. The Journal of Sexual Medicine. 7 (1), Pt 1 89-98 (2010).
- Lin, C. S., Xin, Z., Dai, J., Huang, Y. C., Lue, T. F. Stem-cell therapy for erectile dysfunction. Expert Opinion on Biological Therapy. 13 (11), 1585-1597 (2013).
- Haahr, M. K., et al. Safety and Potential Effect of a Single Intracavernous Injection of Autologous Adipose-Derived Regenerative Cells in Patients with Erectile Dysfunction Following Radical Prostatectomy: An Open-Label Phase I Clinical Trial. EBioMedicine. 5, 204-210 (2016).
- Mirotsou, M., Jayawardena, T. M., Schmeckpebper, J., Gnecchi, M., Dzau, V. J. Paracrine mechanisms of stem cell reparative and regenerative actions in the heart. Journal of Molecular Cellular Cardiology. 50 (2), 280-289 (2011).
- Baraniak, P. R., McDevitt, T. C. Stem cell paracrine actions and tissue regeneration. Regenerative Medicine. 5 (1), 121-143 (2010).
- Albersen, M., et al. Injections of adipose tissue-derived stem cells and stem cell lysate improve recovery of erectile function in a rat model of cavernous nerve injury. The Journal of Sexual Medicine. 7 (10), 3331-3340 (2010).
- Zuk, P. A., et al. Human adipose tissue is a source of multipotent stem cells. Molecular Biology of the Cell. 13 (12), 4279-4295 (2002).
- Gokce, A., Peak, T. C., Abdel-Mageed, A. B., Hellstrom, W. J. Adipose Tissue-Derived Stem Cells for the Treatment of Erectile Dysfunction. Current Urology Reports. 17, 14 (2016).
- Bourin, P., et al. Stromal cells from the adipose tissue-derived stromal vascular fraction and cultured expanded adipose tissue-derived stromal/stem cells: a joint statement of the International Frederation for Adipose Therapeutics and Science (IFATS) and the International Society for Cellular Therapy (ISCT). Cytotherpy. 15 (6), 641-648 (2013).
- Haahr, M. K., et al. A 12-month Follow-up after a Single Intracavernous Injection of Autologous Adipose-derived Regenerative Cells in Patients with Erectile Dysfunction following Radical Prostatectomy: An Open-label Phase 1 Clinical Trial. Urology. 121, 203 (2018).
- Fedder, C., et al. In vitro exposure of human fibroblasts to local anesthetics impairs cell growth. Clinical & Experimental Immunology. 162 (2), 280-288 (2010).
- D'Andrea, F., et al. Large-scale production of human adipose tissue from stem cells: a new tool for regenerative medicine ad tissue banking. Tissue Engineering Part C: Methods. 14 (3), 233-242 (2008).
- Zhang, S., et al. Comparison of the therapeutic effects of human and mouse adipose-derived stem cells in a murine model of lipopolysaccharide-induced acute lung injury. Stem Cell Research and Therapy. 4 (1), 13 (2013).
- Yusuke, H., et al. Transplantation of freshly isolated adipose tissue-derived regenerative cells enhances angiogenesis in a murine model of hind limb ischemia. Biomedical Research. 34 (1), 23-29 (2013).
