Summary
כאן, אנו מציגים פרוטוקול לניהול בטוח ויעיל של גז הרדמה לעכברים באמצעות מערכת הרדמה דיגיטלית בזרימה נמוכה עם מודולי הנשמה וניטור פיזיולוגי משולבים.
Abstract
מכשירי אידוי דיגיטליים בזרימה נמוכה משתמשים בדרך כלל במשאבת מזרק כדי לנהל ישירות הרדמה נדיפה לזרם של גז נושא. בהתאם להמלצות לרווחת בעלי החיים, בעלי החיים מחוממים ומנוטרים במהלך הליכים הדורשים הרדמה. הרדמה נפוצה וציוד ניטור פיזיולוגי כוללים מיכלי גז, מכשירי אידוי הרדמה ודוכנים, בקרי חימום ורפידות, מכונות הנשמה מכניות ואוקסימטרים דופק. מחשב נחוץ גם לאיסוף נתונים ולהפעלת תוכנת ציוד. בחללים קטנים יותר או בעת ביצוע עבודת שטח, זה יכול להיות מאתגר להגדיר את כל הציוד הזה בחלל מוגבל.
מטרת פרוטוקול זה היא להדגים שיטות עבודה מומלצות לשימוש באידוי דיגיטלי בזרימה נמוכה באמצעות חמצן דחוס ואוויר בחדר, יחד עם מאוורר מכני משולב, אוקסימטר דופק והתחממות אינפרא אדום רחוקה כהרדמה כוללת וחבילת ניטור פיזיולוגית אידיאלית למכרסמים.
Introduction
מחקר המערב מודלים של בעלי חיים דורש לעתים קרובות ציוד איסוף נתונים מיוחד. ישנם שני סוגים נפוצים של מאדה הרדמה נפוץ עבור ניתוח בעלי חיים קטנים. מכשירי אידוי הרדמה מסורתיים מסתמכים על אידוי פסיבי של חומרי הרדמה נדיפים המבוססים על לחץ אטמוספרי וזרימת גז1,2,3,4,5,6,7,8,9,10. הם נועדו לפעול בקצבי זרימה של 0.5 L / min עד 10 L / min, מה שהופך אותם אידיאליים עבור מודלים בעלי חיים גדולים11.
לאחרונה הדגמנו את ההשפעות של מאדה דיגיטלי בזרימה נמוכה בהשוואה לאייד מסורתי12,13. מערכת הרדמה דיגיטלית בזרימה נמוכה יכולה לשמש לתחזוקת בעל חיים על חרוט אף בשיעורי זרימה נמוכים מאוד של פי 1.5-2.2 מנפח הדקה של החיה14,15,16.
ישנם יתרונות רבים לשימוש במערכת הרדמה דיגיטלית. הוא משלב משאבה מובנית, אשר שואבת אוויר הסביבה להשתמש כגז נושאת. זה מאפשר למשתמש לנהל הרדמה ללא שימוש בגז דחוס. מחקרים שנעשו לאחרונה17,18 הראו כי שימוש באוויר במקום חמצן כגז נושא עשוי להיות מועיל עבור הליכים רבים.
ניתן להתקין יכולות ניטור וחימום פיזיולוגיות גם במערכת ההרדמה הדיגיטלית בעלת הזרימה הנמוכה. ברוב המוסדות, התחממות בעלי חיים וניטור פיזיולוגי נדרשים על ידי ועדות טיפול ושימוש בבעלי חיים מוסדיים19,20,21,22. מחקרים המשווים את ההשפעות הפיזיולוגיות של חומרי הרדמה הראו דיכאון דרסטי של טמפרטורת הגוף, תפקוד הלב ותפקוד הנשימה23,24,25. לעתים קרובות יש להניח את החיה על כרית חימום כדי לפקח ולשמור על טמפרטורת גוף נורמלית. ישנן שיטות רבות לחימום בעלי חיים זמינות, כגון תנורי מים חמים, רפידות חימום חשמליות ומנורות חום, אך לכל אחת מהן יש חסרונות משמעותיים. במחקרים המשווים שיטות שונות של התחממות בעלי חיים, התחממות אינפרא אדום רחוק נמצאה להיות מועיל ביותר26. מאדה דיגיטלי כולל בנוי התחממות אינפרא אדום הומיותרמית רחוקה כדי לשמור על טמפרטורת גוף בעלי חיים ספציפית. זה מבטל את הצרכים של כל בקרי כרית חימום נוספים.
בנוסף לניטור טמפרטורת הגוף, אוקסימטריית דופק היא שיטה פופולרית לניטור קצב הלב של החיה ורווית החמצן. שיטה לא פולשנית זו היא פשוטה, מדויקת, ומספקת הערכה כוללת של יכולתו של בעל החיים לווסת את רמות החמצון בדם. חיישן כפות רגליים עבור אוקסימטריה דופק יכול להיות מחובר למערכת ההרדמה, כפי שהדגמנו בעבר2.
אוורור מכני נדרש לעתים קרובות כאשר החיה נמצאת תחת תקופות ארוכות יותר של הרדמה, או בכל פעם שיש לשלוט בדפוס הנשימה של החיה. לאייד הדיגיטלי בעל הזרימה הנמוכה יש את היכולת לספק נשימות מבוקרות בלחץ או בבקרת נפח. מאוורר משולב מבטל את הצורך בהנשמה חיצונית ובדרישות להתקנת צינורות עודפים.
מכיוון שכל הצגים והתכונות הנפוצים האלה משולבים בחתיכת ציוד אחת, הגדרת הצינור מפושטת באופן משמעותי. מטרת פרוטוקול זה היא להדגים את ההתקנה והשימוש במערכת הרדמה דיגיטלית כוללת.
Protocol
כל המחקרים בבעלי חיים אושרו על ידי ועדת הטיפול והשימוש בבעלי חיים של Purdue.
1. הגדרת מאדה הזרימה הנמוכה
- מסירת איסופלוראן או סבולורן
- בחר מקור גז של נושאת מטוסים. כדי להשתמש במשאבת האוויר הפנימית, הסר את המכסה האדום מיציאת הכניסה בגב המערכת, מה שמאפשר למערכת צריכת אוויר בחדר. כדי להשתמש בגז דחוס, השתמש בווסת לחץ או במפחית לחץ המוגדר ל- 15 PSI, והתחבר ליציאת הגז הדחוס בגב המערכת.
- חבר את מיכל הפחם ליציאת הפליטה.
- חבר את מחבר האביזר ליציאות מעוררות ההשראה ותפוגה בחזית המערכת. חבר את תא האינדוקציה לענפים עם קליפים כחולים ואת חרוט האף לענפים עם קליפים לבנים (איור 1).
- לאוורור מכני
- חבר את צינורות מחבר הצנרור לסרטונים המקודדים הצהובים (איור 2).
- כייל את מאוורר ההנשמה על-ידי ביצוע כיול שטח מת. ממסך ההפעלה של פתח האוורור, הגדרתמגע ולאחר מכן Calib & Tests. בחר כיול Deadspace והקש Dial B.
- עבור אוקסימטריית דופק
- חבר את החיישן ליציאה שבגב המערכת, הנקראת MouseSTAT.
- להתחממות
- חבר את כרית החימום ליציאת 'Pad Power' בחזית המערכת.
- חבר חיישן אחד ליציאת "חיישן הגוף", והשני ליציאת 'חיישן כרית'. אבטחו את חיישן הפד למשטח החימום.
2. קביעת התצורה של ההגדרות
- להרדמה
- כוח על מערכת ההרדמה. ממסך ההפעלה ההסטה ביותר, כווןמגע .
- בחר את חומר ההרדמה. גע בסוג Anestולאחר מכן הפעל את חייג B כדי לבחור Isoflurane או Sevoflurane.
- הגדר את גודל המזרק. גע בגודל מזרקולאחר מכן הפעל את חייג B כדי לבחור גודל.
- גע ב-Back כדי לחזור למסך ההפעלה של Anest.
- באמצעות המתאם העליון בקבוק, למלא את המזרק עם הרדמה.
- חבר את המזרק למערכת ההרדמה. מגע הסר כדי להזיז את בלוק הדוחף לאחור במידת הצורך.
- ראש המזרק. לגעת ולהחזיק פריים כדי להזיז את בלוק דוחף קדימה עד בלוק דוחף נוגע בחלק העליון של בוכנה מזרק. סיבוב B תוך כדי לחיצה על לחצן פריים מסדיר את מהירות חסימת הדחיפה.
- לאוורור מכני
- גע בכרטיסיה מסך הפעלה של פתח אוורור ולאחר מכן הגדרה.
- לגעת במשקל הגוף ולהיכנס למשקל של החיה.
- עדיפות מגע לבחירת נפח או אוורור מבוקר לחץ. ההגדרה 'משקל גוף' מגדירה באופן אוטומטי את קצב הנשימה המתאים ואת נפחי הגאות והשפל.
- עבור אוקסימטריית דופק
- גע בכרטיסיה מסך הפעלה של Oxi ולאחר מכן הגדרה.
- גע ב- HR והפעל את חייג B כדי להגדיר את קריאת הדופק המינימלית המותרת. קביעות מוגדרות מראש זמינות.
- להתחממות
- ממסך הפעלה חמה, הגדרתמגע . בחרו שיטת חימום והגדרת טמפרטורת יעד.
3. בגין משלוח הרדמה
- המשך את העכבר
- ממסך ההפעלה Anest, גע ב'התחל אינדוקציה' כדי להתחיל בזרימת האוויר. קצב זרימת האינדוקציה המוגדר כברירת מחדל הוא 500 מ"ל/דקה. סיבוב חיוג A מתאים את קצב הזרימה לפי הצורך.
- מניחים את העכבר בתא האינדוקציה, סוגרים את המכסה בחוזקה. התאם את ריכוז חומר ההרדמה ל- 3% עבור isoflurane.
- לפקח עד העכבר הגיע למישור ההרדמה הרצוי, נקבע על ידי ירידה בקצב הנשימה ואובדן רפלקס תיקון כאשר התא הוא הטה. כוונן את חוגת ריכוז חומר ההרדמה לפי הצורך.
- ברגע שהחיה איבדה רפלקס ימני והיא מורדמת מספיק, גע ב-Stop Induction.
- אם תרצה, לגעת תא סומק כדי לרוקן את התא של גז הרדמה שיורית.
- פתח את המהדקים המובילים לקונוס האף, וסגור את המהדקים המובילים לתא.
- מגע התחל חרוט האף. ההגדרה 'משקל גוף' קובעת את קצב הזרימה של חרוט האף, אם כי ניתן לכוונן אותו ידנית על-ידי סיבוב חיוג A.
- מיד להתאים את חרוט האף, ולמרכז את החיה על כרית התחממות אינפרא אדום.
- הכנס את חיישן בעלי החיים כגשוש רקטלי.
4. להתחיל אוורור מכני
- צנרור את החיה.
- מעבירים את החיה לשלב הצנרור תוך שמירה על החיה מורדמת.
- השעה את החיה מהחותכים העליונים שלה באמצעות חוט קבוע על שלב הצנרור האנכי (איור 3).
- בעדינות לעקור את הלשון של החיה לצד לדמיין את קנה הנשימה באמצעות האורות המסופקים בערכת הצנרור.
- בזהירות להכניס צינור קנה הנשימה ולאמת את המיקום הנכון על ידי חיבור שלפוחית השתן אוויר קטן לצינור ולבדוק אם הריאות לנפח.
- חברו את הצינור האנדוטרא-צ'לי לצינורות האוורור.
- מגע עצור חרוט האף, ולאחר מכן לגעת התחל מאוורר.
הערה: ההגדרה 'משקל גוף' קובעת באופן אוטומטי את קצב הנשימה הנכון ואת נפחי הגאות והשפל. כדי לבצע אוורור מבוקר לחץ, הגדר את לחץ השראה היעד בין 15-18 ס"מ H2O. בצע התאמות להגדרות ההנשמה לפי הצורך לפי פרוטוקולים כירורגיים.
5. התחל ניטור פיזיולוגי
- הניחו את החיישן על כף הרגל האחורית של החיה(איור 4). אוקסימטר הדופק יתחיל לקרוא HR ו SpO2 באופן אוטומטי. גע בלשונית מסך ההפעלה של Oxi כדי להציג נתוני אוקסימטריה של דופק.
Representative Results
עשרה שבועות, זכר, סוג פראי C57Bl6j עכברים במשקל 25.41 ± 0.8 גרם שימשו למחקר זה. העכברים היו מורדמים ומתוחזקים על חרוט האף או צנררו ונשמרו על מאוורר מכני משולב עם 1.5-2.5% isoflurane בעוד קצב הלב ורווית חמצן היו במעקב. בעלי החיים שוכנו בקבוצה במיקרו-בידוד וסיפקו גישה חופשית לאוכל מכרסמים ומים סטנדרטיים בבקבוק.
דופק ו-SpO2 היו במעקב במהלך התחזוקה באמצעות אוקסימטריית דופק(איור 5, איור 6 ואיור 7,). טמפרטורת הגוף נשמרה ב 36.5-37.5 מעלות צלזיוס באמצעות כרית חימום אינפרא אדום ומנורת חום. בעלי חיים מאווררים קיבלו אספקה רציפה של isoflurane במהלך הליך הצנרור באמצעות דוכן אינטובציה עם חרוט אף משולב. כל עכבר היה מאוורר בהצלחה או מתוחזק על חרוט האף בשיעורי זרימה נמוכים לא יעלה על 141 מ"ל / דקה של אוויר החדר (RA) או חמצן (O2) במשך 15 דקות. קצב הלב ורווית החמצן בדם של בעלי החיים נותרו יציבים עם שינויים משמעותיים מעטים בכל אחת מהקבוצות. SpO2 נשאר בין 82-99% עבור כל הקבוצות, בעוד טמפרטורת הגוף נשמרה בין 36.5-37.5 מעלות צלזיוס. ראינו כי הן המיקום של הדופק-אוקסימטר וטמפרטורת הגוף השפיעו על מדידות SpO2. אם הבחנו בקריאה לא חוקית של אוקסימטר הדופק, התאמנו את מיקום החיישן ורמת החימום כדי לשמור על טמפרטורת גוף הליבה יציבה.
ANOVA דו-כיווני עם תיקון בונפרוני בוצע כדי לקבוע את משמעות הנתונים באיור 5, באיור 6 ובאיור 7. ערך pקטן מ- 0.05 נחשב משמעותי.
איור 1: דיאגרמה של הגדרת צינורות לתחזוקת אינדוקציה הרדמה וחרוט אף. לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה.
איור 2: דיאגרמה של הגדרת צינורות עבור אינדוקציה הרדמה, אינטובציה ואוורור. לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה.
איור 3: עכברים קיבלו אספקה רציפה של isoflurane במהלך הליך הצנרור באמצעות דוכן צנרור עם חרוט אף משולב. לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה.
איור 4: מיקום חיישן אוקסימטר דופק משולב מעל הכף האחורית. לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה.
איור 5: קצב לב ממוצע מעל 15 דקות ± SD עם אוויר לחדר (RA) או 100% חמצן (O2)המועבר דרך חרוט האף או מאוורר דרך צינור קנה הנשימה (n = 5 /group). לא נצפה הבדל משמעותי בין קבוצות. לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה.
איור 6: ערכי דופק (bpm) נרשמו לאחר אינדוקציה הרדמה ראשונית עם מערכת הרדמה זרימה נמוכה. ערכי דופק ממוצעים המחושבים ממרווחי זמן של 30 שניות על פני פרק זמן של 15 דקות. כל נקודת נתונים מייצגת ממוצע ± SD של כל בעלי החיים בכל קבוצה (n = 5). לא נצפו שינויים משמעותיים בקצב הלב במהלך 15 הדקות באף קבוצה. לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה.
איור 7: רמות רוויית החמצן ברקמות (%) לאחר אינדוקציה הרדמה ראשונית עם מערכת הרדמה זרימה נמוכה. ערכי SpO2 ממוצעים המחושבים ממרווחי זמן של 30 שניות על פני פרק זמן של 15 דקות. כל נקודת נתונים מייצגת ממוצע ± SD של כל בעלי החיים בכל קבוצה (n = 5). לא נצפו שינויים משמעותיים ב-SpO2 לאורך 15 הדקות באף קבוצה. לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה.
Discussion
מערכת הרדמה דיגיטלית זו בעלת זרימה נמוכה משלבת מערכות הרדמה, אוורור, התחממות וניטור פיזיולוגי בפיסת ציוד אחת. בנוסף, המערכת מכילה משאבה פנימית, המאפשרת לה למשוך אוויר סביבתי לשימוש כגז נושא, ומבטלת את הצורך במקור של גז דחוס.
בהליך זה, המערכת משמשת כחתיכת ציוד יחידה להחלפת מאדה הרדמה, מאוורר מכני, אוקסימטר דופק וכיתת חימום. הדגמנו בעבר מסירת הרדמה בקצב זרימה של 100 מ"ל / דקה2. הגדרות קצב הזרימה הן קריטיות עבור טכניקת מסירה הרדמה זו, כמו קצב הזרימה שולט ישירות על נפח ההרדמה הנוזלית בשימוש. הדגמנו גם בעבר כיצד שימוש בשיעורי זרימה נמוכים חוסך נוזל הרדמה1,2. כאשר מכשיר אידוי מסורתי מחובר לאוורור מכני, מכשיר האידוי חייב לפעול ברציפות בזמן שמפרצון ההנשמה דגימות מזרם הגז. במקרה של מאדה דיגיטלי עם מאוורר משולב, רק הגז הדרוש להנשמה הוא פלט על ידי מאוורר. פעולה זו מפחיתה את העלויות הכרוכות בנוזל הרדמה, גזי נושא ומסנני פחם.
למרות שיש יתרונות רבים לשימוש באידוי דיגיטלי בזרימה נמוכה, יש גם מגבלות. מערכת זו מתוכננת לפעול בקצב זרימה נמוך אידיאלי עבור מכרסמים ויונקים קטנים אחרים, אך אינה מספקת הרדמה מעל קצבי זרימה של 1000 מ"ל / דקה. לפיכך, מערכת מסוימת זו מתאימה רק למינים קטנים של בעלי חיים. אוקסימטר הדופק המשולב כולל חיישן לשימוש כפות רגליים בלבד. החיישן אינו מומלץ לשימוש על הזנב, אשר עשוי להיות מגבלה עבור הליכים כירורגיים מסוימים. יתר על כן, בעוד קצב הנשימה ניתן לפקח באמצעות מערכת זו באמצעות חיישן הכפות, זה יכול להיות קשה להשיג הקלטות נשימתיות עקביות על פני תקופה ארוכה של זמן. לבסוף, שלא כמו מאדה מסורתי, מערכת דיגיטלית זו דורשת חשמל. סוללות זמינות לשימוש במקרים שבהם חשמל אינו זמין או במקרה של הפסקת חשמל, ויכול להפעיל את המערכת באמצעות מספר שעות של שימוש.
התקנה ופרוטוקול אלה מדגימים שימוש בטוח ויעיל במערכת הרדמה דיגיטלית בזרימה נמוכה עם מכונות הנשמה משולבות ומודולי ניטור פיזיולוגיים. התקנה זו תהיה שימושית עבור כל מעבדות עם חללי ספסל מוגבלים, או כאשר זה לא ריאלי לאכסן חתיכות מרובות של ציוד צינורות ליד שדה כירורגי. ישנם יתרונות רבים למערכת All-in-One, כולל חיסול מיכלי גז דחוסים וציוד ניטור פיזיולוגי נפרד. בסך הכל, מערכת משולבת זו יכולה להיחשב על ידי קבוצות שבהן השימוש באידוי מסורתי אינו אידיאלי.
Disclosures
פרויקט זה נתמך בציוד ובמימון של התאגיד המדעי קנט. המחברים קריסטה Bigiarelli ודייב FitzMiller הם עובדים של קנט מדעי תאגיד המייצרת ציוד המשמש במאמר זה. פרסום גישה פתוחה של מאמר זה ממומן על ידי התאגיד המדעי קנט.
Acknowledgments
למחברים אין אישורים.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Intubation Kit | Kent Scientific Corporation | ETM-MSE | Includes intubation stage, intubation tube, LED light |
| Isoflurane Liquid Inhalation 99.9% | Henry Schein, Inc. | 1182097 | Glass bottle 250mL |
| MouseSTAT Pulse Oximeter | Kent Scientific Corporation | SS-03 | Integrated into SomnoSuite |
| Oxygen Tank | Indiana Oxygen Company | 23-160246 | Medical Grade O2 99% |
| RoVent Automatic Ventilator | Kent Scientific Corporation | SS-04 | Integrated into SomnoSuite |
| SomnoSuite Low Flow Digital Anesthesia System | Kent Scientific Corporation | SS-01 | Includes RightTemp Homeothermic Warming control, pad, and temperature sensors |
| SomnoSuite Mouse Starter Kit | Kent Scientific Corporation | SOMNO-MSEKIT | Includes nose cone, syringes, induction chamber, and charcoal canister |
References
- El-Attar, A. M. Guided isoflurane injection in a totally closed circuit. Anaesthesia. 46 (12), 1059-1063 (1991).
- Lockwood, G., Chakrabarti, M. K., Whitwam, J. G. A computer-controller closed anaesthetic breathing system. Anaesthesia. 48 (8), 690-693 (1993).
- Lowe, H. J., Cupic, M.
- Walker, T. J., Chackrabarti, M. K., Lockwood, G. G.
- Weingarten, M., Lowe, H. J. A new circuit injection technic for syringe-measured administration of methoxyflurane: a new dimension in anesthesia. Anesthesia & Analgesia. 52 (4), 634-642 (1973).
- Enlund, M., Wiklund, L., Lambert, H. A new device to reduce the consumption of a halogenated anaesthetic agent. Anaesthesia. 56 (5), 429-432 (2001).
- Kelly, J. M., Kong, K. L. Accuracy of ten isoflurane vaporisers in current clinical use. Anaesthesia. 66 (8), 682-688 (2011).
- Matsuda, Y., et al. NARCOBIT - A newly developed inhalational anesthesia system for mice. Experimental Animals. 56 (2), 131-137 (2007).
- Soro, M., et al. The accuracy of the anesthetic conserving device (Anaconda) as an alternative to the classical vaporizer in anesthesia. Anesthesia & Analgesia. 111 (5), 1176-1179 (2010).
- Ward, C. S. Physical principles and maintenance. Anaesthetic equipment. , W. B. Saunders. London. (1985).
- Ambrisko, T. D., Klide, A. M. Evaluation of isoflurane and Sevoflurane vaporizers over a wide range of oxygen flow rates. American Journal of Veterinary Research. 67 (6), 936-940 (2006).
- Damen, F. W., Adelsperger, A. R., Wilson, K. E., Goergen, C. J. Comparison of traditional and integrated digital anesthetic vaporizers. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 54 (6), 756-762 (2015).
- Adelsperger, A. R., Bigiarelli-Nogas, K. J., Toore, I., Goergen, C. J. Use of a Low-flow Digital Anesthesia System for Mice and Rats. Journal of Visualized Experiments. (115), e54436 (2016).
- Flecknell, P. Laboratory animal anaesthesia. , Academic Press, Elsevier. London, UK. (2009).
- Mapleson, W. W. The elimination of rebreathing in various semiclosed anaesthetic systems. British Journal of Anaesthesia. 26 (5), 323-332 (1954).
- Chakravarti, S., Basu, S.
- Mullin, L., et al. Effect of anesthesia carrier gas on in vivo circulation times of ultrasound microbubble contrast agents in rats. Contrast Media & Molecular Imaging. 6 (3), 126-131 (2011).
- Flores, J. E., et al. The effects of anesthetic agent and carrier gas on blood glucose and tissue uptake in mice undergoing dynamic FDG-PET imaging: sevoflurane and isoflurane compared in air and in oxygen. Molecular Imaging and Biology. 10 (4), 192 (2008).
- Carroll, G. Small Animal Anesthesia and Analgesia. , Blackwell Publishing. Ames, IO. (2008).
- Thomas, J., Lerche, P. Anesthesia and Analgesia for Veterinary Technicians, 4th ed. 335, Mosby. St. Louis, MI. (2011).
- McKelvey, D. H. Veterinary Anesthesia and Analgesia. , Mosby. St. Louis, MI. (2003).
- Tranquilli, W. J., Thurmon, J. C., Grimm, K. A. Lumb and Jones' veterinary anesthesia and analgesia. , John Wiley & Sons. Hoboken, NJ. 23-86 (2013).
- Matsuda, Y., et al. Comparison of newly developed inhalation anesthesia system and intraperitoneal anesthesia on the hemodynamic state in mice. Biological and Pharmaceutical Bulletin. 30 (9), 1716-1720 (2007).
- Garber, J., et al. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. 8th edn. , The National Academic Press. Washington DC. (2011).
- Zarndt, B. S., et al. Use of a far-infrared active warming device in Guinea pigs (Cavia porcellus). Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 54 (6), 779-782 (2015).
- Wolforth, J., Dyson, M. C. Flushing induction chambers used for rodent anesthesia to reduce waste anesthetic gas. Lab Animal. 40 (3), 76-83 (2011).
