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Évaluation de l'autorégulation du flux sanguin cérébral dans le Rat à l'aide de laser Doppler Flowmetry

Published: January 19, 2020 doi: 10.3791/60540
Automatic Translation
*1, *1, *1, 1
1Department of Physiology, Medical College of Wisconsin
* These authors contributed equally

Summary

Cet article démontre l'utilisation de la fluidité de Doppler de laser pour évaluer la capacité de la circulation cérébrale pour autoréguler son flux sanguin pendant des réductions de la tension artérielle.

Abstract

En examinant les mécanismes du corps pour réguler le flux sanguin cérébral, une mesure relative du flux sanguin microcirculatoire peut être obtenue à l'aide de la fluidité d'écoulement de Doppler de laser (LDF). Cet article démontre une préparation fermée de crâne qui permet à la circulation de sang cérébrale d'être évaluée sans pénétrer le crâne ou installer une chambre ou une fenêtre cérébrale. Pour évaluer les mécanismes d'autorégulation, un modèle de réduction contrôlée de la pression artérielle par hémorragie graduée peut être utilisé tout en employant simultanément LDF. Cela permet le suivi en temps réel des changements relatifs dans le flux sanguin en réponse à la réduction de la pression artérielle produite par le retrait du volume sanguin circulant. Ce paradigme est une approche valable pour étudier l'autorégulation cérébrale de flux sanguin pendant des réductions de tension artérielle et, avec des modifications mineures dans le protocole, est également valable comme modèle expérimental de choc hémorragique. En plus d'évaluer les réponses autorégulatrices, LDF peut être utilisé pour surveiller le flux sanguin cortical lors de l'étude métabolique, myogénique, endothéliale, humoral, ou les mécanismes neuronaux qui régulent le flux sanguin cérébral et l'impact de divers interventions et conditions pathologiques sur le flux sanguin cérébral.

Introduction

Les mécanismes autorégulateurs dans la circulation cérébrale jouent un rôle crucial dans le maintien de l'homéostasie et de la fonction normale dans le cerveau. L'autorégulation du flux sanguin cérébral est affectée par de multiples facteurs, y compris la fréquence cardiaque, la vitesse du sang, la pression de perfusion, le diamètre des artères de résistance cérébrale, et la résistance microcirculatoire, qui jouent tous un rôle dans le maintien de la constante totale du flux sanguin cérébral dans le cerveau sur la gamme physiologique de la pression artérielle systémique. Lorsque la pression artérielle augmente, ces mécanismes resserrent les artérioles et les artères de résistance pour prévenir les augmentations dangereuses de la pression intracrânienne. Quand la tension artérielle diminue, les mécanismes locaux de commande dilatent les artérioles pour maintenir la perfusion de tissu et la livraisond'O 2. Diverses conditions pathologiques telles que l'hypercapnie, traumatisme ou des lésions cérébrales hypoxiques globales, et la microangiopathie diabétique1,2,3,4,5,6 peut perturber la capacité du cerveau à autoréguler son flux sanguin. Par exemple, l'hypertension chronique déplace la gamme autorégulatrice efficace vers des pressions plus élevées7,8,9, et un régime à haute teneur en sel (HS) interfère non seulement avec la dilatation normale endothélium-dépendante dans la microcirculation cérébrale10, mais altère également la capacité des mécanismes d'autorégulation dans la circulation cérébrale à dilater et maintenir la perfusion de tissu lorsque la pression artérielle est réduite11. L'autorégulation cérébrale est également altérée chez les rats sensibles au sel Dahl lorsqu'ils sont nourris avec un régime HS12.

Pendant des réductions de la pression artérielle, la dilatation des artères et des artérioles de résistance cérébrale retourne au commencement le flux sanguin cérébral pour commander des valeurs en dépit de la pression réduite de perfusion. Comme la pression artérielle est réduite davantage, le flux sanguin cérébral reste constant à la pression inférieure (phase de plateau de la réponse autorégulatrice) jusqu'à ce que la vascularisation ne peut plus se dilater pour maintenir le flux sanguin à la pression inférieure. La pression la plus basse à laquelle un organe peut maintenir le flux sanguin normal est appelée la limite inférieure de l'autorégulation (LLA). Aux pressions au-dessous du LLA, le flux sanguin cérébral diminue de manière significative des valeurs de repos et diminue d'une manière linéaire avec chaque réduction de la pression de perfusion artérielle13,14. Un décalage vers le haut dans le LLA, comme observé dans l'hypertension7,8,9, peut augmenter le risque et la gravité des dommages ischémiques pendant les conditions où la pression de perfusion artérielle est réduite (par exemple, infarctus du myocarde, accident vasculaire cérébral ischémique, ou choc circulatoire).

LDF s'est avéré être une approche extrêmement précieuse pour évaluer le flux sanguin dans la microcirculation dans une variété de circonstances, y compris l'autorégulation du flux sanguin dans la circulation cérébrale11,14,15. En plus d'évaluer les réponses autorégulatrices, LDF peut être utilisé pour surveiller le flux sanguin cortical lors de l'étude métabolique, myogénique, endothéliale, humoral, ou des mécanismes neuronaux qui régulent le flux sanguin cérébral et l'impact de diverses interventions expérimentales et des conditions pathologiques sur le flux sanguin cérébral10,16,17,18,19,20,21.

LDF mesure le déplacement de la lumière laser réfléchie en réponse au nombre et à la vitesse des particules en mouvement - dans ce cas, les globules rouges (RBC). Pour les études de l'autorégulation vasculaire cérébrale, la tension artérielle artérielle est changée soit par l'infusion d'un agoniste alpha-adrénergique pour augmenter la pression artérielle (parce que la circulation cérébrale elle-même est insensible aux agonistes vasoconstricteurs vasoconstricteurs alpha-adrénergiques)12,15 ou par le retrait contrôlé de volume sanguin pour réduire la pression artérielle11,14. Dans la présente étude, LDF est utilisé pour démontrer les effets des réductions graduées de la pression artérielle sur l'autorégulation cérébrale chez un rat en bonne santé. Bien que des méthodes ouvertes et fermées de crâne aient été décrites dans la littérature22,23,24,25, le présent article démontre une préparation fermée de crâne, permettant le flux sanguin cérébral pour être évalué sans pénétrer le crâne ou installer une chambre ou une fenêtre cérébrale.

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Protocol

Le Medical College of Wisconsin Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) a approuvé tous les protocoles décrits dans le présent document et toutes les procédures sont conformes au National Institutes of Health (NIH) Office of Laboratory Animal Welfare (OLAW) Règlements.

1. Animaux expérimentaux et préparation à l'enregistrement

  1. Utilisez des rats Mâles Sprague-Dawley de 8 à 12 semaines pesant de 250 à 300 g. Pour ces expériences, nourrir les rats d'un régime alimentaire standard composé de 0,4 % de NaCl, 200 g/kg de caséine, 3 g/kg de DL-méthionine, 497,77 g/kg de saccharose, 150 g/kg de fécule de maïs, 50 g/kg d'huile de maïs, 50 g/kg de cellulose, 2 g/kg de bitartrate de choline, 35 g/kg de mélange minéral, et 10 g/kg de mélange de vitamine.
  2. Enregistrez la pression artérielle artérielle et les lectures de LDF à l'aide d'un logiciel d'acquisition de données ou de toute méthode d'enregistrement comparable.
  3. Fixez le transducteur de pression artérielle à un canal du système d'enregistrement et la sonde LDF à l'autre canal du système d'enregistrement.
  4. Avant la mesure, calibrer la sonde laser Doppler pour établir une norme de motilité et s'assurer que le compteur d'écoulement doppler laser fournit une sortie régulière.
  5. Préparer l'équipement supplémentaire nécessaire pour la chirurgie préparatoire et pour l'expérience : un microscope disséqué, un ventilateur de rongeur, un moniteur de CO2 de marée de fin, un instrument stéréotaxique pour fixer la tête du rat en position, et un micromanipulateur pour localiser la sonde de LDF au-dessus de la microcirculation piale et la maintenir dans une position régulière.

2. Préparation chirurgicale

  1. Peser le rat et anesthésier l'animal dans une chambre à induction avec 3,5% isoflurane et 30% O2 supplément.
  2. Retirez l'animal de la chambre d'induction et remplacez un masque anesthésique délivrant un isoflurane de 1,5 à 3 % par un supplément de 30 % O2.
  3. Placez le rat sur une couverture d'eau en circulation maintenue à 37 oC et vérifiez les réflexes avec une pince d'orteil pour s'assurer qu'il y a un réflexe de retrait. Appliquer ondulé ophtalmique stérile sur les deux yeux pour prévenir la dessiccation cornéenne.
  4. Raser le haut du crâne, la région du cou ventral et les triangles fémoraux. Enlever les cheveux lâches de ces zones et nettoyer avec de l'alcool à friction.
  5. Placez le rat en position de supine sur un coussin chauffant à l'aide d'une pompe à eau chaude en circulation pour maintenir la température corporelle de l'animal à 37 oC et fixez-le temporairement sur le coussin à l'aide de ruban adhésif médical.
  6. Installer une canule trachéale (pe240 tube de polyéthylène) par une incision ventrale dans le cou comme décrit ailleurs26.
  7. Fixez la canule trachéale à un moniteur de CO2 des marées et le ventilateur délivrant un isoflurane de 2,5 à 3,0 % (selon la taille de l'animal) et un supplément d'inhalation de 30 % O2. Assurez-vous que la fréquence respiratoire, le temps d'inspiratoire et le volume ventilatoire minute sont réglés et surveillés afin d'assurer un CO2 de marée expiré d'environ 35 mmHg tout au long de l'expérience.
    REMARQUE : Ceci est généralement réalisé avec un taux respiratoire d'environ 48-60 respirations/min, un volume de marée de 1,70 à 2,30 ml, et un temps d'inspiration de 0,50 à 0,60 s pour un rat de 250 à 300 g.
  8. Remplir deux canules de polyéthylène PE50 avec 1 u/mL d'héparine dans une solution isotonique NaCl pour prévenir la coagulation et maintenir la patency des cathéters. Après le remplissage, vel l'extrémité ouverte de chaque canule avec des ciseaux chirurgicaux pour faciliter l'insertion dans l'artère.
  9. Cannuer les artères fémorales droites et gauches comme décrit ailleurs27 pour permettre la surveillance continue de la pression artérielle dans un cathéter et le retrait de sang de l'autre cathéter.
    1. Après avoir soigneusement séparé les artères du tissu environnant sous un microscope disséquant, ligate l'extrémité distale de l'artère et placez deux sutures additionnelles autour des extrémités moyennes et proximales de l'artère sans serrer les noeuds.
    2. Utilisez la suture proximale comme ligature de levage pour empêcher le saignement de l'artère après l'incision pour l'insertion de canule (étape 2.11).
  10. Insérez un fil en forme de V façonné à partir d'un trombone sous l'artère afin d'occluder le vaisseau jusqu'à ce que la canule soit fixée.
  11. Sous un microscope disséquant faire une petite incision dans l'artère fémorale près de la ligature distale à l'aide de ciseaux Vannas. Insérez l'extrémité bevée de la canule dans l'incision et avancez-la dans l'artère fémorale. Resserrer le noeud sur la ligature du milieu pour fixer la canule en place afin qu'elle ne soit pas délogée par la pression artérielle lorsque la ligature de levage ou le trombone est enlevé.
  12. Après que la ligature du milieu est serrée, relâchez la tension sur la ligature de levage et/ou retirez le trombone, et serrez la ligature proximale.
  13. Fermez l'incision avec de fines sutures (3-0 soie) ou un agrafe chirurgicale. Sinon, placez une gaze humide sur le site d'incision, selon la taille de l'incision.

3. Amincissement du crâne pour les mesures LDF

  1. Immédiatement après que les canules sont en place, placez l'animal dans une position sternale et fixez la tête dans un dispositif stéréotaxique, en prenant soin de ne pas déloger les cathéters ou le tube trachéal.
  2. Utilisez des ciseaux chirurgicaux pour faire une incision elliptique dans la peau couvrant le crâne. Utilisez un coton-tige pour enlever tout tissu conjonctif, en veillant à ce que le crâne soit propre et sec. Placez un petit morceau allongé et roulé de papier de soie autour de l'incision sur le cuir chevelu pour arrêter tout saignement.
  3. Sous le microscope disséquant, utilisez un outil Dremel ou un perceur dentaire avec un foret de 2,15 mm pour éclaircir une petite zone d'os (environ 0,5 à 1 cm selon la taille du rat) dans la zone pariétale au-dessus du cortex somatosensoriel gauche ou droit.
    CAUTION: Mincez l'os lentement et soigneusement pour éviter de pénétrer le crâne. Pendant l'exécution de cette étape, la solution saline devrait être appliquée généreusement pour empêcher la zone de surchauffer.
  4. Une fois que le crâne a été éclairci et la zone a un aspect rose et / ou les vaisseaux sanguins sont visualisés, couvrir la zone avec de l'huile minérale et utiliser un micromanipulateur pour positionner la sonde laser Doppler sur la microcirculation cérébrale exposée de sorte que la pointe de la sonde est juste toucher le haut de la piscine d'huile minérale (Figure 1).
    REMARQUE : Il est essentiel de prendre des mesures LDF dans une zone où il n'y a pas de vibrations externes qui interfèreraient avec les lectures d'Undeet laser et que la sonde est solidement fixée sur la même zone cible tout au long de l'expérience.

4. Évaluer l'autorégulation vasculaire cérébrale

  1. Une fois que la sonde LDF est fixée en position, prévoyez une période d'équilibre de 30 à 45 minutes avant de commencer l'expérience. Après la période d'équilibre, mesurez la pression artérielle moyenne (MAP) et le flux sanguin cérébral de laser (LCBF) tous les 30 s pendant 2 min et moyennes les valeurs pour obtenir les valeurs de base pour la tension artérielle de préhemorrhage et LCBF.
  2. Pour évaluer l'autorégulation vasculaire cérébrale en réponse à la réduction artérielle de pression, mesurez le LCBF et le MAP suivant des retraits successifs de 1,5 ml de sang de l'artère fémorale11. Pour conserver le brevet du cathéter, assurez-vous qu'un volume de solution héparine (100 U/mL en solution saline isotonique) est à peu près égal au volume du cathéter après chaque prélèvement sanguin.
    REMARQUE : Lors de l'infusion de la solution d'héparine pour maintenir la patency de cathéter, il est important de faire correspondre le volume de la solution d'héparine au volume du cathéter aussi étroitement que possible pour empêcher l'animal de recevoir trop d'héparine, qui pourrait causer des non désirés Saignement.
  3. Après chaque retrait du volume sanguin, permettre au rat d'ajuster pendant 2 min, après quoi le MAP et le LCBF sont enregistrés tous les 30 s pendant 2 min. Répétez les retraits de volume sanguin jusqu'à ce que l'animal atteigne un MAP d'environ 20 mmHg.
  4. Déterminer la plage d'autorégulation efficace en identifiant la gamme de tension artérielle du MAP préhémorragique au LLA (étapes 4.5 et 5.3, ci-dessous).
  5. Déterminer la LLA en identifiant la pression la plus basse à laquelle l'ALF retourne encore à moins de 20 % de la valeur de contrôle de préhemorrhage après le retrait du volume sanguin, tel que décrit précédemment11,28 ou en identifiant le point d'intersection des lignes de régression déterminées au cours de la phase de plateau de l'autorégulation et en dessous de la LL, où la LCBF diminue à chaque retrait sanguin successif (étape 5.3, ci-dessous).
    REMARQUE : Les critères de définition du lLA et du plateau autorégulateur peuvent différer d'un laboratoire à l'autre (p. ex. Takada et coll.28 vs Jones etcoll. 29) ainsi que des procédures de réduction de la pression artérielle artérielle (p. ex., retrait d'un volume spécifique de sang par rapport à une hémorragie contrôlée pour atteindre des niveaux de pression artérielle spécifiques)11.
  6. À la fin de l'expérience, euthanasiez l'animal en créant un pneumothorax bilatéral sous un plan chirurgical d'anesthésie, tel qu'approuvé par l'IACUC.
  7. Les valeurs De FLD obtenues dans le tissu après l'euthanasie de l'animal fourniront la valeur de flux de base zéro pour la configuration expérimentale.

5. Analyse statistique

  1. Effectuer une analyse linéaire de régression pour évaluer la corrélation entre les valeurs de LDF et leur pression artérielle correspondante. Utilisez les relevés de référence de FLD obtenus après l'euthanasie de l'animal pour vous assurer qu'il n'y avait pas de signal LDF non spécifique affectant les débits mesurés.
  2. Calculez le LLA à l'aide de l'intersection entre les lignes de régression au-dessus et au-dessous du plateau autorégulateur. Pour calculer le LLA à l'aide de cette méthode, combinez les deux équations de régression et résolvez l'équation résultante pour la pression artérielle.
  3. Lorsque vous comparez différents groupes expérimentaux, utilisez l'analyse linéaire de régression pour calculer les pentes de la relation de pression ldiférique par rapport à la relation artérielle au-dessus et au-dessous du LLA pour chaque animal et les résumer comme moyennes - SEM pour les animaux de ce groupe expérimental.

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Representative Results

La figure 2 résume les résultats d'expériences menées chez 10 rats mâles Sprague-Dawley nourris en chow de laboratoire standard. Dans ces expériences, le LCBF moyen a été maintenu dans 20% de la valeur de préhemorrhage suivant les trois premiers retraits de volume de sang, jusqu'à ce que la pression artérielle moyenne ait atteint le LLA. Les retraits subséquents de volume sanguin aux pressions au-dessous du LLA ont causé une réduction progressive de LCBF, montrant que la circulation cérébrale n'était plus en mesure de produire un niveau suffisant de vasodilatation pour maintenir le flux sanguin cérébral constant aux pressions inférieures de perfusion.

La figure 3 résume la relation entre la pression artérielle moyenne et la LCBF dans la phase du plateau (MAP -65 mmHg) et la phase de décompensation (MAP 'lt;65 mmHg) de l'autorégulation CBF. Aux pressions à ou au-dessus du LLA, il n'y avait aucune corrélation significative entre la pression LCBF et la pression artérielle (r2 - 0,0246; p - 0,3534), montrant que le LCBF était indépendant de la pression artérielle dans la plage de plateau de la courbe autorégulatrice. En dessous de la LLA, la relation de pression LCBF/artérielle avait une pente négative et LCBF était significativement corrélée avec la pression artérielle (r2 - 0,7907; p ' 8,7 x 10'25).

Figure 1
Figure 1 : Placement de la sonde Laser Doppler au-dessus du crâne aminci d'un rat anesthésié. Rat dans l'appareil stéréotaxique avec une sonde de LDF placée au-dessus d'une zone éclaircie du crâne et maintenue en place avec un micromanipulateur. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

Figure 2
Figure 2 : Autorégulation du flux sanguin cérébral en réponse aux réductions induites par l'hémorragie de la tension artérielle. La relation résumée entre le retrait de volume sanguin et (A) la pression artérielle moyenne (MAP) et (B) le flux sanguin cérébral de laser (LCBF) chez les rats ont alimenté un régime standard et soumis aux retraits séquentiels de volume de sang. Données présentées comme moyennes - SEM pour n '6 -10 après chaque retrait du volume sanguin. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

Figure 3
Figure 3 : Relation entre la pression artérielle moyenne et le flux sanguin cérébral au laser. La relation pendant la phase de plateau de la réponse autorégulatrice (n - 37 observations) et dans la phase décompensatoire de la réponse (n - 70 observations) sont montrées, où les pressions artérielles sont tombées au-dessous du LLA (65 mmHg). La LCBF a été fortement corrélée avec le MAP dans la phase dédeminatrice de l'autorégulation (r2 à 0,7907; p - 8,7 x 10à 25), mais pas pendant la phase de plateau de l'autorégulation (r2 - 0,0246; p - 0,3534). Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

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Discussion

Évaluation des réponses de flux sanguin de tissu avec la flowmemétrie de Doppler de laser (LDF). Comme indiqué ci-dessus, le signal LDF est proportionnel au nombre et à la vitesse des particules en mouvement, en l'occurrence RBC, dans la microcirculation. Les lectures de LDF dans différents organes sont bien corrélées avec le flux sanguin entier d'organe évalué par des méthodes établies telles que les compteurs d'écoulement électromagnétiques et les microsphères radioactives30 et sont généralement compatibles avec des études évaluant la régulation du tonalité active dans les préparations d'artère cannulated10,31,32,33,34 et les préparations microcirculatoires in situ35,36.

Une considération en menant des études de l'autorégulation cérébrale, et peut-être l'autorégulation dans d'autres lits vasculaires, est l'effet potentiel de l'anesthésie sur des réponses autorégulateurs. Bien que l'autorégulation cérébrale ait été présente dans l'étude actuelle et dans une étude antérieure par notre groupe11 et compatible avec les effets connus d'un régime de HS sur les réponses de vasodilatateur des artères de résistance cérébrale31,32,37, les artérioles de pial de rat35 et les artérioles in situ de la poche de joue de hamster36,l'anesthésie d'isoflurane a été rapportée pour avoir un effet de vasodilatateur fort38 et pour causer la suppression cardio-vasculaire 39. Isoflurane a également été rapporté pour causer une perte de l'autorégulation vasculaire cérébrale chez les souris40,41, ainsi quelques investigateurs ont employé l'anesthésie d'alpha-chloralose seule41 ou en combination avec l'uréthane42 pour étudier l'autorégulation cérébrale à la place.

Les nombres et les vitesses de RBC varient dans un lit microcirculatoire, entre les individus et dans un sujet individuel au fil du temps. Ainsi, LDF ne fournit pas une valeur absolue du flux sanguin à l'intérieur d'un organe ou de sa microcirculation, entre différents organes, ou dans différentes régions de la microcirculation. Par conséquent, il est essentiel de sécuriser fermement la sonde LDF afin qu'elle reste dans la même position et ne soit soumise à aucune vibration tout au long de l'expérience. Pour évaluer avec précision les changements dans le flux sanguin cérébral, la tête du rat est positionnée dans un instrument stéréotaxique et la sonde LDF est tenue dans un micromanipulateur au-dessus d'une zone éclaircie du crâne pour empêcher les artefacts de mouvement et pour maintenir la position de la sonde par rapport à la région étudiée (Figure 1). Tout mouvement de la sonde loin de son emplacement initial produira un signal déterminé par le flux sanguin dans une zone différente du tissu, empêchant les comparaisons. Bien que LDF ne fournit pas une mesure du flux sanguin absolu, lorsqu'il est effectué correctement, il est encore une approche pratique et utile pour évaluer la régulation de la circulation sanguine au niveau de l'ensemble du lit vasculaire30, et l'ampleur des augmentations ou des diminutions relatives dans le flux de FLD par rapport à une valeur de contrôle peut être comparéstatistiquement.

Autorégulation du flux sanguin cérébral. La circulation cérébrale peut normalement tolérer de grands changements dans la pression artérielle artérielle qui causent la vasoconstriction quand la pression artérielle est élevée et la vasodilatation quand la pression artérielle est réduite par des mécanismes autorégulateurs. Ces mécanismes sont d'une importance cruciale pour prévenir les augmentations dangereuses de la pression intracrânienne lorsque la pression artérielle systémique augmente et pour maintenir une perfusion tissulaire adéquate et l'approvisionnement en oxygène lorsque la pression artérielle diminue. Les expériences actuelles ont porté sur la capacité des mécanismes autorégulateurs de maintenir le flux sanguin cérébral constant pendant que la pression artérielle est réduite (plutôt que la capacité de la circulation cérébrale pour maintenir le flux sanguin constant pendant que LE MAP est augmenté), bien que le LDF soit très valable et largement employé pour ces dernières études aussi bien. Une autre application valable de cette conception expérimentale est d'étudier le flux sanguin microvasculaire pendant l'hémorragie et dans diverses formes de choc circulatoire43,44,45,46.

L'autorégulation de LCBF pendant des réductions hémorragie-induites de la pression artérielle est évaluée en comparant le flux de LDF et MAP mesuré 2 min après chaque retrait de sang avec le MAP et le Map de contrôle de préherhage mesurés immédiatement avant le retrait de volume sanguin. À ce stade, les mécanismes d'autorégulation auront agi pour dilater la microvasculature pour maintenir le flux sanguin à la pression de perfusion inférieure. Le LLA est identifié comme le MAP le plus bas où les mécanismes d'autorégulation peuvent encore rétablir le flux sanguin malgré la réduction de la pression de perfusion. Aux pressions artérielles au-dessous du LLA, les mécanismes autorégulateurs ont atteint leur limite et ne peuvent plus dilater la vascularisation cérébrale assez pour empêcher d'autres réductions du flux sanguin cérébral. Après l'adoption de la LLA, il y a une réduction significative et progressive de la LCBF de la valeur de préhémorragie suivant chaque retrait de sang pour atteindre la nouvelle pression11. L'efficacité de l'autorégulation vasculaire cérébrale en réponse aux réductions de la tension artérielle est évaluée en comparant la pente du LCBF par rapport à la relation artérielle de pression avant et après le LLA et la largeur de la phase de plateau de l'autorégulation, définie comme la gamme de pression artérielle entre le MAP préhemorrhage et le LLA. Par exemple, une étude récente évaluant l'effet d'un régime de HS sur l'autorégulation cérébrale11 a constaté que le flux sanguin cérébral a été maintenu à un niveau constant chez les rats alimentés avec un régime bas de sel (LS ; 0.4% NaCl) pendant des réductions soutenues de la pression artérielle aux valeurs aussi basses que 40-50 mmHg. Cette conclusion est compatible avec les estimations précédentes de la LLA chez les rats en bonne santé16,47. Cependant, la phase de plateau de l'autorégulation cérébrale de flux sanguin chez les rats sprague-Dawley normotensives nourris à court terme (3 jours) et chronique (4 semaines) de sel élevé (HS; 4% NaCl) régime a diminué progressivement avec des réductions successives de la pression artérielle, montrant que le régime HS élimine la phase de plateau de régulation du flux sanguin qui est normalement présent chez les rats normotensives sains et affecte négativement la capacité de la circulation cérébrale pour maintenir la perfusion tissulaire face à des réductions de la pression artérielle11. La conclusion que l'autorégulation du flux sanguin cérébral en réponse à la pression artérielle réduite est altérée chez les rats nourris un régime HS est compatible avec les résultats des études montrant que les augmentations de sel alimentaire altèrent la relaxation des artères de résistance31,32,33, 34,37 et artérioles35,36 des rats et hamsters normotensive.

En plus de fournir des informations précieuses sur la capacité de la microcirculation à autoréguler son flux sanguin, les mesures LDF peuvent être utilisées dans un large éventail d'applications qui fournissent une estimation dynamique du contrôle du flux sanguin qui n'est pas disponible avec les méthodes conventionnelles, telles que les microsphères et les sondes de flux électromagnétique. Par exemple, les mesures de LDF sont extrêmement valables en évaluant la réponse de la microcirculation aux stimulus vasoactifs tels que l'infusion d'ACh et l'administration d'autres agents vasoactifs31,32,33,34,37, pCO artériel élevé210, hypoxie17,48, couplage neurovasculaire en réponse aux stimuli sensoriels21,49, fonctionnel hyperémie dans le cerveau20, et l'évaluation des réponses des tissus à l'effort hypotensif hémorragique et divers types de choc circulatoire43,44,45,46.

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Disclosures

Les auteurs n'ont rien à révéler.

Acknowledgments

Les auteurs expriment leurs sincères remerciements à Kaleigh Kozak, Megan Stumpf et Jack Bullis pour leur aide exceptionnelle dans la réalisation de cette étude et la préparation du manuscrit. Soutien accordé : NIH #R01-HL128242, #R21-OD018309 et #R21-OD024781.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
3-0 braided black silk suture Midwest Vet 193.73000.2
Arterial Pressure Transducer Merit Medical 041516504A
Automated Data Acquisition Systems (WINDAQ & BIOPAC system) DATAQ Instruments
Blood Pressure Display Unit Stoelting 50115
Circulating warm water pump Gaymar Industries T-pump
End-tidal CO2 monitor Stoelting Capstar-100
Heparin Sodium Midwest Vet 191.46720.3
Kimwipe Fisher Scientific 06-666A
Laser Doppler Flow Meter Perimed PeriFlux 5000 LDPM
Laser Doppler Refill Motility Standard Perimed PF1001
Polyethylene Tubing (PE240) (for trachea cannula) VWR 63018-828
Polyethylene Tubing (PE50) (for femoral catheters) VWR 63019-048
Rodent Ventilator Cwe/Stoelting SAR-830/P
Saline Midwest Vet 193.74504.3
Sprague-Dawley Outbred Rats Variable N/A Rats were ordered from various companies
Standard Rat Chow Dyets, Inc. 113755
Stereotaxic Instrument Cwe/Stoelting Clasic Lab Standard

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

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Médecine Numéro 155 flux sanguin cérébral hémorragie flux doppler laser autorégulation microcirculation flux sanguin
Évaluation de l'autorégulation du flux sanguin cérébral dans le Rat à l'aide de laser Doppler Flowmetry
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Allen, L. A., Terashvili, M., Gifford, A., Lombard, J. H. Evaluation of Cerebral Blood Flow Autoregulation in the Rat Using Laser Doppler Flowmetry. J. Vis. Exp. (155), e60540, doi:10.3791/60540 (2020).

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